Summary
La escisión bajo objetivos y etiquetado (CUT&Tag) es una estrategia eficiente de perfiles epigenómicos de cromatina. Este protocolo presenta una estrategia refinada de CUT&Tag para el perfilado de modificaciones de histonas en plantas.
Abstract
La regulación epigenómica a nivel cromático, incluidas las modificaciones del ADN y las histonas, los comportamientos de los factores de transcripción y los ARN no codificantes con sus proteínas reclutadas, conducen al control temporal y espacial de la expresión génica. La escisión bajo objetivos y tagmentación (CUT&Tag) es un método de anclaje enzimático en el que la proteína de cromatina específica es reconocida primero por su anticuerpo específico, y luego el anticuerpo ata una proteína de fusión de proteína A-transposasa (pA-Tn5), que escinde la cromatina dirigida in situ mediante la activación de iones de magnesio. Aquí, proporcionamos nuestro protocolo CUT&Tag publicado anteriormente utilizando núcleos intactos aislados de hojas de algodón alotretráploides con modificación. Este protocolo paso a paso se puede utilizar para la investigación epigenómica en plantas. Además, se proporcionan modificaciones sustanciales para el aislamiento de los núcleos de plantas con comentarios críticos.
Introduction
Los sitios de ADN de unión al factor de transcripción y la cromatina abierta asociada con las marcas de modificación de histonas desempeñan funciones funcionales críticas en la regulación de la expresión génica y son los principales focos de la investigación epigenética1. Convencionalmente, el ensayo de inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) junto con la secuenciación profunda (ChIP-seq) se ha utilizado para la identificación de todo el genoma de la modificación específica de la histona de cromatina o dianas de ADN con proteínas específicas, y es ampliamente adoptado en el campo de la epigenética2. La tecnología de escisión bajo objetivos y tagmentación (CUT&Tag) fue desarrollada originalmente por el Laboratorio Henikoff para capturar los fragmentos de ADN afiliados a proteínas en todo el genoma5. En comparación con ChIP, CUT&Tagcan genera bibliotecas de ADN a alta resolución y un fondo excepcionalmente bajo utilizando un pequeño número de células con un procedimiento simplificado3. Hasta la fecha, se han establecido métodos para el análisis de regiones de cromatina con modificaciones específicas de histonas utilizando CUT&Tag en células animales4,5. Específicamente, el CUT&Tag unicelular (scCUT&Tag) también se ha desarrollado con éxito para tejidos y células humanas6. Sin embargo, debido a la complejidad de la pared celular y los metabolitos secundarios, CUT&Tag sigue siendo un desafío técnico para los tejidos vegetales.
Anteriormente, reportamos un protocolo CUT&Tag utilizando núcleos intactos aislados de hojas de algodón alotretráploides4. Para demostrar la eficiencia del aislamiento de núcleos y la captura de ADN utilizando tejido vegetal, aquí se presenta el procedimiento de perfil. Los pasos principales incluyen el aislamiento de núcleos intactos, la incubación in situ con el anticuerpo para la modificación de la cromatina, la incubación de la transposasa, la integración del adaptador y la preparación de la biblioteca de ADN. La resolución de problemas se centra en la preparación de la biblioteca CUT&Tag para el aislamiento de núcleos de plantas y el control de calidad.
En este estudio, presentamos una estrategia refinada de CUT&Tag para plantas. No solo proporcionamos un protocolo paso a paso para el perfilado H3K4me3 en hojas de algodón, sino que también proporcionamos una metodología optimizada para el aislamiento de núcleos de plantas, incluida la estrategia para seleccionar la concentración de detergente para la lisis celular adecuada y la estrategia para filtrar los núcleos. Los pasos detallados con comentarios críticos también se incluyen en este protocolo actualizado.
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Protocol
1. Preparar soluciones de transposasa y stock (Día 1)
NOTA: En esta parte, los adaptadores de oligonucleótidos se complejan con la transposasa Tn5 para hacer transposasa activa.
- Imprimaciones diluidas (imprimación A, imprimación B e imprimación C) a una concentración de 100 μM utilizando el tampón de recocido (10 mM Tris pH 8.0, 50 mM NaCl, 1 mM EDTA) (consulte la Tabla 1 para obtener información de secuencia de imprimaciones y la Tabla 2 para las recetas de soluciones de trabajo). Conservar a -20 °C hasta su uso.
- Establecer las dos reacciones siguientes en tubos de PCR: Reacción 1 (adaptador AB), 10 μL de imprimación A de 100 μM, 10 μL de imprimación B de 100 μM; Reacción 2 (adaptador AC), 10 μL de imprimación A de 100 μM, 10 de imprimación C de μL 100 μM.
- Anneal los adaptadores en la máquina de PCR utilizando el siguiente programa: tapa térmica (102 °C), 75 °C durante 15 min, 60 °C durante 10 min, 50 °C durante 10 min, 40 °C durante 10 min, 25 °C durante 30 min.
NOTA: Los adaptadores son moléculas de ADN parcialmente de doble cadena (concentración = 50 pmol/μL). - Configure la siguiente reacción en un tubo centrífugo de 1,5 ml: 10 μL de transposasa pA-Tn5 (500 ng/μL o 7,5 pmol/μL), 0,75 μL de adaptador AB (50 pmol/μL), 0,75 μL de AC adaptador (50 pmol/μL), 7 μL de tampón de acoplamiento. Pipetear 20x suavemente para mezclar bien e incubar a 30 °C en un baño de agua durante 1 h. La concentración final de transposasa = 4 pmol/μL. Conservar a -20 °C hasta su uso.
NOTA: Relación molar del adaptador AB: adaptador AC: transposasa = 0.5:0.5:5:1. - Preparar las soluciones madre según las recetas proporcionadas en la Tabla 2 y autoclave o filtre las soluciones madre para esterilizar.
- Autoclave y esteriliza tijeras, papel de filtro, un tamiz de acero inoxidable, un mortero, morteros, etc.
2. Aislamiento de núcleos (Día 2)
- Preenfríe la centrífuga a 4 °C. Por cada 1 g del material de partida (hojas de algodón), preparar 25 mL de tampón de aislamiento nuclear A (10 mM Tris pH 8.0, 50 mM NaCl, 1 mM EDTA), 20 mL de tampón de aislamiento nuclear B (10 mM Tris pH 8.0, 50 mM NaCl, 1 mM EDTA), 50 mL de tampón de lavado nuclear (10 mM Tris pH 8.0, 150 mM NaCl, 0,5 mM de espermidina, cóctel inhibidor de la proteasa 0,1%), 1 mL de tampón de anticuerpos (50 mM Tris pH 8,0, 1 mM EDTA, 150 mM NaCl, 0,5 mM de espermidina, 1 mg/mL BSA, cóctel inhibidor de proteasa 0,1%, 0,05% p/v digitonina). Deje que los tubos se asienten sobre hielo hasta su uso.
- Moler las hojas frescas (~ 1 g) en nitrógeno líquido a un polvo fino y transferir a un tubo de 50 ml que contenga 25 ml de tampón de aislamiento nuclear refrigerado A.
- Mezcle la solución tampón suavemente e incube el tubo en hielo durante 5 minutos con un suave agitación para dispersar el material de manera uniforme.
- Centrifugar durante 5 min a 500 rcf a 4 °C para formar el pellet celular.
- Decantar el sobrenadante y resuspender el pellet con 20 mL de tampón B de aislamiento nuclear refrigerado complementado con Tritón X-100 al 0,5%. Invierta el tubo suavemente para resuspendir el pellet por completo.
NOTA: El tampón B de aislamiento nuclear de 20 ml es aplicable para material de partida de 1 g, y este volumen se puede escalar en consecuencia.- Realizar un ensayo piloto para probar el efecto de la concentración en serie de Tritón X-100 (por ejemplo, 2 ml de tampón B de aislamiento nuclear, cada uno con 0,1%, 0,25%, 0,5% y 1% de Tritón X-100 para 100 mg de tejidos molidos). La concentración apropiada de Triton X-100 está indicada por una acumulación de núcleos blancos/grises en la parte inferior y un sobrenadante verde oscuro después de la lisis y centrifugación a baja velocidad (< 500 rcf durante 4 min).
- Filtre el lisado celular resultante con una combinación de dos tamices: un tamiz de 500 mallas en la parte superior para eliminar los restos de tejido más grandes y un tamiz de 1000 mallas en la parte inferior para recoger los núcleos.
NOTA: Elija un tamaño de malla apropiado para los tamices dependiendo del tamaño de los núcleos de las plantas. - Use papel de filtro estéril en la parte posterior del tamiz para absorber los desechos de células pequeñas en el lisado.
- Transfiera los núcleos restantes que contienen lisado en la parte superior del tamiz de 1000 mallas a cuatro tubos de centrífuga frescos de 1,5 ml.
- Centrifugar durante 4 min a 300 rcf a 4 °C para recoger los núcleos.
- Retire la mayor cantidad posible del sobrenadante con una punta de pipeta y lave el pellet con tampón de lavado nuclear.
- Añadir 800 μL del tampón de lavado nuclear e invertir los tubos suavemente para resuspendir el pellet. Gire el tubo de nuevo durante 4 minutos a 300 rcf a 4 °C.
- Realizar un total de 3 lavados.
- (Opcional) Tome imágenes de los núcleos bajo un microscopio para la tinción DAPI.
- Transfiera 100 μL de suspensión de núcleos en el tampón de lavado nuclear del paso 2.11. a un nuevo tubo de 1,5 ml. Añadir 900 μL de tampón de lavado nuclear y 2 μL de solución madre de DAPI (1 mg/ml) para obtener una concentración final de trabajo de 2 μg/ml para DAPI. Incubar el tubo en la oscuridad durante 30 min a temperatura ambiente.
- Después de la tinción, centrífuga durante 4 min a 300 rcf a 4 °C para recoger los núcleos.
- Retire la mayor cantidad posible del sobrenadante con una punta de pipeta. Lavar 3 veces con 800 μL del tampón de lavado nuclear.
- Retire la mayor cantidad posible del sobrenadante y resuspenda los núcleos con 100 μL de tampón de lavado nuclear.
- Tome imágenes de los núcleos bajo un microscopio de fluorescencia utilizando el canal DAPI.
- Combine los núcleos de dos tubos (~50 μL de núcleos en volumen en cada tubo de 1,5 ml). Centrifugar durante 4 min a 300 rcf a 4 °C. Retire la mayor cantidad posible del búfer restante con una punta de pipeta.
3. Incubación de anticuerpos
- Resuspend cada 50 μL de núcleos en un tubo de 1,5 mL con 1 mL de tampón de anticuerpos.
- Establecer las siguientes reacciones en tubos de 1,5 ml: dos réplicas biológicas de grupos de control de IgG con 150 μL de núcleos (~ 1 μg de cromatina) y 2 μL de IgG (1 mg/ml) en cada tubo, dos réplicas biológicas de grupos de ensayo H3K4me3 con 150 μL de núcleos y 2 μL de anticuerpos anti-H3K4me3 (1 mg/ml) en cada tubo.
- Mezcle la solución suavemente y deje los tubos en un agitador horizontal para la hibridación durante la noche a 4 °C y 12 rpm.
- Preenfríe la centrífuga a 4 °C. Prepare un tampón de lavado fresco de 50 ml de inmunoprecipitación (IP) (10 mM Tris pH 8.0, 150 mM NaCl, 0.5 mM de espermidina, cóctel inhibidor de proteasa 0.1%, ,0.05% p/v digitonina) en un tubo de centrífuga de 50 ml. Deje que el tubo se asiente sobre hielo.
- Centrifugar los tubos durante 4 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el tampón de anticuerpos de cada tubo.
- Agregue 800 μL de tampón de lavado IP a cada tubo y mezcle suavemente. Deje los tubos en un agitador horizontal durante 5 minutos a temperatura ambiente y 12 rpm.
- Después del lavado, centrífuga los tubos durante 4 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el sobrenadante con una punta de pipeta.
NOTA: Para evitar cualquier perturbación del pellet de núcleos, deje ~ 50-80 μL del tampón con los núcleos. - Repita los pasos 3.6.-3.7. dos veces más.
- Después del tercer lavado, centrífuga durante 2 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el búfer restante tanto como sea posible.
4. Incubación de la transposasa
- Hacer fresco 1 mL de tampón de incubación de transposasa (10 mM Tris pH 8.0, 300 mM NaCl, 0.5 mM de espermidina, cóctel inhibidor de proteasa 0.1%, 0.05% p/v digitonina) mezclando 1 mL del tampón de lavado IP con 30 μL de 5 M NaCl.
- Para preparar la mezcla de transposasa Tn5 para la incubación, agregue 1 μL de la transposasa a cada 150 μL del tampón de incubación de la transposasa.
NOTA: Prepare primero la mezcla de solución de transposasa de acuerdo con el número de reacciones y luego agregue una alícuota de 150 μL a cada tubo. - Resuspendir los núcleos con 150 μL de solución de transposasa.
- Deje los tubos en un agitador horizontal a 12 rpm durante 2-3 h a temperatura ambiente y mezcle cada 10-15 min.
- Después de la incubación de la transposasa, centrífugue los tubos durante 4 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el tampón de incubación de la transposasa en cada tubo.
- Lave los tubos con tampón de lavado IP. Para hacerlo, agregue 800 μL de tampón de lavado IP a cada tubo, mezcle suavemente y deje los tubos en un agitador horizontal a 12 rpm durante 5 minutos a temperatura ambiente.
- Centrifugar durante 4 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el sobrenadante con una punta de pipeta.
- Repita los pasos 4.6.-4.7. dos veces más.
- Después del tercer lavado, centrífuga durante 2 min a 300 rcf a 4 °C. Retire el búfer restante tanto como sea posible.
5. Etiquetado
- Recién hecho 2 mL del tampón de tagmentación (10 mM Tris pH 8.0, 300 mM NaCl, 0.5 mM espermidina, cóctel inhibidor de proteasa 0.1%, 10 mM MgCl2, 0.05% p/v digitonina) mezclando 2 mL de tampón de lavado IP con 60 μL de 5 M NaCl y 20 μL de 1 M MgCl2.
- Resuspendir los núcleos con 300 μL de tampón de tagmentación.
- Mezclar la solución e incubar en un baño de agua a 37 °C durante 1 h para el tagmentación.
- Detener el tagmentación con 10 μL de 0,5 M EDTA (concentración final ~15 mM) y 30 μL de SDS al 10% (concentración final 1%).
6. Extracción de ADN y construcción de bibliotecas NGS
- Añadir 300 μL de tampón de extracción de ADN CTAB como se describe7. Incubar los tubos en un baño de agua a 65 °C durante 30 min. Invertir para mezclar cada ~10 min.
- Añadir 600 μL de fenol: cloroformo: alcohol isoamilo (25:24:1) a cada tubo. Homogeneizar.
- Precentrifugar los tubos de gel de bloqueo de fase durante 2 min a 13.000 rcf a 4 °C. Transfiera la solución anterior a los tubos de gel de bloqueo de fase.
- Centrifugadora durante 10 min a 13.000 rcf a 4 °C.
- Transfiera el sobrenadante (~600 μL) a un nuevo tubo de 1,5 ml.
- Añadir 600 μL de cloroformo a cada tubo. Homogeneizar.
- Centrifugadora durante 10 min a 13.000 rcf a 4 °C.
- Transfiera el sobrenadante (~600 μL) a un nuevo tubo de 1,5 ml.
- Añadir 12 μL de etanol al 100% y 2 μL de coprecipitante de GlycoBlue. Mezclar bien y conservar a -20 °C durante 1 h.
- Centrifugadora durante 10 min a 13.000 rcf a 4 °C.
- Decantar el sobrenadante. Lave el gránulo de ADN con etanol al 75% (v/v) y centrífuga durante 5 min a 13.000 rcf a 4 °C.
- Decantar el sobrenadante. Seque al aire el gránulo de ADN y resuspenda el ADN en 25 μL de ddH2O.
- Configure la reacción de PCR de la siguiente manera. Para un total de 50 μL de reacción, agregue 24 μL de ADN, 11 μL de ddH2O, 10 μL de tampón 5x TAE, 2 μL de imprimación P5 (10 μM), 2 μL de imprimación P7 (10 μM) y 1 μL de TruePrep Amplify Enzyme. Programa de PCR: 72 °C durante 3 min, 98 °C durante 30 s; luego 14 ciclos de 98 °C durante 30 s, 60 °C durante 30 s y 72 °C durante 30 s, seguidos de 72 °C durante 5 min.
NOTA: Los primeros 72 °C durante 3 minutos para la extensión no se pueden omitir. La sobreamplificación de la biblioteca conducirá a un alto nivel de duplicados de PCR en el NGS. Comience a partir de 12-14 ciclos de PCR en la reacción de PCR para H3K4me3 cuando se usa ~ 1 μg de cromatina en cada reacción. - Carga 2 μL de los productos de PCR en gel de agarosa al 1,5% para electroforesis.
- Purificar los productos de PCR utilizando perlas magnéticas comerciales de purificación de ADN.
- Cuantificar la biblioteca con un fluorómetro y electroforesis en gel de agarosa.
NOTA: La concentración efectiva de la biblioteca debe ser >2 nM por qPCR para garantizar una buena calidad. - Realice secuenciación de próxima generación (NGS) y análisis de datos.
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Representative Results
La figura 1 muestra el flujo de trabajo cut&tag. La Figura 2 muestra la tinción DAPI de los núcleos intactos. El objetivo del paso de "aislamiento de núcleos" era obtener los núcleos intactos en una cantidad suficiente para la posterior reacción cut&tag. La Figura 3 muestra la electroforesis en gel de agarosa de los productos de PCR. El control negativo de IgG se requiere en paralelo al configurar el experimento. En comparación con el grupo de control de IgG, la mayor parte de los fragmentos de ADN extraídos con la muestra de anticuerpos H3K4me3 oscilaron entre ~ 280 y 500 pares de bases. La Figura 4 muestra la secuenciación resultante de próxima generación para el anticuerpo anti-H3K4me3 en comparación con los grupos de control IgG negativos.
Figura 1: El flujo de trabajo de CUT&Tag. Esta cifra se modifica a partir de Tao et al.4. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Tinción DAPI de núcleos intactos aislados de hojas de algodón. Barra de escala = 20 μM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Electroforesis en gel de agarosa de 2 μL de productos de PCR. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Captura de pantalla IGV representativa para señales H3K4me3. (A) Descripción general representativa de IGV de las señales CUT&Tag en una gran región del genoma. ~ 1500 kb regiones del genoma fueron seleccionadas al azar. (B) La captura de pantalla igV representativa para genes con niveles de expresión variados mostró una alta resolución de señales CUT&Tag. Se utilizaron los archivos bigWig normalizados generados a partir de bamCompare comparando el archivo bam de tratamiento (reacción CUT&Tag anti-H3K4me3) y el archivo bam de control (IgG). TPM, transcripciones por kilobase de modelo de exón por millón de lecturas mapeadas. Esta cifra se modifica a partir de Tao et al.4. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Tabla 1: Secuencias de imprimación. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Tabla 2: Recetas de tampón y solución. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
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Discussion
Aquí, hemos descrito CUT&Tag, una tecnología para generar bibliotecas de ADN a alta resolución y un fondo excepcionalmente bajo utilizando un pequeño número de células con un procedimiento simplificado en comparación con la inmunoprecipitación de cromatina (ChIP). Nuestro éxito con el perfilado H3K4me3 en hojas de algodón sugiere que CUT&Tag, que fue diseñado por primera vez para células animales, también se puede utilizar para células vegetales. Tanto el sistema tampón Tris comúnmente utilizado para el ensayo ChIP8 como el sistema tampón HEPES utilizado para el trabajo CUT&Tag animal para CUT&Tag utilizando núcleos vegetales4,9. El aislamiento de núcleos vegetales intactos es el paso crítico para la aplicación exitosa de CUT&Tag en plantas. En la metodología previamente reportada para el aislamiento de núcleos4, la solución de tejidos molidos se filtró a través de dos capas de Miracloth antes de la lisis celular. Encontramos que la eficiencia de obtener núcleos adecuados se redujo cuando se usaron hojas relativamente envejecidas (por ejemplo, hojas de plantas de algodón de 2 meses de edad) y fibras de algodón (por ejemplo, fibra de 20-DPA) porque Miracloth retiene la mayoría de los tejidos molidos. En este protocolo de video, el aislamiento de los núcleos de la planta se optimizó filtrando el lisado celular a través de un tamiz de acero inoxidable de 500 mallas (tamaño de poro de 20 μM). Esta operación alterada mejoró significativamente la eficiencia de la eliminación de restos de tejido más grandes y la obtención de núcleos adecuados para la reacción posterior.
Después de la PCR para la construcción de la biblioteca (Paso 6.13.), los fragmentos de ADN pueden ser purificados y luego perfilados por NGS. Sin embargo, si el grupo de control de IgG también representa un enriquecimiento en fragmentos pequeños, indica un fuerte fondo de corte aleatorio de ADN por transposasa, que puede ser causado por núcleos dañados o lavado insuficiente para la eliminación de anticuerpos no unidos o transposasa. En este caso, las muestras paralelas para anticuerpos específicos no se recomendaron para NGS adicionales.
Recientemente, CUT&Tag de una sola célula mediante la adaptación de la plataforma ATAC-seq de una sola célula 10x Genomics basada en gotas se ha desarrollado y aplicado en el perfil de modificaciones de histonas H3K4me3, H3K27me3, H3K27ac y H3K36me3. En un estudio sobre la ocupación de la cromatina del factor de transcripción OLIG2, el componente complejo de cohesina RAD21 en el cerebro del ratón proporcionó información única sobre los paisajes epigenómicos en el sistema nervioso central6. Por lo tanto, CUT&Tag se puede aplicar para examinar los paisajes epigenómicos tanto para la modificación de histonas a granel como para los TF específicos con bajos requisitos de entrada9, incluso a nivel de una sola celda6. Estas aplicaciones de CUT&Tag indican que el estudio de la regulación epigenética de las plantas en la coordinación de las redes funcionales de los genes durante la dinámica del desarrollo y las respuestas ambientales puede ser preciso en el patrón temporal y espacial.
CUT&Tag es un método que aún se encuentra en procesos de desarrollo con problemas que deben abordarse. Para los factores de transcripción que no se expresan abundantemente o que están débil, transitoria o indirectamente unidos a la cromatina10, es necesario comparar las diferencias entre núcleos reticulados y nativos en CUT&Tag. La estrategia cut&tag para la elaboración de perfiles con factores de transcripción en baja abundancia sigue siendo técnicamente desafiante. Además, debido a la disponibilidad limitada de epítopos proteicos, la mayoría de los anticuerpos ChIP que están validados para funcionar con condiciones de reticulación pueden no funcionar bien con condiciones nativas en CUT&Tag; es necesario validar la sensibilidad y la especificidad de los anticuerpos. Además, la transposasa Tn5 utilizada en CUT&Tag tiene una alta afinidad con las regiones de cromatina abierta11, por lo que CUT&Tag podría introducir sesgos, que también deben abordarse en futuros estudios.
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Disclosures
Todos los autores no tienen conflictos de intereses con ninguna empresa que comercialice uno de los productos mencionados anteriormente.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado financieramente en parte por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (NSFC, 31900395, 31971985, 31901430) y Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales, hainan Yazhou Bay Seed Lab (JBGS, B21HJ0403), Hainan Provincial Natural Science Foundation of China (320LH002) y el proyecto JCIC-MCP.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antibody | |||
| Anti-H3K4me3 | Millipore | 07-473 | |
| Normal rabbit IgG | Millipore | 12-370 | |
| Chemicals | |||
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Make 10 mg/ml BSA stock solution. Store at -20°C | ||
| digitonin (~50% (TLC) | Sigma-Aldrich | D141 | Make 5% digitonin stock solution (200 mg digitonin [~50% purity] to 2 mL DMSO). Note: Sterilize using a 0.22- micron filter. Store at -20°C |
| dimethyl sulfoxide (DMSO) | |||
| chloroform | |||
| ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Make 0.5 M EDTA (pH = 8.5) stock solution. Note: Making 100 mL of 0.5-M EDTA (pH = 8.5) requires approximately 2 g of sodium hydroxide (NaOH) pellets to adjust the pH | ||
| ethanol | |||
| GlycoBlue Coprecipitant (15 mg/mL) | Invitrogen | AM9516 | |
| magnesium chloride (MgCl2) | Make 1 M MgCl2 stock solution | ||
| protease inhibitor cocktail | Calbiochem | 539133-1SET | |
| potassium chloride (KCl) | Make 1 M KCl stock solution | ||
| phenol:chloroform:isoamyl alcohol (25:24:1,v:v:v) | |||
| sodium chloride (NaCl) | Make 5 M NaCl stock solution | ||
| spermidine | Make 2 M spermidine stock solution, store at -20°C. | ||
| sodium dodecyl sulfate (SDS) | Make 10% SDS stock solution. Note: Do not autoclave; sterilize using a 0.22-micron filter | ||
| Tris base | Make 1 M Tris (pH = 8.0) stock solution | ||
| Triton X-100 | Make 20% Triton X-100 stock solution | ||
| Enzyme | |||
| Hyperactive pG-Tn5/pA-Tn5 transposase for CUT&Tag | Vazyme | S602/S603 | Check the antibody affinity of the protein A or protein G that is fused with the Tn5. Generally speaking, proteins A and G have broad antibody affinity. However, protein A has a relatively higher affinity to rabbit antibodies and protein G has a relatively higher affinity to mouse antibodies. Select the appropriate transposase products that match your antibody. |
| TruePrep Amplify Enzyme | Vazyme | TD601 | |
| Equipment | |||
| Centrifuge | Eppendorf | 5424R | |
| PCR machine | Applied Biosystems | ABI9700 | |
| Orbital shaker | MIULAB | HS-25 | |
| NanoDrop One spectrophotometer | Thermo Scientific | ND-ONE-W |
References
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