Summary
Burada, farelerde klinik olarak ilgili ancak teknik olarak zorlayıcı bir cerrahi prosedür olan intraportal adacık transplantasyonunun başarılı bir şekilde gerçekleştirilmesi için rafine cerrahi prosedürler sunulmaktadır.
Abstract
Karaciğer günümüzde klinik ortamlarda insan adacıkları için birincil transplantasyon alanı olarak kabul edilmekle birlikte, çoğu kemirgen preklinik adacık transplantasyonu çalışmasında adacıklar böbrek kapsülü altında nakledilmektedir. Bu model yaygın olarak kullanılır, çünkü murin intrahepatik adacık transplantasyonu teknik olarak zordur ve farelerin yüksek bir yüzdesi cerrahi komplikasyonlardan, özellikle de nakil sonrası enjeksiyon bölgesinden kanamadan ölebilir. Bu çalışmada, infüzyon sonrası portal ven kanaması insidansını en aza indirgeyebilecek iki prosedür gösterilmiştir. İlk yöntem, enjeksiyon bölgesine emilebilir hemostatik jelatin sünger uygular ve ikinci yöntem, adacık enjeksiyon iğnesinin önce yağ dokusundan sonra da kanamayı durdurmak için fiziksel bir bariyer olarak yağ dokusunu kullanarak portal venin içine nüfuz etmesini içerir. Her iki yöntem de kanamaya bağlı fare ölümünü etkili bir şekilde önleyebilir. Adacık dağılımını gösteren tüm karaciğer kesiti ve intrahepatik adacık transplantasyonu için tipik bir özellik olan transplantasyon sonrası adacık trombozu bulguları sunuldu. Bu geliştirilmiş protokoller, intrahepatik adacık transplantasyon prosedürlerini hassaslaştırır ve laboratuvarların adacık sağkalımını incelemek ve klinik öncesi ortamlarda işlev görmek için prosedürü oluşturmasına yardımcı olabilir.
Introduction
Portal ven yoluyla intraportal adacık transplantasyonu (IIT), klinik ortamlarda insan adacık transplantasyonu için en sık kullanılan yöntemdir. Fare IIT modeli, adacık transplantasyonunu incelemek ve adacık transplantasyonunun etkinliğini artırabilecek umut verici girişimsel yaklaşımları test etmek için harika bir fırsat sunmaktadır1. IIT ilk olarak 1970'lerde tanımlanmış ve birkaç grup tarafından kullanılmıştır1,2,3,4,5. 20006 yılında insan adacık transplantasyonundaki atılımdan sonra popülerliğini yeniden kazanmıştır,7. Bununla birlikte, çoğu adacık nakli çalışması, kolay başarısı nedeniyle böbrek kapsülünü deneysel adacık nakli için tercih edilen bir yer olarak kullanmıştır. Aksine, IIT teknik olarak daha zordur ve adacık nakli çalışmalarında daha az sıklıkla kullanılmaktadır8,9. Bununla birlikte, IIT'den farklı olarak, böbrek kapsülü altına nakledilen adacıklar, tromboz, inflamasyon ve hepatik doku iskemisi ile karakterize acil kan aracılı enflamatuar reaksiyondan muzdarip değildir ve bu nedenle karaciğere nakledilen adacıklardan daha iyi bir işleve sahiptir. Bu nedenle böbrek kapsül modeli, insan adacık naklinde adacıkların karşılaştığı stresleri tam olarak taklit edemeyebilir10,11,12.
IIT'nin farelerdeki en önemli komplikasyonlarından biri, transplantasyon sonrası enjeksiyon bölgesinden kanamadır ve bu da farklı fare suşları arasında mortalitenin %10-30'una neden olabilir12. Bu yazıda, IIT sonrası kanamayı daha hızlı ve güvenli bir şekilde durdurmak ve fare mortalitesini azaltmak için iki rafine yaklaşım geliştirilmiştir. Bu rafine detayların görsel olarak gösterilmesi, araştırmacıların bu teknik olarak zorlu prosedürün temel adımlarını belirlemelerine yardımcı olacaktır. Ayrıca adacık greftlerinin alıcının karaciğerindeki yeri, nakledilen adacıkları taşıyan Hematoksilin ve Eozin (H&E) boyalı karaciğer dokusunun (tüm kesit) histolojik incelemesi ile belirlendi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm prosedürler, Güney Carolina Tıp Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitelerinin ve Charleston'daki Ralph H Johnson Tıp Merkezi'nin onayı ile gerçekleştirildi.
1. Streptozotosin (STZ) kullanarak diyabet indüksiyonu
- Alıcı farelerin hazırlanması:
- Tüm fareleri ayrı ayrı tartın.
- Bir glukometre kullanarak kuyruk damarı kan örneğinden kan şekeri seviyelerini kontrol edin.
- Üç farklı senaryo için STZ doz belirleme:
- Yağlı karaciğer hastalığı olan fareler için, art arda 5 gün boyunca bir doz STZ [40 mg / kg / gün, intraperitoneal (i.p.) enjeksiyon] enjekte edin.
- NOD-SCID fareleri için 125 mg / kg STZ, tek enjeksiyon, yani gece boyunca aç kaldıktan sonra enjekte edin.
- C57BL/6 fareler için 225 mg/kg STZ, tek enjeksiyon, yani enjekte edilir.
- STZ (13.5 mg/mL) için hesaplamalar:
NOT: Bu hesaplama, vücut ağırlıkları 30 g olan beş C57BL/6 fare içindir:- Toplam vücut ağırlığı: 5 fare x 30 g/fare = 150g
- STZ gerekli: 150 g x 225 mg/1000g STZ = 33.75 mg
- STZ hazırlığı:
- Önceden hesaplanan dozu takiben STZ'yi tartın.
- Tartılan STZ tozunu buz üzerinde 10 mL'lik bir beherin içine aktarın.
- STZ'yi çözmek için beherine 3 mL sodyum sitrat çözeltisi ekleyin.
- İyice karıştırın, 0.22-μm'lik bir gözenekten sterilize edin ve STZ çözeltisini hazırlıktan sonraki 10 dakika içinde kullanın.
- STZ enjeksiyonu:
- İstenilen miktarda STZ çözeltisini (bir fare için yeterli) 1 mL şırıngaya yükleyin.
- Fare karnının sağ alt çeyreğinde intraperitoneal enjeksiyon yapın.
- Enjeksiyondan sonra 5 dakika boyunca fareleri gözlemleyin ve kafeslere geri koymadan önce bu süre zarfında herhangi bir rahatsızlık belirtisi olup olmadığını kontrol edin.
- STZ enjeksiyonundan sonra günlük bir glukometre kullanarak kuyruk damarı kan örneğinden kan şekeri seviyesini izleyin.
NOT: Bu deneyde, açlık yapmayan kan şekeri art arda iki gün boyunca 350 mg / dL'> edildiğinde fareler diyabetik olarak kabul edilir.
2. Adacık hazırlama
NOT: İnsan adacıkları, CMRL-1066 ortamında, 100 mm hücre kültürü kabı başına 10.000 adacık eşdeğer sayısı (IEQ) yoğunluğunda% 10 fetal sığır serumu (FBS) ve% 1 penisilin / streptomisin (P / S) ile desteklenerek kültürlenmiştir9. DMEM'de fare adacıkları %10 FBS ve %1 P/S ile aynı yoğunlukta kültüre alındı13. Ticari kaynaklardan 6-10 haftalık yaşlar arasındaki erkek NOD-SCID ve C57BL/7 fareler elde edildi.
- Kültürlü adacıkları hücre kültürü kabından nazik tırmalayarak ayırın.
- 1cc'lik bir şırınga kullanarak istenen sayıda adacığı (örneğin, 300-350 adacık) elle seçin ve bunları buz üzerinde steril 1,5 mL mikrosantrifüj tüplerine koyun.
- Mikrosantrifüjü kullanarak tüpü 10 saniye boyunca döndürün.
- Peleti kaybetmemek için biraz sıvı bırakarak süpernatanı çıkarın.
- Peletin 200 μL HBSS'de %0.5 sığır serum albümini (BSA) ile yeniden askıya alın.
- Yeniden askıya alınan adacıkları 0,5 mL'lik bir insülin şırıngasına aspire edin.
- Şırıngayı dik konuma getirin. Adacıkların 1 dakika boyunca batmasına izin verin.
- Tüm kabarcıkları çıkarmak için şırıngayı itin, yaklaşık 100-150 μL sıvı içeren adacıklar bırakın.
- Şırıngayı baş aşağı yerleştirin ve adacıkların sıvı boyunca eşit olarak dağılmasına izin vermek için şırınganın yan tarafına hafifçe dokunun. Adacıklar artık enjeksiyon için hazır.
3. Adacık nakli
- Fareyi genel anestezi altında% 2 izofluran ile indükleyin ve koruyun. Hayvanın uygun şekilde anestezi altına alınmasını sağlamak için pedal reflekslerinin eksikliğini kontrol edin.
- Farenin karın bölgesindeki kürkü tıraş edin ve çıkarın.
- Ameliyat öncesi tek bir Buprenorfin dozu uygulayın (0.1 mg / kg i.p.).
- Cerrahi alanı% 2 iyot ve% 75 alkolden oluşan üç alternatif mendil ile dezenfekte edin.
- 1-1.5 cm'lik bir kesi oluşturmak için mikro makasla bir laparotomi yapın.
- Peritoneal boşluğu bir retraktörle açın. Aşağıda ayrıntılı olarak açıklandığı gibi A veya B yöntemini izleyin.
4. Yöntem A: (jel köpük ile kanamayı durdurun, Şekil 1A)14,15,16
- Fare hazırlığı
- Kesinin etrafına steril bir gazlı bez yerleştirin.
- Forseps kullanarak bağırsağı yavaşça dışarı çekin ve gazlı bez üzerinde tutun.
- Portal damarını konumuna göre tanımlayın ve iyi bir şekilde ortaya çıkarın.
- Tüm ameliyat boyunca bağırsağı ılık bir salin-ıslak gazlı bezle örtün.
- Adacık önceden yüklenmiş insülin şırınga iğnesini duodenumun yakınındaki portal damardan geçirin (Şekil 1B). Bunu yapmak için, iğneyi delik (konik) aşağı bakacak şekilde tutun ve duvardan geçmeden önce açılış yüzeyinin açısını portal damar duvarına paralel olarak konumlandırın.
- Önce adacıkları karıştırmak için şırıngaya biraz kan (20-50 μL) çekmek için pistonu çekin.
- Dalmayı tekrar tekrar çekip iterken adacıkları portal damara yavaşça aşılayın.
- Enjeksiyon bölgesini örtmek için bir parça jel köpük (yaklaşık 0,5 cm x 0,5 cm boyutlarında) yerleştirin.
- İğneyi portal damardan çekerken jel köpüğü pamuklu bir uçla bastırın.
- Aktif kanama olmadığını doğrulamak için jele yaklaşık 2 dakika basmaya devam edin.
- Jel köpüğün portal damarı iyi kapladığından emin olmak için pamuk ucunu jel köpüğün üzerine ve uzağına yuvarlayın.
5. Yöntem B: (yağ yastığı ile kanamayı durdurun, Şekil 1C)17
- Portal damarını iyice ortaya çıkarın.
- Açıkta kalan portal damarı hem sol hem de sağ taraftan tutmak için iki pamuk ucu kullanın.
- Duodenum ve portal ven arasındaki yağ dokusu yastığını tanımlayın.
- İğneyi portal damara sokmadan önce yağ yastığına nüfuz edin (Şekil 1D).
- Yukarıda Yöntem A'nın 4.2.1 ve 4.2.2 bölümlerinde açıklanan benzer prosedürü izleyerek adacıkları demleyin.
- Pamuklu bir uçla yağa bastırırken iğneyi çekin.
- İğneyi çıkardıktan sonra yağ yastığına 1 dakika basmaya devam edin.
- Portal damardan kanama olmadığını doğruladıktan sonra, bağırsağı yavaşça orijinal pozisyonunda periton boşluğuna geri döndürün.
- Kapatmadan önce karın boşluğunda 0,5 mL ılık salin (36-37 ° C) bırakın.
NOT: Sıcak salin, ameliyat sonrası bağırsak hareketini ve iyileşmesini kolaylaştırır ve bağırsak nekrozunu önler. - Kas tabakasını 5-0 dikişle kapatın.
- Cilt tabakasını 4-0 dikişle kapatın.
- Fareyi anesteziden tamamen kurtulana kadar bir ısıtma yastığı üzerinde temiz bir kafese yerleştirin.
- Her 12 saatte bir analjezik (örneğin, buprenorfin 0.1 mg / kg i.p.) ve ameliyat sonrası 48 saat boyunca ek ısı sağlamaya devam edin.
NOT: Adacık nakli işleminin tamamlanması yaklaşık 15-20 dakika sürmektedir.
6. H&E boyama ve tüm karaciğer bölümünün fotoğrafı
- Karaciğer perfüzyonu
- Fareyi yukarıda bölüm 3.1'de açıklandığı gibi anestezi altına alın.
- Portal damarı dikkatlice ortaya çıkarın ve inferior vena kavayı kesin.
- Portal ven yoluyla 20 mL% 10 paraformaldehit kullanarak karaciğeri yaklaşık 5 dakika boyunca 25G iğneli 20 mL'lik bir şırınga kullanarak manuel olarak perfüze edin18.
NOT: Karaciğer perfüzyonu, karaciğer dokusundan kanı çıkarabilir ve adacık greftlerini rahatsız etmeden karaciğer fiksasyonunu iyileştirebilir. - Perfüze edilmiş tüm karaciğeri diğer organlardan disseke edin.
- Perfüze karaciğer dokusunu 24 saat boyunca% 10 paraformaldehit içinde sabitleyin.
- Dokuyu parafine gömün.
- Her biri 5 μm kalınlığında doku kesitlerini kesin ve boyama için cam bir slayta koyun.
- Standart yöntemleri kullanarak H&E, insülin, fibrin ve polimorfonükleer nötrofil (PMN) boyama işlemini gerçekleştirin15,16.
- Tüm karaciğer bölümünü mikroskop altında tarayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Portal ven üzerinden sinjenik ve ksenojenik adacık nakilleri gerçekleştirdik. Her iki adacık transplantasyon modelinde de adacık greft fonksiyonu doza bağımlı olarak gözlendi. C57BL / 6 fareleri kullanan sinjenik adacık transplantasyonu modelinde, 250 adacığın transplantasyonu, fareler hiperglisemiye dönmeden önce geçici normoglikemiye yol açtı. 500 adacık alan fareler, transplantasyondan sonraki 30 günden fazla normoglisemine ulaştı ve korudu (Şekil 2A). Her iki gruptaki fareler vücut ağırlıklarının arttığını gösterdi (Şekil 2B).
Benzer şekilde, insan adacıklarından diyabetik NOD-SCID fare adacığı transplantasyonu modelinde, 45, 85 veya 140 IEQ / kg vücut ağırlığı nakledildiğinde adacık grefti fonksiyonu karşılaştırılmıştır. Normoglisemi, 45 IEQ / g (~ 225-275 adacık / fare) insan adacığı nakledildiğinde elde edilememiştir. Adacık sayısı 85 IEQ/g'ye (~ 400-450 adacık/fare) yükseldiğinde, transplantasyon sonrası 60. günde alıcıların %35.7'sinde (10/28) normoglisemi (p =0.02'ye karşı 45 IEQ/g grubu) saptandı. Ayrıca, 140 IEQ/g (~ 600-650 adacık/fare) insan adacığı alan alıcıların %83,3'ü (5/6) normoglisemine ulaşmıştır (Şekil 2C). Ek olarak, kanaması olan farelerin çoğunluğu ameliyattan sonra ölürken, kanaması olmayan fareler hayatta kalmıştır (Şekil 2D).
NOD-SCID alıcılarına yeterince insan adacığı aşılandıktan sonra, kan şekeri seviyeleri transplantasyon sonrası erken aşamada iyi kontrol edilebilir ve çalışmanın sonuna kadar iyi korunabilir. Aşılanmış adacıklar H&E ve insülin boyama ile kolayca tanımlanabilir. Transplantasyondan sonraki 28 günde, nakledilen insan adacıkları tüm karaciğere, çoğunlukla bir kan damarının etrafına / yakınına eşit olarak dağıtıldı (Şekil 3).
İntrahepatik model, insan adacık transplantasyonunda görüldüğü gibi anlık kan aracılı inflamatuar reaksiyonu göstermek için kullanıldı. Doku bölümümüzde insülin ekspresyonunu ve nakledilen adacıklarda fibrin ve Polimorfonükleer lökosit infiltrasyonunun varlığını gözlemledik (Şekil 4A-D).
Şekil 1: İntrahepatik adacık transplantasyon prosedürlerinin gösterimi. (A, C). Yöntem A ve Yöntem B'de kullanılan anahtar adımların şemaları (B, D). Adacıklar doğrudan portal ven (C) veya dolaylı olarak yağ patı (D) yoluyla enjekte edildi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Portal içi adacık transplantasyonunun temsili sonuçları. (A, B). Sinjenik fare adacığı intraportal transplantasyonu. C57BL / 6 farelerinden pankreas adacıkları (250 veya 500), STZ tarafından diyabetik hale getirilen erkek C57BL / 6 farelere nakledildi. (A) Seri kan şekeri düzeyleri ölçüldü. Normoglisemi, ardışık <2 gün boyunca glukoz düzeylerinin >200 mg/dL olması olarak tanımlandı. (B) Adacık nakli sonrası alıcıların vücut ağırlığında artış gözlenmiştir. (C) 45 IEQ / g (n = 7), 85 IEQ / g (n = 28) ve 140 IEQ / g'de (n = 6) farklı sayıda insan adacığı alan farelerde normoglisemiye ulaşan diyabetik NOD-SCID farelerinin yüzdesi. (D) Kanamalı ve kanamayan farelerde IIT sonrası sağkalım yüzdesi (her biri n=14). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Transplantasyondan sonraki 28 gün içinde NOD-SCID karaciğerinin insan adacık grefti taşıyan karaciğer kesitlerinin H&E boyaması. Adacıklar siyah dairelerle işaretlenmiştir. Her dairenin çapı, her adacığın boyutuna pozitif olarak karşılık gelir. Ölçek çubuğu = tüm karaciğer bölümünde 1.000 μm ve iç kısımda 100 μm. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: İntraportal transplantasyondan 6 saat sonra karaciğerde intraportal nakledilen fare adacıklarının temsili histolojik resimleri . (A) H&E, (B) insülin (kırmızı) (C) Fibrin ve (D) PMN lekeleri. Ölçek çubuğu = 100 μm. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu çalışmada, fare IIT sırasında kanamayı önleyebilen ve fare mortalitesini azaltabilen iki gelişmiş prosedür gösterilmiştir. Bu çalışma, araştırmacıların transplantasyon sonrası anlık kan aracılı enflamatuar yanıtı incelemede benzersiz olan adacık transplantasyon modelini görselleştirmelerini sağlar. IIT modeli, adacık transplantasyonuna yanıt olarak adacık hücresi sağkalımı ve hepatik iskemik yaralanmaları incelemek için ayırt edici bir modeldir19. Burada, önceki çalışmalara dayanarak prosedürü rafine ettik ve erken komplikasyona bağlı fare mortalitesini azalttık. Hem yöntem A14,15,16 hem de yöntem B8,9 birçok çalışmada kullanılmıştır. Tüm karaciğer arasında dağılmış adacıkların ve transplantasyondan hemen sonra greftte tipik olarak IIT ile ilişkili nötrofil infiltrasyonu ve trombozun belirgin olduğunu gösterdik.
Fare hepatik adacık transplantasyonunda birkaç önemli adım vardır. Hem insan hem de fare adacıkları 200 μm boyutuna kadar çıkabildiğinden, adacık ürünlerinin sorunsuz akışını sağlamak için nakil için en az 27G'lik bir iğne boyutu kullanılmalıdır. Bununla birlikte, bu, portal damarda, iğnenin çıkarılmasından sonra kanamaya neden olabilecek büyük bir delik oluşturacaktır. Adacıkları doğru açıyla enjekte ederek ve enjeksiyon bölgesini bloke etmek için bir diş süngeri kullanarak veya yağ dokusundan enjeksiyon yaparak, kanama şansı en aza indirilebilir ve fareler transplantasyondan sonra daha yüksek hayatta kalma oranlarına sahiptir. Bu adımlar aynı zamanda bu prosedürü uygularken portal ven kan akışının tıkanmasından kaynaklanan karaciğer sıcak iskemi-reperfüzyon yaralanmalarını önlemeye yardımcı olabilir19. Ayrıca, ameliyat sonrası fare mortalitesine katkıda bulunabilecek karaciğer ve bağırsaklardaki hasarları da azaltabilirler.
Fare intrahepatik adacık transplantasyon modelinin, insan adacık transplantasyonu ortamına kıyasla bazı sınırlamaları da vardır. İlk olarak, adacık infüzyonu sırasında klinik ortamlarda yaptığımız gibi fare portal ven basıncını izleyemiyoruz. İkincisi, farelere nakledilebilecek hacim, bir insana nakledilen yüksek miktarda adacık ürününü yansıtmayabilir. Bu nedenle, trombozun derecesi farklı olabilir. Üçüncü olarak, transplantasyondan sonra fare adacık greftleri, farelere insülin verilmeyeceği için geçici olarak hiperglisemik bir ortama maruz kalırken, insanlarda20, nakledilen adacıkların stresini azaltmak için peri-transplantasyon döneminde insülin verilecektir20. Bununla birlikte, intrahepatik adacık modeli, insan adacık transplantasyonunu incelemek için kullanılabilecek benzersiz bir klinik öncesi model sunmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Tüm yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.
Acknowledgments
Bu çalışma, Gazi İşleri Bakanlığı (VA-ORD BLR & D Merit I01BX004536) ve Ulusal Sağlık Enstitüsü HW'ye # 1R01DK105183, DK120394, DK118529 hibeleri tarafından desteklenmiştir. Dil düzenlemesi için Bay Michael Lee ve Bayan Lindsay Swaby'ye teşekkür ederiz.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
