Fibroblast Derived Human Engineered Connective Tissue for Screening Applications

Gabriela L. Santos; Tim Meyer; Malte Tiburcy; Alisa DeGrave; Wolfram-Hubertus Zimmermann; Susanne Lutz

doi:10.3791/62700

JoVE Journal > Bioengineering

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Bioengineering

الخلايا الليفية المشتقة من النسيج الضام البشري المهندسة لتطبيقات الفحص

Published: August 20, 2021

doi:

10.3791/62700

Gabriela L. Santos^1,2, Tim Meyer^1,2, Malte Tiburcy^1,2, Alisa DeGrave^1,2, Wolfram-Hubertus Zimmermann^1,2,3,4,5, Susanne Lutz^1,2

¹Institute of Pharmacology and Toxicology,University Medical Center Goettingen, ²DZHK (German Center for Cardiovascular Research) partner site, Goettingen, ³Cluster of Excellence “Multiscale Bioimaging: from Molecular Machines to Networks of Excitable Cells” (MBExC),University of Goettingen, ⁴Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), ⁵Fraunhofer Institute for Translational Medicine and Pharmacology (ITMP)

Summary

يقدم هنا بروتوكول لتوليد الأنسجة الضامة المهندسة لثقافة موازية من 48 أنسجة في لوحة متعددة الآبار مع أعمدة مزدوجة ، ومناسبة للدراسات الميكانيكية ، ونمذجة الأمراض ، وتطبيقات الفحص. البروتوكول متوافق مع الخلايا الليفية من مختلف الأعضاء والأنواع ويتجلى هنا مع الخلايا الليفية القلبية الأولية البشرية.

Abstract

الخلايا الليفية هي خلايا ديناميكية للغاية بشكل حيوي ، والتي تتحول بسرعة إلى الخلايا العضلية الليفية استجابة للمحفزات الكيميائية الحيوية والميكاناميكية الحيوية. الفهم الحالي للعمليات الليفية، بما في ذلك التليف القلبي، لا يزال ضعيفا، مما يعوق تطوير علاجات جديدة مضادة للأورام الليفية. نظم نموذج الإنسان يمكن التحكم فيها وموثوق بها حاسمة لفهم أفضل لعلم الأمراض التليف. هذا بروتوكول قابل للاستنساخ وقابل للتطوير للغاية لتوليد الأنسجة الضامة المهندسة (ECT) في لوحة صب 48 جيدا لتسهيل دراسات الخلايا الليفية والفيزيولوجيا المرضية للأنسجة الليفية في بيئة ثلاثية الأبعاد (ثلاثية الأبعاد). يتم إنشاء العلاج بالصدمات الكهربائية حول القطبين مع صلابة غير قادرة، مما يسمح للدراسات تحت حمولة ميكانيكية حيوية محددة. في ظل ظروف التحميل المحددة ، يمكن دراسة التعديلات الظاهرية التي تسيطر عليها تفاعلات مصفوفة الخلية. الاختبار الموازي ممكن في شكل 48 جيدا مع فرصة لتحليل المسار الزمني لمعلمات متعددة ، مثل ضغط الأنسجة والانكماش ضد الحمل. من هذه المعلمات، يمكن دراسة الخصائص الميكانيكية الحيوية مثل تصلب الأنسجة والمرونة.

Introduction

عقبة رئيسية في دراسة الأمراض الليفية هو عدم وجود نماذج الأنسجة ثلاثية الأبعاد البشرية التمثيلية التي توفر نظرة ثاقبة على سلوك الخلايا الليفية ومشتقاتها المرضية. لدراسة العمليات الليفية، نظم الثقافة 2D القياسية هي دون المستوى الأمثل منذ الخلايا الليفية المعزولة عبر بسرعة إلى α السلس العضلات actin (SMA) التعبير عن الخلايا العضلية الليفية عندما مثقف على الركائز 2D غير ^{متوافق1}^،²^،³. وهكذا، فإن الخلايا الليفية في الثقافة 2D القياسية لا تعكس النمط الظاهري الأنسجة “صحية” ^{العادية3}^،⁴^،⁵^،⁶. وقد أدخلت الثقافات على الركائز مرنة لمحاكاة غير الليفية (10 كيلو باسكال) والألياف (35 كيلو باسكال) بيئات ^{الأنسجة7}، ولكن هذه تفتقر إلى البعد الثالث، وهو أمر مهم جدا فيما يتعلق بالفيزيولوجيا المرضية. توفر هندسة الأنسجة الفرصة للتغلب على هذا القيد من خلال السماح بزراعة الخلايا الليفية في مصفوفة خارج الخلية محددة وغير قادرة تجريبيا (ECM) – السياق ، على سبيل المثال ، عن طريق التعديلات في الخلوية ، وتكوين ECM ، وتركيز ECM ، وكلها يمكن أن تحدد الميكانيكا الحيوية للأنسجة.

وقد تم إنشاء نماذج ثلاثية الأبعاد مختلفة باستخدام الخلايا الليفية. كانت الأقراص العائمة والميكروسفيرات من بين الأقراص الأولى وتبين أن الكولاجين يتم تجديده وضغطه بطريقة تعتمد على الوقت. الخلايا الليفية تمارس قوى الجر على الفيبريلات الكولاجين، وهي عملية يمكن تسهيلها بإضافة عوامل مؤيدة للألياف مثل تحويل عامل النمو بيتا 1 (TGF-β1)⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶. ومع ذلك، لا تسمح الثقافات العائمة بحرية بالتحميل الخارجي الخاضع للرقابة، وبالتالي تشكل نماذج انكماش أو ضغط مستمرة. فتحت الأنسجة المهندسة الشبيهة بالصفائح إمكانية دراسة التنظيم المنزلي للخصائص الميكانيكية الحيوية للأنسجة ، أي من خلال اختبار الإجهاد الأحادي أو ثنائي أو متعدد الaxial أو الدوري¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰. وقد استخدمت هذه النماذج، على سبيل المثال، لإثبات تأثير عدد الخلايا على تصلب الأنسجة، والتي تبين أن ترتبط بشكل إيجابي مع سلامة الهيكل الخلوي وانقباض الهيكل الخلوي actomyosin¹⁸^,¹⁹. ومع ذلك ، من المهم ملاحظة أن التحويلات من القوة إلى السلالة معقدة بسبب تشوه الأنسجة غير الموحد حول نقاط المشبك من محولات القوة ونقاط الإرساء. يمكن تجاوز هذا القيد المتأصل من قبل الأنسجة على شكل عظم الكلب أو الحلقة ، مما يوفر بعض إنفاذ الأنسجة في نقاط الإرساء²¹^,²²^,²³. يمكن إعداد الأنسجة على شكل حلقة عن طريق توزيع هيدروجيل الكولاجين الخلية في قوالب على شكل حلقة. كما المضغوطة هيدروجيل، تشكل الأنسجة حول قضيب الداخلية غير قابلة للضغط من القالب، والذي يوفر مقاومة لمزيد من انكماش الأنسجة²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷. بعد الضغط الأولي والأقصى عادة ، يمكن أيضا نقل الأنسجة إلى الفواصل القابلة للتعديل لزيادة تقييد العلاج بالصدمات الكهربائية الدائرية بطول نسيج محدد³^,²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰. يمكن تقييم الخصائص الفيزيائية الحيوية في أجهزة الإجهاد الإجهاد الأفقي أو الرأسي القياسية مع خلايا الحمل المناسبة تحت سلالة أحادية الاتجاه أو ديناميكية³. كما الأنسجة لديها هيكل دائري موحد إلى حد كبير ويمكن أن تعقد على القضبان / السنانير (نقاط مرسى و / أو محولات القوة)، على الرغم من أن هذه قد لا تزال ترفق مناطق الضغط حول أشرطة التحميل، وهذا الشكل يسمح للاختلاف سلالة أكثر اتساقا بالمقارنة مع لقط³. وعلاوة على ذلك، الأنسجة الراسية تثير شكل خلية ثنائي القطب، والخلايا تتكيف مع قوى الأنسجة عن طريق الاستطالة على طول خطوط القوة تعزيز الجر النظائري³¹^,³²^,³³^,³⁴^,³⁵^,³⁶. لقد طبقنا سابقا العلاج بالصدمات الكهربائية على شكل حلقة من الخلايا الليفية القلبية الجرذة والبشرية (CF) حول قطب واحد متصلب في تجارب إجهاد الإجهاد الوظيفية وأجرينا دراسات اكتساب وفقدان الوظائف باستخدام الخلايا الليفية المنقولة فيروسيا²⁴^,²⁵^,²⁶ والدراسات الدوائية³⁷. علاوة على ذلك ، يمكننا تحديد الاختلافات الجنسية في التليف بوساطة CF في نموذج العلاج بالصدمات الكهربائية²⁷.

البروتوكول التالي لتوليد العلاج بالصدمات الكهربائية البشرية ، وتجسدت مع CF الإنسان الأولية التي تم الحصول عليها كشهادة كريوبريخدم CF من البائعين التجاريين (انظر جدول المواد) ، يجمع بين مزايا الأنسجة على شكل حلقة مع طريقة سهلة وسريعة لإنتاج الأنسجة العيانية لمنصة 48 جيدا مصممة لاختبار المحتوى العالي الموازي.

الأهم من ذلك، لا يقتصر نموذج العلاج بالصدمات الكهربائية على نوع معين من الخلايا الليفية، مع الاستخدام الموثق في التحقيق في الخلايا الليفية الأخرى، على سبيل المثال، الخلايا الليفية ^{الجلدية38}^،³⁹. وعلاوة على ذلك ، فإن الخلايا الليفية من خزعات المريض تعمل بشكل جيد على قدم المساواة ، واختيار الخلايا الليفية يعتمد في نهاية المطاف على المسألة العلمية التي سيتم معالجتها.

المنصة المستخدمة لتوليد العلاج بالصدمات الكهربائية الموصوفة في هذا البروتوكول هي لوحة زراعة خلايا/أنسجة ثلاثية الأبعاد متاحة تجاريا 48 جيدا (الشكل 1A). يتم وصف طرق إعداد وزراعة ورصد تكوين العلاج بالصدمات الكهربائية ووظيفتها تحت هندسة محددة والحمل الميكانيكي بمساعدة لوحة 48 بئرا. يتم عقد العلاج بالصدمات الكهربائية شكلت من قبل أعمدة مرنة متكاملة ويمكن ضبطها الحمل الميكانيكي وفقا للغرض النهائي باستخدام أعمدة مع صلابة مختلفة (الشاطئ قيمة 36-89)، مما يؤثر على صلابة الانحناء. ينصح البولنديين مع الشاطئ قيمة 46. البروتوكول هو، بالإضافة إلى ذلك، متوافقة مع قالب دائري مخصص وصفها سابقا، حيث يقام العلاج بالصدمات الكهربائية حول قضيب واحد ^قاسية37. يتم إعطاء أبعاد هذا القالب في الشكل 1B.

الشكل 1: التمثيل التخطيطي للقوالب الصب. (أ) الرسم الفني وأبعاد قالب الصب مع اثنين من أعمدة مرنة. يتكون القالب من محيط داخلي محدد بجدار قصير يحمل أعمدة احتفاظ مزدوجة في الجسم الرئيسي للقالب. القطبين مرنة لديها مسافة أفقية حرة إلى بعضها البعض ومتصلة في القاعدة. يسمح القالب لحجم الصب 180 ميكرولتر. بئر كل قالب يسمح قدرة حجم ما لا يقل عن 600 ميكرولتر من وسائل الإعلام الثقافية. يمكن استخدام تركيبات مواد مختلفة لإنتاج أعمدة ذات صلابة محددة (على سبيل المثال، TM5MED-TM9MED). (ب) الرسم الفني وأبعاد قالب على شكل حلقة مع قضيب واحد قاسية. هذا هو قالب بديل مع الهندسة المتميزة والبيئة الميكانيكية، والتي يمكن استخدامها مع بروتوكول الصب ^ECT37. تم تكييف طريقة تجميع العفن على شكل حلقة من الأشكال الأكبر ^{المنشورة28,41}. باختصار، تتضمن الطريقة (1) بصمة الفواصل البوليتيترافلوروإيثيلين (PTFE) (قطرها 8 مم) في البوليديميثيلسيلوكسيان (PDMS، السيليكون) سكب في أطباق زجاجية (قطرها 60 ملم)، و (2) تحديد حامل القطب PDMS (قطر 1.5 ملم) متحدة المركز داخل تجويف مجوف شكلت، والذي يعمل على (3) عقد قطب قابلة للإزالة (4 مم قطر أنبوب السيليكون). المساحة المجوفة الناتجة تسمح ل180 ميكرولتر من حجم الصب. يمكن لكل طبق زجاجي أن يغلف قوالب مطبوعة متعددة (تظهر بشكل مثالي مع 5 قوالب) ولديه القدرة على ما يصل إلى 5 مل من متوسط الثقافة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Protocol

ويجب اتخاذ جميع الخطوات في أغطية السلامة البيولوجية من الفئة الثانية المثبتة في المختبرات تحت مستوى الاحتواء 1. واعتمادا على اللوائح المحلية ونوع التلاعبات التي يتعين القيام بها، مثل نقل الجينات بوساطة فيروسية، يجب زيادة مستوى الاحتواء إلى مستوى السلامة البيولوجية 2 أو 3. يتم الحفاظ على ج…

Representative Results

تصل ECT إلى حوالي 95 ٪ ضغط مقارنة بحجم هيدروجيل الكولاجين الخلوي الأولي خلال أول 24 ساعة. ضغط الأنسجة والانكماش تحت ظروف السيطرة وفي وجود FCS تستتبعه بضع ساعات بعد الصب ويزيد بشكل ملحوظ حتى اليوم 5 (الشكل 5A). وقد يزداد انحراف القطب خلال الأيام ال 15 التالية (20 يوما هي أطول فترة تم اخ…

Discussion

يصف البروتوكول المقدم توليد العلاج بالصدمات الكهربائية من CF البشري الأساسي ، والذي يسمح بدراسة التأثير الميكانيكي لهذه الخلايا على بيئة المصفوفة خارج الخلية والعكس بالعكس.

تحتاج الخلايا الليفية إلى توسيعها لتسفر عن خلايا كافية لتجارب العلاج بالصدمات الكهربائية المخطط ل?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد تم دعم هذا العمل من قبل الجمعية الألمانية لأمراض القلب (زمالة أبحاث DGK ل GLS) ومؤسسة الأبحاث الألمانية (DFG من خلال مشروع IRTG 1816 ل GLS و AD؛ DFG 417880571 وDFG TI 956/1-1 لMT; SFB 1002 TP C04 ل MT و WHZ; SFB 1002 TP S01 لWHZ; و EXC 2067/1-390729940J لWHZ). WHZ مدعوم من قبل الوزارة الاتحادية الألمانية للعلوم والتعليم (BMBF من خلال مشروع IndiHEART)، ومؤسسة Leducq (20CVD04). MT، WHZ و SL مدعومة من قبل المركز الألماني لأبحاث القلب والأوعية الدموية (DZHK).

Materials

Cell culture reagents:
Accutase Solution	Merk Millipore	SCR005
Dissociation reagent – TrypLE Express	Gibco	12604013
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) powder, high glucose	Gibco	12100061
Dulbecco’s phosphate buffered saline (DPBS), pH 7.2, -Ca2+, -Mg2+	Gibco	14190144
FGM-2 Fibroblast Growth Medium-2 BulletKit	Lonza	CC-3132
FBM Fibroblast Growth Basal Medium	Lonza	CC-3131
FGM-2 Fibroblast Growth Medium-2 SingleQuots, Supplements and Growth Factors	Lonza	CC-4126
Fibroblast Growth Medium 3 KIT	PromoCell	C-23130
Fibroblast Basal Medium 3	PromoCell	C-23230
Growth Medium 3 SupplementPack	PromoCell	C-39350
Penicillin (10000 U/mL)/ Streptomycin (10000 μL/mL)	Gibco	15140122
Sodium hydroxide solution (NaOH) 1.0 N	Sigma-Aldrich	S2770-100ML
Cell sources:
Normal human cardiac fibroblasts from the ventricle (NHCF-V)	Lonza	CC-2904
Human Cardiac Fibroblasts (HCF-c)	PromoCell	C-12375
Human Cardiac Fibroblasts (HCF-p)	PromoCell	C-12377
Primary human foreskin fibroblasts-1 (HFF-1)	ATCC	SCRC- 1041
Collagen sourses:
Collagen Type I (bovine) in 0.01 M HCl	LLC Collagen Solutions	FS22024	6-7 mg/mL
Collagen Type I (rat tail) in 0.02 M HCl	Corning	354236	~4 mg/mL
Drugs:
Latrunculin-A (Lat-A)	Enzo Life Sciences	BML-T119-0100
Plastic ware:
Cell culture plastic ware	Sarstedt and Starlab
Mesh cell strainer (Nylon, pore size 40 μm)	Falcon	352340
myrPlate-uniform	myriamed GmbH	TM5 med
Serological pipettes wide opening, sterile (10 mL)	Corning	07-200-619
Specific instruments:
Bi-telecentric CORE lens for 1/2″ detectors	OptoEngineering	TCCR12096
Area scan camera Basler ace acA4024	Basler	107404

References

Driesen, R. B., et al. Reversible and irreversible differentiation of cardiac fibroblasts. Cardiovascular Research. 101 (3), 411-422 (2014).
Shi, X., et al. Elasticity of cardiac cells on the polymer substrates with different stiffness: an atomic force microscopy study. Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (16), 7540-7545 (2011).
Elson, E. L., Genin, G. M. Tissue constructs: platforms for basic research and drug discovery. Interface Focus. 6 (1), 20150095 (2016).
Cho, N., Razipour, S. E., McCain, M. L. TGF-beta1 dominates extracellular matrix rigidity for inducing differentiation of human cardiac fibroblasts to myofibroblasts. Experimental Biology and Medicine. 243 (7), 601-612 (2018).
Cucoranu, I., et al. NAD(P)H oxidase 4 mediates transforming growth factor-beta1-induced differentiation of cardiac fibroblasts into myofibroblasts. Circulation Research. 97 (9), 900-907 (2005).
Peng, H., Carretero, O. A., Peterson, E. L., Rhaleb, N. E. Ac-SDKP inhibits transforming growth factor-beta1-induced differentiation of human cardiac fibroblasts into myofibroblasts. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 298 (5), 1357-1364 (2010).
Ribeiro, A. J., et al. Contractility of single cardiomyocytes differentiated from pluripotent stem cells depends on physiological shape and substrate stiffness. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (41), 12705-12710 (2015).
Tranquillo, R. T., Durrani, M. A., Moon, A. G. Tissue engineering science: consequences of cell traction force. Cytotechnology. 10 (3), 225-250 (1992).
Barocas, V. H., Moon, A. G., Tranquillo, R. T. The fibroblast-populated collagen microsphere assay of cell traction force–Part 2: Measurement of the cell traction parameter. Journal of Biomechanical Engineering. 117 (2), 161-170 (1995).
Lijnen, P., Petrov, V., Rumilla, K., Fagard, R. Stimulation of collagen gel contraction by angiotensin II and III in cardiac fibroblasts. Journal of the Renin-Angiotensin-Aldosterone System. 3 (3), 160-166 (2002).
Baxter, S. C., Morales, M. O., Goldsmith, E. C. Adaptive changes in cardiac fibroblast morphology and collagen organization as a result of mechanical environment. Cell Biochemistry and Biophysics. 51 (1), 33-44 (2008).
Zhou, Y., et al. Inhibition of mechanosensitive signaling in myofibroblasts ameliorates experimental pulmonary fibrosis. Journal of Clinical Investigation. 123 (3), 1096-1108 (2013).
Lijnen, P., Petrov, V., Fagard, R. In vitro assay of collagen gel contraction by cardiac fibroblasts in serum-free conditions. Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 23 (7), 377-382 (2001).
Burgess, M. L., et al. Integrin-mediated collagen gel contraction by cardiac fibroblasts. Effects of angiotensin II. Circulation Research. 74 (2), 291-298 (1994).
Nunohiro, T., Ashizawa, N., Graf, K., Hsueh, W. A., Yano, K. Angiotensin II promotes integrin-mediated collagen gel contraction by adult rat cardiac fibroblasts. Japanese Heart Journal. 40 (4), 461-469 (1999).
Ngu, J. M., et al. Human cardiac fibroblast extracellular matrix remodeling: Dual effects of tissue inhibitor of metalloproteinase-2. Cardiovascular Pathology. 23 (6), 335-343 (2014).
Knezevic, V., Sim, A. J., Borg, T. K., Holmes, J. W. Isotonic biaxial loading of fibroblast-populated collagen gels: a versatile, low-cost system for the study of mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 1 (1), 59-67 (2002).
Delvoye, P., Wiliquet, P., Leveque, J. L., Nusgens, B. V., Lapiere, C. M. Measurement of mechanical forces generated by skin fibroblasts embedded in a three-dimensional collagen gel. Journal of Investigative Dermatology. 97 (5), 898-902 (1991).
Kolodney, M. S., Elson, E. L. Correlation of myosin light chain phosphorylation with isometric contraction of fibroblasts. Journal of Biological Chemistry. 268 (32), 23850-23855 (1993).
Bell, B. J., Nauman, E., Voytik-Harbin, S. L. Multiscale strain analysis of tissue equivalents using a custom-designed biaxial testing device. Biophysical Journal. 102 (6), 1303-1312 (2012).
Wakatsuki, T., Kolodney, M. S., Zahalak, G. I., Elson, E. L. Cell mechanics studied by a reconstituted model tissue. Biophysical Journal. 79 (5), 2353-2368 (2000).
Thomopoulos, S., et al. Fibrocartilage tissue engineering: The role of the stress environment on cell morphology and matrix expression. Tissue Engineering Part A. 17 (7-8), 1039-1053 (2011).
Roeder, B. A., Kokini, K., Sturgis, J. E., Robinson, J. P., Voytik-Harbin, S. L. Tensile mechanical properties of three-dimensional type I collagen extracellular matrices with varied microstructure. Journal of Biomechanical Engineering. 124 (2), 214-222 (2002).
Ongherth, A., et al. p63RhoGEF regulates auto- and paracrine signaling in cardiac fibroblasts. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 88, 39-54 (2015).
Vettel, C., et al. PDE2-mediated cAMP hydrolysis accelerates cardiac fibroblast to myofibroblast conversion and is antagonized by exogenous activation of cGMP signaling pathways. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 306 (8), 1246-1252 (2014).
Jatho, A., et al. RhoA Ambivalently Controls Prominent Myofibroblast Characteritics by Involving Distinct Signaling Routes. PLoS One. 10 (10), 0137519 (2015).
Dworatzek, E., et al. Sex-specific regulation of collagen I and III expression by 17beta-Estradiol in cardiac fibroblasts: role of estrogen receptors. Cardiovascular Research. 115 (2), 315-327 (2019).
Tiburcy, M., Meyer, T., Soong, P. L., Zimmermann, W. H. Collagen-based engineered heart muscle. Methods in Molecular Biology. 1181, 167-176 (2014).
Schlick, S. F., et al. Agonistic and antagonistic roles of fibroblasts and cardiomyocytes on viscoelastic stiffening of engineered human myocardium. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 144, 51-60 (2019).
Wille, J. J., Elson, E. L., Okamoto, R. J. Cellular and matrix mechanics of bioartificial tissues during continuous cyclic stretch. Annals of Biomedical Engineering. 34 (11), 1678-1690 (2006).
Berry, C. C., Shelton, J. C., Bader, D. L., Lee, D. A. Influence of external uniaxial cyclic strain on oriented fibroblast-seeded collagen gels. Tissue Engineering. 9 (4), 613-624 (2003).
Stopak, D., Harris, A. K. Connective tissue morphogenesis by fibroblast traction. I. Tissue culture observations. Developmental Biology. 90 (2), 383-398 (1982).
Bellows, C. G., Melcher, A. H., Aubin, J. E. Association between tension and orientation of periodontal ligament fibroblasts and exogenous collagen fibres in collagen gels in vitro. Journal of Cell Science. 58 (1), 125-138 (1982).
Tranquillo, R. T. Self-organization of tissue-equivalents: the nature and role of contact guidance. Biochemical Society Symposia. 65, 27-42 (1999).
Barocas, V. H., Tranquillo, R. T. An anisotropic biphasic theory of tissue-equivalent mechanics: the interplay among cell traction, fibrillar network deformation, fibril alignment, and cell contact guidance. Journal of Biomechanical Engineering. 119 (2), 137-145 (1997).
Yip, A. K., et al. Anisotropic traction stresses and focal adhesion polarization mediates topography-induced cell elongation. Biomaterials. 181, 103-112 (2018).
Santos, G. L., Hartmann, S., Zimmermann, W. H., Ridley, A., Lutz, S. Inhibition of Rho-associated kinases suppresses cardiac myofibroblast function in engineered connective and heart muscle tissues. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 134, 13-28 (2019).
Kittana, N., et al. Modulating the biomechanical properties of engineered connective tissues by chitosan-coated multiwall carbon nanotubes. International Journal of Nanomedicine. 16, 989-1000 (2021).
Kittana, N., et al. Enhancement of wound healing by single-wall/multi-wall carbon nanotubes complexed with chitosan. International Journal of Nanomedicine. 13, 7195-7206 (2018).
Antoine, E. E., Vlachos, P. P., Rylander, M. N. Review of collagen I hydrogels for bioengineered tissue microenvironments: characterization of mechanics, structure, and transport. Tissue Engineering Part B: Reviews. 20 (6), 683-696 (2014).
Holder, A. J., et al. Control of collagen gel mechanical properties through manipulation of gelation conditions near the sol-gel transition. Soft Matter. 14 (4), 574-580 (2018).
Zimmermann, W. H., et al. Tissue engineering of a differentiated cardiac muscle construct. Circulation Research. 90 (2), 223-230 (2002).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Santos, G. L., Meyer, T., Tiburcy, M., DeGrave, A., Zimmermann, W., Lutz, S. Fibroblast Derived Human Engineered Connective Tissue for Screening Applications. J. Vis. Exp. (174), e62700, doi:10.3791/62700 (2021).

Automatically Generated