Summary
Le protocole décrit le développement d’un modèle préclinique standardisé, reproductible et de coup de chaleur à l’effort (EHS) chez la souris exempt de stimuli externes indésirables tels que le choc électrique. Le modèle fournit une plate-forme pour les études mécanistes, préventives et thérapeutiques.
Abstract
Le coup de chaleur est la manifestation la plus grave des maladies liées à la chaleur. Le coup de chaleur classique (SHC), également connu sous le nom de coup de chaleur passif, se produit au repos, tandis que le coup de chaleur à l’effort (EHS) se produit pendant l’activité physique. L’EHS diffère du CHS par l’étiologie, la présentation clinique et les séquelles du dysfonctionnement multiviscéral. Jusqu’à récemment, seuls les modèles de SHC étaient bien établis. Ce protocole vise à fournir des lignes directrices pour un modèle murin préclinique affiné de l’EHS qui est exempt de facteurs limitatifs majeurs tels que l’utilisation d’anesthésie, de contention, de sondes rectales ou de chocs électriques. Des souris C57Bl/6 mâles et femelles, instrumentées avec des sondes télémétriques à température centrale (Tc), ont été utilisées dans ce modèle. Pour se familiariser avec le mode de course, les souris suivent 3 semaines d’entraînement en utilisant des roues de course volontaires et forcées. Par la suite, les souris courent sur une roue forcée à l’intérieur d’une chambre climatique réglée à 37,5 ° C et 40% à 50% d’humidité relative (HR) jusqu’à ce qu’elles présentent une limitation des symptômes (par exemple, perte de conscience) à Tc de 42,1 à 42,5 ° C, bien que des résultats appropriés puissent être obtenus à des températures de chambre comprises entre 34,5 et 39,5 ° C et une humidité comprise entre 30% et 90%. Selon la gravité souhaitée, les souris sont immédiatement retirées de la chambre pour récupérer à température ambiante ou restent dans la chambre chauffée pendant une plus longue durée, ce qui entraîne une exposition plus grave et une incidence plus élevée de mortalité. Les résultats sont comparés à des contrôles d’exercice simulés appariés (EXC) et/ou à des contrôles naïfs (NC). Le modèle reflète bon nombre des résultats physiopathologiques observés dans l’EHS humain, y compris la perte de conscience, l’hyperthermie sévère, les dommages multi-organes ainsi que la libération de cytokines inflammatoires et les réponses de phase aiguë du système immunitaire. Ce modèle est idéal pour la recherche basée sur des hypothèses afin de tester des stratégies préventives et thérapeutiques qui peuvent retarder l’apparition de l’EHS ou réduire les dommages multi-organes qui caractérisent cette manifestation.
Introduction
Le coup de chaleur est caractérisé par un dysfonctionnement du système nerveux central et des lésions organiques ultérieures chez les sujets hyperthermiques1. Il y a deux manifestations de coup de chaleur. Le coup de chaleur classique (SHC) touche principalement les populations âgées pendant les vagues de chaleur ou les enfants laissés dans des véhicules exposés au soleil pendant les chaudes journées d’été1. Le coup de chaleur à l’effort (EHS) se produit lorsqu’il y a une incapacité à thermoréguler adéquatement pendant l’effort physique, généralement, mais pas toujours, sous des températures ambiantes élevées entraînant des symptômes neurologiques, une hyperthermie et un dysfonctionnement et des dommages multiviscébrauxultérieurs 2. EHS se produit chez les athlètes récréatifs et d’élite ainsi que le personnel militaire et chez les ouvriers avec et sans déshydratation concomitante3,4. En effet, l’EHS est la troisième cause de mortalité chez les athlètes lors de l’activité physique5. Il est extrêmement difficile d’étudier l’EHS chez l’homme car l’épisode peut être mortel ou entraîner des résultats négatifs à long terme pour la santé6,7. Par conséquent, un modèle préclinique fiable de l’EHS pourrait servir d’outil précieux pour surmonter les limites des observations cliniques rétrospectives et associatives chez les victimes humaines de l’EHS. Les modèles précliniques du SHC chez les rongeurs et les porcs ont été bien caractérisés8,9,10. Cependant, les modèles précliniques du SHC ne se traduisent pas directement en physiopathologie EHS en raison des effets uniques de l’exercice physique sur le profil thermorégulateur et la réponse immunitaire innée11. En outre, les tentatives précédentes de développer des modèles EHS précliniques chez les rongeurs ont posé des restrictions significatives, y compris des stimuli de stress superposés induits par un choc électrique, l’insertion d’une sonde rectale et des températures corporelles maximales prédéfinies avec des taux de mortalité élevés12,13,14,15,16 qui ne correspondent pas aux données épidémiologiques actuelles. Ceux-ci représentent des limites importantes qui peuvent confondre l’interprétation des données et fournir des indices de biomarqueurs peu fiables. Par conséquent, le protocole vise à caractériser et à décrire les étapes d’un modèle préclinique normalisé, hautement reproductible et traduisible de l’EHS chez la souris qui est largement exempt des limitations mentionnées ci-dessus. Les ajustements au modèle qui peuvent entraîner des résultats physiologiques gradués d’un coup de chaleur modéré à mortel sont décrits. À la connaissance des auteurs, il s’agit du seul modèle préclinique de l’EHS présentant de telles caractéristiques, ce qui permet de poursuivre des recherches EHS pertinentes d’une manière basée sur des hypothèses11,17,18.
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Protocol
Toutes les procédures ont été examinées et approuvées par l’IACUC de l’Université de Floride. Des souris mâles ou femelles C57BL/6J, âgées d’environ 4 mois, pesant entre 27 et 34 g et 20 à 25 g, respectivement, sont utilisées pour l’étude.
1. Implantation chirurgicale du système de surveillance télémétrique de la température
- À l’arrivée du vendeur, laissez les animaux se reposer dans le vivarium pendant au moins 1 semaine avant la chirurgie afin de minimiser le stress du transport.
- Le groupe héberge les souris (maximum de 5 par cage selon les directives locales de l’IACUC) jusqu’au jour de la chirurgie pour l’implantation d’un dispositif télémétrique à température. Rangez-les dans des cages standard de 7,25 » (L) x 11,75 » (L) x 5 » (H) contenant de la litière en épi de maïs. Maintenez le cycle de lumière sur un cycle de lumière de 12 x 12 (allumé: 7 AM; éteint: 7 PM). Maintenir la température du boîtier à 20-22 °C et l’humidité relative (HR) à 30%-60%. Fournissez le régime chow standard et l’eau ad libitum jusqu’au protocole EHS.
REMARQUE: La raison d’être du logement individuel est d’éviter les blessures fréquentes de combat chez les souris mâles C57bl / 6J et de fournir de nombreuses possibilités de course spontanée de la roue pour chaque souris. - Pour le placement des dispositifs de télémétrie, anesthésiez la souris avec de l’isoflurane (4%, 0,4-0,6 L / min de flux O2) dans une chambre à induction. Ensuite, placez la souris sous anesthésie continue via un cône de nez (1,5%, 0,6 L / min).
- Utilisez un lubrifiant pour les yeux, comme une pommade vétérinaire, pour protéger les yeux de l’animal contre les dommages ou les blessures pendant la chirurgie.
- Pour préparer le site chirurgical, rasez le bas-ventre avec de petites tondeuses à poils d’animaux ou utilisez un dissolvant disponible dans le commerce. Administrer la première dose de buprénorphine sous-cutanée (0,1 mg/kg) pendant cette période.
- Frottez la zone avec trois lavages de povidone-iode (ou un gommage germicide similaire) suivi d’un rinçage à l’alcool isopropylique à 70% (ou d’une solution saline stérile selon les exigences vétérinaires locales). Ensuite, transférez la souris dans la zone chirurgicale.
- Utilisez un rideau adhésif pour isoler le site chirurgical sur la souris. À l’aide d’instruments stériles et d’une technique aseptique, faites une incision d’environ 1 cm sur la ligne médiane le long de la linea alba, à environ 0,5 cm de la marge costale. Ensuite, séparez la peau de la couche musculaire et faites une incision légèrement plus petite sur la linea alba, en prenant soin de ne pas endommager les intestins ou les organes internes.
- Une fois la couche musculaire ouverte, placez le télémètre stérile (dispositif de radiotélémétrie miniature réutilisable sans pile; 16,5 x 6,5 mm) dans la cavité intrapéritonéale devant les artères caudales et les veines et dorsale aux organes digestifs pour lui permettre de flotter librement.
REMARQUE: Tous les télémètres sont nettoyés à l’eau et au savon, soigneusement rincés et stérilisés au gaz avec de l’oxyde d’éthylène entre les utilisations. Si la stérilisation au gaz n’est pas disponible, l’immersion dans des solutions de stérilisation (conformément à la recommandation du fabricant pour la dilution et le temps d’immersion) est acceptée pour désinfecter et stériliser les télémètres. - Fermez l’ouverture abdominale avec une suture stérile résorbable 5-0 et fermez la peau à l’aide d’un simple point de suture interrompu avec une suture 5-0 proline.
REMARQUE: Permettre au télémètre de flotter dans le compartiment abdominal sans l’attacher à la paroi abdominale (une méthode recommandée par le fabricant) s’est avéré efficace et préféré par les auteurs pour éliminer l’excès de tension dans la paroi abdominale pendant la guérison. De plus, cela n’a aucun impact sur la capacité du récepteur à obtenir le signal de l’émetteur. - Placez la souris dans sa cage propre avec un coussin chauffant portable sous la cage. Surveillez la souris toutes les 15 minutes pendant la première heure de récupération de l’anesthésie, puis retournez à l’installation de logement pour animaux.
- Fournir aux souris des injections sous-cutanées de buprénorphine toutes les 12 h pendant 48 h pendant la récupération et continuer à surveiller les signes de détresse. Si disponible, administrer la buprénorphine à libération lente par voie sous-cutanée toutes les 24 h (1 mg/kg) pendant 48 h. Laissez les souris récupérer pendant environ 2 semaines après la chirurgie avant d’introduire une course volontaire de la roue.
2. Familiarisation : Course volontaire et forcée sur roues
- Après la récupération de la chirurgie, placez les roues de roulement volontaires dans la cage pour un accès libre à la roue. D’autres sélections de roues de roulement peuvent être tout aussi efficaces, mais assurez-vous qu’elles s’adaptent aux tailles de cage limitées disponibles.
REMARQUE: Les roues de roulement ont dû être légèrement réduites en dimension pour tenir dans une cage standard. - Acclimatez la souris à la roue volontaire dans la cage pendant 2 semaines. Une fois acclimatée, la souris est prête pour l’entraînement avec des procédures de familiarisation pour les roues de course forcées.
- Effectuez les quatre séances d’entraînement (une/jour) dans la chambre environnementale à température ambiante (~25 °C, 30 % d’humidité relative).
REMARQUE: Bien que cela soit idéal, les souris ont également été entraînées avec succès à des roues de course forcées identiques à l’extérieur de la chambre. Plusieurs souris peuvent alors être entraînées simultanément sans interférer avec l’utilisation de la chambre. - Pour commencer la première séance d’entraînement, laissez la souris libre dans la roue de roulement modifiée pendant 15 minutes en retirant ou en desserrant la courroie d’entraînement du moteur pour permettre à la souris de déterminer la vitesse de la roue et de s’y acclimater de manière non stressante.
REMARQUE: Les protocoles peuvent être exécutés avec des logiciels et du matériel fournis par le fabricant de la roue de roulement ou peuvent être remplacés par une alimentation programmable externe câblée directement au moteur de la roue, ce qui permet d’automatiser le protocole d’exercice incrémentiel. - Calibrez le système pour chaque roue de roulement afin de déterminer la relation entre la tension d’alimentation et les mètres/minute (m/min) de chaque roue.
REMARQUE: Les roues de roulement forcées ont également été modifiées pour élever le moteur de 15 cm, inverser et déplacer la poulie entraînant la roue à 5 cm au-dessus de la plate-forme du récepteur de télémétrie. Cela a permis à la plate-forme réceptrice d’obtenir des données de télémétrie précises pendant le protocole de fonctionnement sans interférence du moteur. - Après une brève période de repos (<5 min), lancez le protocole de roue de roulement forcée. Démarrez la roue à 2,5 m/min et augmentez de 0,3 m/min toutes les 10 minutes pendant un total de 1 h pour imiter la première heure de l’essai EHS réel, mais à température ambiante. Remettez la souris dans sa cage d’origine et laissez une récupération de 24 heures. Effectuez les trois séances de course forcée suivantes de la même manière pendant des jours consécutifs. Après le jour 1, la partie d’acclimatation en roue libre n’est pas nécessaire.
- Laissez la souris 2-3 jours de lavage ou de récupération du stress de la pratique de la roue de course forcée, mais laissez la souris accéder librement à la roue volontaire de la cage de la maison. La souris est maintenant prête à subir le protocole EHS.
3. Protocole EHS
- La veille du protocole EHS, placez la souris dans la chambre environnementale à température ambiante (~25 °C, ≈30 % d’humidité relative) pour s’acclimater à la chambre.
- Utilisez un système d’acquisition de données pour collecter des Tc continus, en moyenne sur des intervalles de 30 s pendant la nuit.
- Le matin du protocole EHS, assurez-vous que la souris est égale ou inférieure à une plage normale de température diurne avant d’augmenter la température de la chambre (c.-à-d. 36-37,5 °C). Cela garantit que la souris n’a pas de fièvre et n’a pas subi de stress excessif pendant cette période.
- Une fois que la souris est stable et dans une plage de température centrale normale au repos, retirez la nourriture et l’eau et pesez l’animal. Fermez la porte de la chambre et augmentez la température de la chambre à un objectif de 37,5 °C et de 40 % à 50 % d’humidité relative, ou la température et l’humidité ambiantessouhaitées 19. Vérifiez la température et l’humidité de la chambre à l’aide d’un moniteur de température et d’humidité étalonné.
- Entourez la chambre d’un rideau occultant pour minimiser la lumière et les perturbations pendant le protocole. Surveillez la souris en continu pendant le protocole via des caméras éclairées IR à distance. Focalisez une deuxième caméra sur le moniteur de température et d’humidité, placé près de la roue de roulement. Effectuez des ajustements au contrôleur pour le point de consigne de la chambre environnementale afin d’assurer des lectures de température précises près de l’animal.
- Une fois que la chambre a atteint sa température cible telle que mesurée par la deuxième caméra sur le moniteur de température (cela peut prendre environ 30 minutes), ouvrez rapidement la porte de la chambre et placez la souris dans la roue de roulement forcée.
- Lancez le protocole de roue de course forcée à une vitesse de 2,5 m/min et augmentez la vitesse de 0,3 m/min toutes les 10 minutes jusqu’à ce que la souris atteigne un Tc de 41 °C. Une fois que la souris a atteint cette température centrale, laissez la vitesse rester constante jusqu’à la limitation des symptômes, caractérisée par une perte de conscience apparente, une chute ou un évanouissement en arrière et l’incapacité de continuer à courir ou à s’accrocher au volant. Confirmez ce moment où la souris a trois rotations vers l’arrière sur la roue sans signe de réponse physique. Vous pouvez également identifier un point d’évaluation humain en suivant les règles locales de l’IACUC pour déterminer quand arrêter le protocole (par exemple, lorsque Tc ~ 43 °C). Ce critère d’évaluation est légèrement supérieur à la limitation des symptômes chez pratiquement toutes les souris.
- Pour exécuter le protocole de refroidissement rapide (R), une fois que la souris atteint la limitation des symptômes, arrêtez la roue et retirez-la immédiatement de la roue de course forcée. Pesez la souris et replacez-la dans sa cage d’origine pour la récupérer à température ambiante. Pendant ce temps, laissez la porte de la chambre ouverte et ramenez le point de consigne de l’incubateur à la température ambiante pour permettre à la chambre de refroidir rapidement. Cette procédure entraîne une survie à long terme de >99%.
- Pour effectuer une exposition EHS plus sévère (S), gardez la cage domestique de l’animal dans la chambre à 37,5 °C pendant le protocole EHS. Lorsque l’animal atteint la limitation des symptômes, laissez-le rester dans la roue de roulement jusqu’à ce qu’il revienne à la conscience comme observé par la caméra à distance (~ 5-9 min).
- Ensuite, retirez rapidement la souris de la roue de roulement et retournez-la directement dans sa cage préchauffée pour obtenir un profil de refroidissement beaucoup plus lent(Figure 1A,ligne pointillée rouge), éliminant essentiellement la phase hypothermique EHS. Retirez le dessus du filtre de la cage pendant ce temps pour améliorer l’équilibre avec la chambre.
- Utilisez une cage de récupération prérefroidie à température ambiante pour effectuer une procédure alternative moins sévère afin d’entraîner une phase hypothermique supprimée mais avec un taux de survie de 100%20.
- Pour le protocole S, surveillez attentivement la souris pendant la récupération et vérifiez en permanence les points de terminaison humains. Bien qu’il soit difficile de tester à distance les paramètres humains couramment utilisés (par exemple, le réflexe de redressement), observez les souris à distance pour détecter les mouvements normaux pendant la récupération tels que le toilettage, la respiration normale, le léchage, etc. Surveillez le Tc pendant ce temps.
- Il est peu probable que les souris se rétablissent si leur température centrale s’inverse pendant la phase de récupération, dépassant finalement 40 °C; à ce stade, terminez l’expérience et évaluez la souris pour les points de terminaison humains standard.
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Representative Results
Les profils thermorégulateurs typiques pendant l’ensemble du protocole EHS et la récupération précoce d’une souris sont illustrés à la figure 1A. Ce profil comprend quatre phases distinctes qui peuvent être définies comme l’étape de chauffage de la chambre, l’étape d’exercice incrémental, l’étape d’exercice à l’état d’équilibre et une étape de récupération par une méthode de refroidissement rapide (R) ou sévère (S)17. Les principaux résultats thermorégulateurs comprennent le Tc maximal atteint (Tc, max) et le temps nécessaire pour atteindre Tc, max. La zone thermique ascendante permet de déterminer l’exposition effective à la température >39,5 °C21 et à la profondeur d’hypothermie (Tc,min). Les valeurs typiques de ces variables résumées à partir de plusieurs études sont présentées dans le tableau 1. D’autres variables de résultat régulièrement mesurées comprennent la distance totale parcourue, la vitesse maximale atteinte et le pourcentage de poids perdu pendant le protocole EHS (une mesure de substitution de la déshydratation). Encore une fois, des valeurs typiques peuvent être observées dans le tableau 1. Les souris femelles sont plus résistantes aux coups de chaleur dans ce modèle et parcourent des distances près de 2 fois plus longues que les souris mâles17, comme illustré schématiquement à la figure 1B et résumé numériquement dans le tableau 1.
Des expériences terminales ont été réalisées à différents moments post-EHS, allant d’immédiatement avant et après l’effondrement19 à 30 jours11,17,22. Ce modèle démontre systématiquement des dommages histologiques aux intestins, aux reins et au foie19. D’autres résultats attendus comprennent des biomarqueurs communs du stress ou de la réactivité immunitaire11,17, ( Tableau 2 ),ainsique le dysfonctionnement des organes terminaux, y compris les indicateurs du foie (alanine transaminase), des muscles (créatine kinase), intestinaux (protéine de liaison aux acides gras 2) et des reins (créatinine: rapport azote uréique sanguin) comme indiqué dans le tableau 319. Des études futures pourraient envisager de mesurer d’autres marqueurs de lésions tissulaires ou de stress oxydatif.
Dans le modèle préclinique R, >99 % des animaux survivent jusqu’au prélèvement de l’échantillon. Cependant, dans le modèle S, tel que décrit ci-dessus, la mortalité augmente à >30% (N = 32, P < 0,003). Un profil de température de récupération typique pour le modèle S est illustré à la figure 1A (ligne rouge pointillée), où Tc reste au-dessus de 37 °C tout au long de la période de récupération de 2 heures. La partition des périodes de récupération EHS à chaque étape du protocole EHS et de la récupération est comparée à la figure 2 entre les modèles classique et S. Fait intéressant, il n’y a pas de différence dans le temps nécessaire pour récupérer à 39,5 ° C dans les deux modèles. Cependant, le temps de refroidissement à la température ambiante (37,5 °C, au-dessus de la température corporelle normale) a été considérablement prolongé (P < 0,0001).
Figure 1: Profils thermorégulateurs pendant l’ensemble du protocole EHS et récupération précoce d’une souris. (A)Profil typique de la température centrale d’une souris C57Bl6 soumise au protocole sur l’axe vertical. Sur l’axe horizontal, au fil du temps, le chauffage de la chambre (-50) au début de la partie incrémentielle du protocole. Lorsque la souris atteint 41 °C, la vitesse est maintenue constante pendant la phase d’équilibre jusqu’à ce qu’elle atteigne la limitation des symptômes. Pendant la récupération, la température centrale baisse à des vitesses différentes pour les modèles sévères (ligne pointillée rouge) et rapides (ligne continue). (B) Représentation schématique des différences entre les sexes observées en termes de température centrale et de durée. La ligne pointillée est mâle et la ligne continue est femelle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2: Durée pendant laquelle la température centrale de la souris est restée >39,5 °C pour les protocoles de refroidissement rapide (R) et de refroidissement lent (S). Notez que des différences significatives existent dans les segments Tc,max à 37,5 °C et Tc,max à Tc,min. Les données sont moyennes ± écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Mâles | Femelles | EXC | |
| Tc,max (°C) | 42,1 ± 0,2 | 42.3 (42.2–42.4) | 38,5 ± 0,2 |
| Temps jusqu’à Tc (min) | 123 ± 11 | 208 (152–252) | 113 ± 10 |
| %Perte de poids en EHS | 8.1 ± 2.1 | 6.0 (5.1–7.6 | 4,5 % ± 1,0 % |
| Profondeur d’hypothermie (°C) | 33,0 ± 1,1 | 31.7 (30.7–33.1) | n/a |
| Surface thermique ascendante (°C >39,5 • S) | 96,5 ± 14,7 | 240 (202–285) | n/a |
| Distance totale (m) | 444,9 ± 89,3 | 623 (424–797) | Correspondait |
| Vitesse maximale (m/min) | 5,3 ± 0,6 | 8.1 (7.1–9.2) | 5.2 |
Tableau 1 : Réponses attendues à la température et à l’exercice à l’aide du modèle de refroidissement rapide du coup de chaleur à l’effort. Toutes les données de température ambiante = 37,5 ° C, 30% -40% d’humidité relative. Moyens ± SD résumés à partir de King et al. 201519, Garcia et al. 201817, Garcia et al. 202018.
Tc,max = température centrale maximale atteinte à ou près de la limitation des symptômes pendant le coup de chaleur à l’effort (EHS).
% Perte de poids = % différence de poids entre immédiatement avant et après EHS. Surface thermique ascendante = un indicateur de charge thermique. Il est le produit du temps x température > 39,5 °C pendant le protocole EHS.
| Mâle | Femelle | |||||||
| Mâles | EXC | 30 min | 3 h | 24 h | EXC | 30 min | 3 h | 24 h |
| Corticostérone (ng/mL) | 50 ± 10 | 175 ± 42 | 152 ± 28 | 46 ± 26 | 72 ± 11 | 219 ± 78 | 259 ± 36 | 95 ± 24 |
| IL-6 (pg/mL) | 3,8 ± 0 | 58,0 ± 50,0 | 37,0 ± 43 | 5.1 ± 4.0 | 3,7 ± 0,3 | 97,0 ± 48 | 10,4 ± 16,0 | 5,0 ± 4,2 |
| GCS-F (pg/mL) | 34,2 ± 16,4 | 573 ± 462 | 1080 ± 52 | 87,8 ± 40,5 | 44,2 ± 20,0 | 238 ± 194 | 1712 ± 1700 | 208,4 ± 193 |
Tableau 2 : Biomarqueur des réponses hormone/cytokine du stress dans un modèle de refroidissement rapide du coup de chaleur à l’effort.
Les données sont des moyennes ± SD, Toutes les données de la température ambiante = 37,5 °C, 30% -40% relatif
humidité. Résumé de Garcia et al. 201817.
| Point temporel | EXC | 30 min | 3 h | 24 h |
| Créatine Kinase (UI/L) | 215 ± 108 | 309 ± 145 | 1392 ± 1797 | 344 ± 196 |
| Azote uréique sanguin (mg/dL) | 23 ± 2,7 | 66 ± 2,6 | 34 ± 8,5 | 17,2 ± 0,4 |
| Rapport créatinine:BUN | 131 ± 70,0 | 210,7 ± 22,8 | 268,6 ± 118 | 52,3 ± 14 |
| Alanine transaminase | 25 ± 3,7 | 367 ± 744 | 123 ± 167 | 207 ± 236 |
| FABP-2 (ng/mL) | 2.3 ± 1.0 | 10,2 ± 1,0 | 2.6 ± 3.1 | 1,2 ± 0,5 |
Tableau 3 : Biomarqueurs des lésions organiques chez les souris mâles pendant la récupération du modèle de refroidissement rapide du coup de chaleur à l’effort.
Les données sont des moyens ± SD. Toutes les données de température ambiante = 37,5 °C. King et al. 201519.
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Discussion
Cette revue technique vise à fournir des lignes directrices pour la performance d’un modèle préclinique d’EHS chez la souris. Les étapes détaillées et le matériel requis pour l’exécution d’un épisode EHS reproductible de gravité variable sont fournis. Il est important de noter que le modèle imite en grande partie les signes, les symptômes et le dysfonctionnement multiviscéral observés chez les victimes humaines del’EHS11,19. En outre, ce modèle permet d’examiner le mécanisme sous-jacent à la récupération EHS à court et à long terme19, 20,22, 23et l’effet des interventions sur la thermorégulation, les mesures de performance dans la chaleur, le taux de réduction de la température après un ACCIDENT VASCULAIRE CÉRÉBRAL et les indicateurs de dysfonctionnement multi-organes et les tests fonctionnels de récupération. Ce modèle permet aux chercheurs d’établir des comparaisons entre d’autres modèles qui peuvent être pertinents pour des comparaisons telles que ceux décrivant l’hyperthermie maligne ou la rhabdomyolyse24,25,26.
Ce modèle préclinique élimine les facteurs de stress inutiles, tels que l’utilisation de stimulation électrique, de sondes rectales, d’anesthésie ou de coupures de Tc prédéterminées. En outre, il met en évidence les différences entre les sexes et la tolérance innée à l’EHS. Il y a, cependant, certaines étapes critiques qui doivent être respectées. Par exemple, des élévations mineures de l’humidité relative peuvent prolonger la durée du protocole parce que les souris sont capables d’utiliser la condensation de la vapeur d’eau pour se refroidir (contrairement aux effets de l’humidité chez l’homme)19. En outre, il est important de noter que lors de l’utilisation du mode S, la cage vide doit être conservée à l’intérieur de la chambre pendant toute la durée du test. Si la cage est laissée à l’extérieur de la chambre, exposée à la température ambiante, elle crée un gradient suffisant pour refroidir la souris même si elle est rapidement renvoyée dans la chambre chauffée20. Une caractéristique unique mais pas nécessairement requise du protocole est l’utilisation d’une petite roue de roulement forcée (17,1 cm de diamètre). Ce diamètre oblige les souris à soulever leurs torses supérieurs pour rencontrer la roue à mesure que la vitesse augmente et subissent une coordination considérable pour suivre la vitesse de la roue et marcher sur les échelons largement espacés de la roue. Par conséquent, l’efficacité, la vitesse et les performances en utilisant une telle roue sont très différentes de celles des souris qui courent sur une surface plane telle qu’un tapis roulant ou des roues de diamètre beaucoup plus grand disponibles. Si des roues de diamètre différent sont utilisées, il est peu probable que les exemples de données présentés ici soient représentatifs. Étant donné que l’activité de course est plus complexe dans la roue plus petite, son utilisation peut simuler de manière appropriée des activités motrices complexes dans la chaleur typique de diverses activités plutôt que de simplement courir sur des surfaces planes.
La possibilité de sélectionner la gravité en ajustant la vitesse de refroidissement est un autre avantage de ce modèle. La principale intervention thérapeutique connue pour être efficace pour contrer les résultats négatifs de l’EHS est un refroidissement immédiat en dessous de 40 °C27. Par conséquent, l’approche de refroidissement rapide décrite dans le modèle R est recommandée pour ceux qui tentent d’inverser la traduction d’un épisode EHS en paramètres d’exercice où des stations de refroidissement sont facilement disponibles. Cependant, dans de nombreux autres cas, comme dans des scénarios militaires ou des événements sportifs organisés dans des contextes éloignés, les victimes sont souvent laissées dans la chaleur, après l’effondrement, souvent pendant des heures jusqu’à ce qu’un soutien médical soit disponible. Cela fait de l’approche de refroidissement lent (S) un modèle valide pour des résultats plus graves. Vraisemblablement, cette approche pourrait être modifiée davantage pour fournir un large éventail de résultats de gravité et pour tester les protocoles de refroidissement.
L’étape la plus critique de cette procédure est peut-être d’assurer une implantation correcte du dispositif de température télémétrique et de permettre une récupération suffisante après la chirurgie. Le processus d’inflammation qui s’ensuit impliqué dans la récupération peut grandement modifier la capacité de la souris à répondre favorablement au protocole EHS, car il a été démontré que les infections et l’inflammation ont un impact négatif sur les réponses thermorégulatrices pendantl’EHS3,27. Une bonne suture est impérative pour le succès de la chirurgie et pour favoriser une bonne cicatrisation des plaies. Il est essentiel de s’assurer que la couche musculaire a été suturée séparément de la couche cutanée. La couche musculaire doit également être coupée uniquement le long de la linea alba pour assurer une perte de sang inutile et des dommages au muscle. Il est impératif d’administrer des analgésiques au bon moment et de laisser suffisamment de temps aux animaux pour se remettre complètement de la chirurgie avant d’introduire les roues de roulement dans la cage. La souris doit être surveillée pendant la récupération pour détecter les signes et symptômes de détresse et de perte de poids.
Tout au long de l’élaboration de ce protocole, diverses modifications réussies ont été testées. La première modification comprenait le rythme auquel l’entraînement a été effectué et l’élimination de la partie en roue libre pendant l’acclimatation. En raison des limitations de l’équipement, la formation a été effectuée en utilisant le même protocole, mais avec des augmentations progressives de la vitesse de 0,5 m/min toutes les 10 minutes pendant 60 minutes; la roue libre n’a pas été utilisée lors de la session de formation initiale. Ces petits changements n’ont pas affecté le résultat global ou l’état d’entraînement de la souris. Une deuxième modification qui a été testée a été le placement de la souris pendant l’augmentation de la température de la chambre environnementale. Le protocole stipule que la souris doit reposer dans la cage domestique jusqu’à ce que la température ambiante cible soit atteinte. Cependant, pour éliminer l’ouverture de la porte de la chambre à la température cible, la souris a été placée dans la roue de course forcée pour se reposer pendant que la chambre atteignait la température cible. Le Tc et l’activité des souris ne différaient pas significativement si la souris se reposait dans la roue ou dans la cage domestique pendant cette période. Enfin, une variété de conditions environnementales ont été testées allant de 37,5 à 39,5 ° C avec 30% à 90% HR19. La tendance générale est restée similaire, tandis que Tc, max et la durée de l’exercice différaient. La manipulation de la température et de l’humidité cibles peut donc être adaptée aux objectifs de recherche individuels.
Il y a quelques limitations supplémentaires à garder à l’esprit pour ce protocole. Par exemple, comme le protocole est limité par les symptômes, la souris ne courra pas au-delà du point d’effondrement, ce qui rend difficile la création d’un modèle plus sévère basé sur l’intensité de l’exercice. Cependant, le protocole de refroidissement modifié corrige cette limitation. Une autre limite est que toute thérapie ou intervention future doit être administrée à distance, avant ou après le protocole EHS. Si l’animal devait être arrêté pour administration thérapeutique, le Tc tomberait immédiatement et le profil thermorégulateur serait modifié.
Bien que ces limitations présentent quelques problèmes logistiques, ce modèle présente des caractéristiques avantageuses par rapport à d’autres modèles qui ont utilisé des stimuli stressants ou des équipements invasifs. À l’avenir, ce modèle pourra être utilisé pour découvrir les mécanismes sous-jacents à l’EHS et tester de nouvelles interventions susceptibles de retarder l’apparition de l’EHS ou de prévenir le dysfonctionnement multiviscéral qui s’ensuit. En résumé, ce protocole établit des lignes directrices pour l’exécution d’un modèle préclinique fiable de l’EHS chez la souris et, espérons-le, identifie les pièges potentiels à éviter lors de la recréation de cette approche dans d’autres environnements et des recherches futures.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer. Tous les travaux effectués et tout le soutien pour ce projet ont été générés à l’Université de Floride.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par le ministère de la Défense W81XWH-15-2-0038 (TLC) et BA180078 (TLC) et le BK and Betty Stevens Endowment (TLC). JMA a été soutenu par l’aide financière du Royaume d’Arabie saoudite. Michelle King travaillait à l’Université de Floride au moment où cette étude a été menée. Elle est actuellement employée par le Gatorade Sports Science Institute, une division de PepsiCo R&D.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1080P HD 4 Security Cameras 4CH Home Video Security Camera System w/ 1TB HDD 2MP Night View Cameras CCTV Surveillance Kit | LaView | ||
| 5-0 Coated Vicryl Violet Braided | Ethicon | ||
| 5-0 Ethilon Nylon suture Black Monofilament | Ethicon | ||
| Adhesive Surgical Drape with Povidone 12x18 | Jorgensen Labset al. | ||
| BK Precision Multi-Range Programmable DC Power Supplies Model 9201 | BK Precision | ||
| DR Instruments Medical Student Comprehensive Anatomy Dissection Kit | DR Instruments | ||
| Energizer Power Supply | Starr Life Sciences | ||
| G2 Emitteret al. | Starr Life Sciences | ||
| Layfayette Motorized Wheel Model #80840B | Layfayette | ||
| Patterson Veterinary Isoflurane | Patterson Veterinary | ||
| Platform receiveret al. | Starr Life Sciences | ||
| Scientific Environmental Chamber Model 3911 | ThermoForma | ||
| Training Wheels | Columbus Inst. |
References
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