Summary
Здесь мы представляем усовершенствованные хирургические процедуры по успешному выполнению внутрипортальной трансплантации островков, клинически значимой, но технически сложной хирургической процедуры, у мышей.
Abstract
Хотя печень в настоящее время считается основным местом трансплантации островков человека в клинических условиях, островки пересаживаются под капсулу почки в большинстве доклинических исследований трансплантации островков грызунов. Эта модель обычно используется, потому что трансплантация внутрипеченочных островков мышей технически сложна, и высокий процент мышей может умереть от хирургических осложнений, особенно кровотечения из места инъекции после трансплантации. В этом исследовании демонстрируются две процедуры, которые могут свести к минимуму частоту постинфузионного портального венозного кровотечения. Первый метод применяет рассасывающуюся гемостатическую желатиновую губку к месту инъекции, а второй метод включает в себя проникновение иглы для инъекции островка сначала через жировую ткань, а затем в воротную вену, используя жировую ткань в качестве физического барьера для остановки кровотечения. Оба метода могут эффективно предотвратить смерть мыши, вызванную кровотечением. Был представлен весь участок печени, показывающий распределение островков и доказательства тромбоза островков после трансплантации, типичной особенности для внутрипеченочной трансплантации островков. Эти улучшенные протоколы совершенствуют процедуры внутрипеченочной трансплантации островков и могут помочь лабораториям установить процедуру для изучения выживаемости и функции островков в доклинических условиях.
Introduction
Внутрипортальная трансплантация островков (ИИТ) через воротную вену является наиболее часто используемым методом трансплантации островков человека в клинических условиях. Мышиная модель ИИТ предлагает прекрасную возможность изучить трансплантацию островков и протестировать перспективные интервенционные подходы, которые могут повысить эффективность трансплантации островков1. ИИТ был впервые описан в 1970-х годах и использовался несколькими группами1,2,3,4,5. Он вновь обрел популярность после прорыва в трансплантации островков человека в 20006 году7. Тем не менее, большинство исследований по пересадке островков использовали капсулу почки в качестве предпочтительного места для экспериментальной трансплантации островков из-за ее легкого успеха. Напротив, ИИТ является более технически сложным и реже используется для исследований трансплантации островков8,9. Однако, в отличие от ИИТ, островки, пересаженные под почечную капсулу, не страдают от немедленной опосредованной кровью воспалительной реакции, характеризующейся тромбозом, воспалением и ишемией печеночной ткани, и, таким образом, имеют лучшую функцию, чем островки, пересаженные в печень. Таким образом, модель капсулы почки может не полностью имитировать стрессы, с которыми сталкиваются островки при трансплантации островков человека10,11,12.
Одним из основных осложнений ИИТ у мышей является кровотечение из места инъекции после трансплантации, которое может вызвать 10-30% смертности среди различных штаммов мышей12. В этой статье были разработаны два усовершенствованных подхода для более быстрой и безопасной остановки кровотечения и снижения смертности мышей после ИИТ. Визуальная демонстрация этих уточненных деталей поможет исследователям определить ключевые этапы этой технически сложной процедуры. Кроме того, расположение островковых трансплантатов в печени реципиента было определено гистологическим исследованием окрашенной гематоксилином и эозином (H&E) ткани печени (целый срез), несущей трансплантированные островки.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры были проведены с одобрения институциональных комитетов по уходу за животными и их использованию в Медицинском университете Южной Каролины и Медицинском центре Ральфа Х. Джонсона в Чарльстоне.
1. Индукция диабета с использованием стрептозотоцина (СТЗ)
- Препарат для мышей-реципиентов:
- Взвешивайте всех мышей по отдельности.
- Проверьте уровень глюкозы в крови из образца крови хвостовой вены с помощью глюкометра.
- Определение дозы СТЗ для трех различных сценариев:
- Мышам с жировой болезнью печени вводят одну дозу СТЗ [40 мг/кг/сут, внутрибрюшинная (в.п.) инъекция] в течение 5 дней подряд.
- Для мышей NOD-SCID вводят 125 мг/кг STZ, однократную инъекцию, т.п. после ночного голодания.
- Для мышей C57BL/6 вводят 225 мг/кг СТЗ, однократная инъекция, т.п.
- Расчеты для СТЗ (13,5 мг/мл):
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот расчет предназначен для пяти мышей C57BL/6 с массой тела 30 г:- Общая масса тела: 5 мышей x 30 г/мышь = 150 г
- Требуется STZ: 150 г x 225 мг/1000 г STZ = 33,75 мг
- Подготовка к СТЗ:
- Взвесьте СТЗ после заранее рассчитанной дозы.
- Переложите взвешенный порошок STZ в стакан емкостью 10 мл на льду.
- Добавьте 3 мл раствора цитрата натрия в стакан для растворения СТЗ.
- Хорошо перемешать, процедить стерилизовать через поры 0,22 мкм и использовать раствор СТЗ в течение 10 мин после приготовления.
- СТЗ инъекции:
- Загрузите нужное количество раствора STZ (достаточное для одной мыши) в шприц объемом 1 мл.
- Выполняют внутрибрюшинную инъекцию в нижний правый квадрант живота мыши.
- Понаблюдайте за мышами в течение 5 минут после инъекции и проверьте наличие признаков дискомфорта в течение этого периода времени, прежде чем помещать их обратно в клетки.
- Контролируйте уровень глюкозы в крови из образца крови хвостовой вены с помощью глюкометра ежедневно после инъекции STZ.
ПРИМЕЧАНИЕ: В этом эксперименте мыши считаются диабетиками, когда уровень глюкозы в крови без голодания составляет > 350 мг / дл в течение двух дней подряд.
2. Подготовка островков
ПРИМЕЧАНИЕ: Человеческие островки культивировали в среде CMRL-1066, дополненной 10% фетальной бычьей сывороткой (FBS) и 1% пенициллином/стрептомицином (P/S) при плотности 10 000 островковых эквивалентов (IEQ) на 100 мм чашку для культивирования клеток9. Мышиные островки культивировали в DMEM с 10% FBS и 1% P/S с одинаковой плотностью13. Самцы мышей NOD-SCID и C57BL/7 в возрасте 6-10 недель были получены из коммерческих источников.
- Отделите культивируемые островки от чашки для клеточной культуры путем мягкого расчесывания.
- Вручную выберите желаемое количество островков (например, 300-350 островков) с помощью шприца объемом 1 куб. см и поместите их в стерильные микроцентрифужные трубки объемом 1,5 мл на льду.
- Вращайте трубку в течение 10 секунд с помощью микроцентрифуги.
- Удалите супернатант, оставив немного жидкости, чтобы избежать потери гранулы.
- Повторно суспендировать гранулы в 200 мкл HBSS с 0,5% бычьим сывороточным альбумином (BSA).
- Аспирировать повторно суспендированные островки в инсулиновый шприц объемом 0,5 мл.
- Поместите шприц в вертикальное положение. Дайте островкам опуститься вниз на 1 мин.
- Надавите на шприц, чтобы удалить все пузырьки, оставив около 100-150 мкл жидкости, содержащей островки.
- Положите головку шприца вниз и осторожно постучите по боковой стороне шприца, чтобы островки равномерно распределились по всей жидкости. Островки теперь готовы к инъекции.
3. Трансплантация островков
- Индуцировать и поддерживать мышь под общим наркозом с 2% изофлураном. Проверьте на отсутствие педальных рефлексов, чтобы обеспечить надлежащую анестезию животного.
- Сбрить и удалить шерсть в области брюшка мыши.
- Вводят однократную предоперационную дозу Бупренорфина (0,1 мг/кг в.п.).
- Продезинфицируйте хирургическую область тремя чередующимися салфетками 2% йода и 75% спирта.
- Выполните лапаротомию микроножами для создания разреза 1-1,5 см.
- Откройте брюшинную полость с помощью втягивающего устройства. Затем используйте либо метод A, либо метод B, как описано ниже.
4. Метод А: (остановить кровотечение с помощью гелевой пены, рисунок 1А)14,15,16
- Подготовка мыши
- Поместите стерильную марлю вокруг разреза.
- Аккуратно вытяните кишечник с помощью щипцов и держите его на марле.
- Определите вену портала по ее расположению и хорошо ее обнажите.
- Накрывайте кишечник теплой солено-влажной марлей в течение всей операции.
- Ввести островок предварительно загруженной инсулиновой шприцевой иглой через воротную вену возле двенадцатиперстной кишки (рисунок 1В). Для этого держите иглу с отверстием (скосом) лицом вниз и расположите угол поверхности отверстия параллельно стенке воротной жилы, прежде чем проникать через стену.
- Потяните поршень, чтобы втянуть немного крови (20-50 мкл) в шприц, чтобы сначала перемешать островки.
- Медленно вливайте островки в воротную вену, многократно вытягивая и толкая погружение.
- Поместите кусочек гелевой пены (размером около 0,5 см х 0,5 см), чтобы покрыть место инъекции.
- Прижмите гелевую пену ватным наконечником, вытащив иглу из воротной вены.
- Продолжайте нажимать на гель в течение примерно 2 минут, чтобы подтвердить, что нет активного кровотечения.
- Опрокидывайте хлопчатобумажный опрокидывание над и подальше от гелевой пены, чтобы убедиться, что гелевая пена хорошо покрывает воротную вену.
5. Метод Б: (остановить кровотечение с помощью жировой прокладки, рисунок 1С)17
- Тщательно обнажите воротную вену.
- Используйте два хлопковых наконечника, чтобы удерживать открытую воротную вену как с левой, так и с правой стороны.
- Определите подушечку жировой ткани между двенадцатиперстной кишкой и воротной веной.
- Проникните через жировую прокладку перед введением иглы в воротную вену (рисунок 1D).
- Вводят островки в соответствии с аналогичной процедурой, описанной выше в частях 4.2.1 и 4.2.2 Метода А.
- Вытащите иглу, надавливая на жир ватным наконечником.
- Продолжайте надавливать на жировую подушку в течение 1 мин после удаления иглы.
- Подтвердив, что кровотечения из воротной вены нет, осторожно верните кишечник в брюшинную полость в исходное положение.
- Оставьте 0,5 мл теплого физиологического раствора (36-37 °C) в брюшной полости перед закрытием.
ПРИМЕЧАНИЕ: Теплый физиологический раствор облегчает послеоперационное движение кишечника и восстановление и предотвращает некроз кишечника. - Закройте мышечный слой швом 5-0.
- Закройте слой кожи швом 4-0.
- Поместите мышь в чистую клетку на грелку до полного восстановления после анестезии.
- Продолжайте принимать анальгетик (например, бупренорфин 0,1 мг/кг в.п.) каждые 12 ч и дополнительное тепло в течение 48 ч после операции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Процедура трансплантации островков занимает примерно 15-20 минут.
6. Окрашивание H&E и фотографирование всего отдела печени
- Перфузия печени
- Поместите мышь под наркоз, как описано выше в части 3.1.
- Осторожно обнажите воротную вену и срежьте нижнюю полую вену.
- Вручную перфузируйте печень, используя 20 мл 10% параформальдегида через воротную вену в течение примерно 5 минут, используя шприц 20 мл с иглой 25G18.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перфузия печени может удалить кровь из ткани печени и улучшить фиксацию печени, не нарушая островковые трансплантаты. - Рассекайте перфузированную всю печень от других органов.
- Фиксируют перфузированную ткань печени в 10% параформальдегиде в течение 24 ч.
- Встроить ткань в парафин.
- Вырежьте участки ткани толщиной 5 мкм каждый и положите их на стеклянную горку для окрашивания.
- Выполняют окрашивание H&E, инсулина, фибрина и полиморфноядерных нейтрофилов (PMN) стандартными методами15,16.
- Сканирование всего участка печени под микроскопом.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Мы выполнили сингенную и ксеногенную трансплантацию островков через воротную вену. Функция островкового трансплантата наблюдалась дозозависимым образом в обеих моделях трансплантации островков. В модели трансплантации сингенных островков с использованием мышей C57BL/6 трансплантация 250 островков привела к преходящей нормогликемии, прежде чем мыши вернулись к гипергликемии. Мыши, получавшие 500 островков, достигали и поддерживали нормогликемию более 30 дней после трансплантации (рисунок 2А). Мыши в обеих группах показали повышенную массу тела (рисунок 2B).
Аналогичным образом, в модели трансплантации островков мышей с диабетом NOD-SCID функция островков островков сравнивалась, когда пересаживали 45, 85 или 140 IEQ / кг массы тела. Нормогликемия не могла быть достигнута, когда было пересажено 45 IEQ / г (~ 225-275 островков / мышь) человеческих островков. Когда число островков увеличилось до 85 IEQ/г (~ 400-450 островков/мышь), 35,7% (10/28) реципиентов достигли нормогликемии (p =0,02 против 45 IEQ/g группы) на 60-й день после трансплантации. Кроме того, 83,3% (5/6) реципиентов, получивших 140 IEQ/г (~ 600-650 островков/мышей) островков человека, достигли нормогликемии (рисунок 2C). Кроме того, большинство мышей, у которых было кровотечение, умерли после операции, в то время как мыши без кровотечения выжили (рисунок 2D).
Как только достаточное количество человеческих островков привито реципиентам NOD-SCID, их уровень глюкозы в крови может хорошо контролироваться на ранней стадии после трансплантации и поддерживаться до конца исследования. Привитые островки могут быть легко идентифицированы по окрашиванию H &E и инсулина. Через 28 дней после трансплантации пересаженные человеческие островки распределялись равномерно по всей печени, в основном вокруг / вблизи кровеносного сосуда (рисунок 3).
Внутрипеченочная модель была использована для демонстрации мгновенной воспалительной реакции, опосредованной кровью, как это видно при трансплантации островков человека. В нашем тканевом отделе мы наблюдали экспрессию инсулина и наличие инфильтрации фибрина и полиморфноядерных лейкоцитов в трансплантированных островках (рисунок 4A-D).
Рисунок 1: Иллюстрация процедур внутрипеченочной трансплантации островков. (A, C). Схемы ключевых этапов, используемых в Методе А и Методе Б. (B, D). Островки вводились непосредственно через воротную вену (C) или косвенно через жировой пат (D). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Репрезентативные результаты внутрипортальной трансплантации островков. (А, Б). Интрапортальная трансплантация сингенных островков мышей. Островки поджелудочной железы (250 или 500) от мышей C57BL/6 были пересажены самцам мышей C57BL/6, которые стали диабетиками в результате STZ. (A) Были измерены серийные уровни глюкозы в крови. Нормогликемия определялась как уровень глюкозы <200 мг/дл в течение >2 дней подряд. (B) Увеличение массы тела реципиентов наблюдалось после трансплантации островков. (C) Процент мышей с диабетом NOD-SCID, достигающих нормогликемии у мышей, получавших различное количество человеческих островков при 45 IEQ/г (n=7), 85 IEQ/г (n=28) и 140 IEQ/г (n=6). (D) Процент выживаемости после ИИТ у кровоточащих и не кровоточащих мышей (n=14 каждая). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: H&E окрашивание участков печени NOD-SCID печеночного островкового трансплантата человека через 28 дней после трансплантации. Островки отмечены черными кругами. Диаметр каждого круга положительно соответствует размеру каждого островка. Шкала бар = 1000 мкм во всем сечении печени и 100 мкм во вставке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Репрезентативные гистологические изображения внутрипортовых трансплантированных островков мыши в печени через 6 ч после интрапортальной трансплантации. (A) H&E, (B) инсулин (красный) (C) Фибрин и (D) окрашивания PMN. Шкала шкалы = 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этом исследовании были продемонстрированы две улучшенные процедуры, которые могут предотвратить кровотечение и могут снизить смертность мышей во время мышиного ИИТ. Это исследование позволяет ученым визуализировать модель трансплантации островков, которая является уникальной в изучении мгновенного воспалительного ответа, опосредованного кровью, после трансплантации. Модель ИИТ является отличительной моделью для изучения выживаемости островковых клеток и печеночных ишемических повреждений в ответ на трансплантацию островков19. Здесь мы усовершенствовали процедуру на основе предыдущих исследований и снизили раннюю смертность мышей, вызванную осложнениями. Как метод A14,15,16, так и метод B8,9 были использованы в нескольких исследованиях. Мы показали, что островки, распределенные по всей печени, а также нейтрофильная инфильтрация и тромбоз, обычно связанные с ИИТ, были заметны в трансплантате сразу после трансплантации.
Существует несколько ключевых этапов трансплантации печеночных островков мыши. Поскольку как человеческие, так и мышиные островки могут иметь размер до 200 мкм, для трансплантации необходимо использовать иглу размером не менее 27 Г, чтобы обеспечить плавный поток островковых продуктов. Тем не менее, это создаст большое отверстие в воротной вене, которое может вызвать кровотечение после удаления иглы. Вводя островки через правильный угол и используя зубную губку для блокирования места инъекции или инъекции через жировую ткань, вероятность кровотечения может быть сведена к минимуму, а мыши имеют более высокие показатели выживаемости после трансплантации. Эти шаги также могут помочь избежать повреждений теплой печени при ишемии-реперфузии, вызванных закупоркой кровотока воротных вен при выполнении этой процедуры19. Они также могут уменьшить повреждения печени и кишечника, которые могут способствовать смертности мышей после операции.
Существует также несколько ограничений модели внутрипеченочной трансплантации островков мыши по сравнению с настройками трансплантации островков человека. Во-первых, мы не можем контролировать давление в вен портала мыши во время инфузии островков, как мы это делаем в условиях клиники. Во-вторых, объем, который может быть пересажен мышам, может не отражать большое количество островкового продукта, пересаженного человеку. Поэтому степень тромбоза может быть разной. В-третьих, мышиные островковые трансплантаты после трансплантации будут временно подвергаться воздействию гипергликемической среды, поскольку мышам не будет давать инсулин, в то время как у людей20 инсулин будет даваться в период перитрансплантации, чтобы уменьшить стресс пересаженных островков20. Тем не менее, внутрипеченочная модель островков предлагает уникальную доклиническую модель, которая может быть использована для изучения трансплантации островков человека.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Все авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
Acknowledgments
Это исследование было поддержано Департаментом по делам ветеранов (VA-ORD BLR & D Merit I01BX004536) и грантами Национального института здравоохранения No 1R01DK105183, DK120394, DK118529, для HW. Мы хотели бы поблагодарить Вас, г-н Майкл Ли и г-жа Линдси Сваби за редактирование языка
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
