Summary
Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Modellierung der intravenösen Totalanästhesie (TIVA) während der Krebsresektion bei Mäusen. Ziel ist es, Schlüsselmerkmale der Anästhesieabgabe an Krebspatienten zu replizieren. Die Methode ermöglicht es zu untersuchen, wie sich die Anästhesietechnik auf das Wiederauftreten von Krebs nach einer Resektionsoperation auswirkt.
Abstract
Anästhesie ist ein routinemäßiger Bestandteil der Krebsbehandlung, der für diagnostische und therapeutische Verfahren verwendet wird. Die Anästhesietechnik wurde kürzlich mit der Beeinflussung langfristiger Krebsergebnisse in Verbindung gebracht, möglicherweise durch Modulation von adrenerg-entzündlichen Reaktionen, die das Verhalten von Krebszellen und die Funktion von Immunzellen beeinflussen. Neue Erkenntnisse deuten darauf hin, dass Propofol-basierte intravenöse Vollanästhesie (TIVA) im Vergleich zu inhalativer flüchtiger Anästhesie für langfristige Krebsergebnisse von Vorteil sein kann. Die verfügbaren klinischen Befunde sind jedoch widersprüchlich. Präklinische Studien, die die zugrunde liegenden Mechanismen identifizieren, sind von entscheidender Bedeutung, um das Design klinischer Studien zu leiten, die die Erkenntnisse beschleunigen. Die meisten präklinischen Modelle der Anästhesie wurden aus der Verwendung von Anästhesie in der In-vivo-Forschung extrapoliert und sind nicht optimal darauf ausgelegt, die Auswirkungen der Anästhesie selbst als primären Endpunkt zu untersuchen. Dieses Papier beschreibt eine Methode zur Verabreichung von Propofol-TIVA-Anästhesie in einem Mausmodell der Brustkrebsresektion, das wichtige Aspekte der klinischen Verabreichung bei Krebspatientinnen repliziert. Das Modell kann verwendet werden, um Wirkungsmechanismen der Anästhesie auf Krebsergebnisse bei verschiedenen Krebsarten zu untersuchen und kann auf andere Nicht-Krebsbereiche der präklinischen Anästhesieforschung extrapoliert werden.
Introduction
Mehr als 60% der Krebspatienten erhalten eine Anästhesie für die chirurgische Resektion1. Derzeit gibt es keine spezifischen klinischen Richtlinien, die die Wahl der Anästhesie bei Krebspatienten bestimmen. Umfragen unter Anästhesisten zeigen eine Präferenz für flüchtige Anästhesie, auch während Krebsoperationen 2,3. Es gibt jedoch immer mehr Hinweise darauf, dass die Anwendung einer Propofol-basierten intravenösen Vollanästhesie (TIVA) während einer Krebsoperation im Vergleich zur flüchtigen Anästhesie mit verbesserten postoperativen Ergebnissen (progressionsfreies Überleben, Gesamtüberleben) einhergehen kann4. Nachfolgende klinische Studien berichten weiterhin widersprüchliche Ergebnisse 5,6,7,8. Diese Ergebnisse unterstützen die Notwendigkeit präklinischer Studien, um die mechanistischen Auswirkungen verschiedener Anästhetika auf krebsbedingte Ergebnisse besser zu verstehen.
In In-vivo-Studien , die Krebsoperationen modellieren, ist die Anästhesie jedoch häufig ein zufälliger Teil des Verfahrens. Die Begründung für die Wahl der Anästhesie steht oft nicht im Mittelpunkt des experimentellen Designs, und ihre Auswirkungen auf krebsbedingte Endpunkte werden möglicherweise nicht bewertet. Zum Beispiel verwenden In-vivo-Studien , die eine Aufrechterhaltung der Anästhesie für Krebsoperationen erfordern, am häufigsten inhalative flüchtige Anästhesie9. Wenn Propofol in In-vivo-Studien verwendet wurde, wurde es durch einmalige Bolusdosierung mit intraperitonealer Verabreichung verabreicht, die klinische Onko-Anästhesie-Protokolle nicht repliziert10. Dieser Ansatz der Propofol-Verabreichung induziert eine leichte Anästhesie, die für schnelle Verfahren geeignet ist. Es erlaubt jedoch keine Aufrechterhaltung der Anästhesie, die für eine Krebsresektionsoperation erforderlich ist, die langwierig sein kann. Darüber hinaus unterscheidet sich die Absorptionskinetik der intraperitonealen Verabreichung von klinischen Verabreichungsmethoden.
Ein Modell von Propofol-basiertem TIVA für die Krebsresektionschirurgie wurde entwickelt, um diesem Bedarf gerecht zu werden. Ein Protokoll für die anhaltende Aufrechterhaltung der Anästhesie mit Titration des Anästhetikums, um eine Reaktion auf den chirurgischen Reiz zu ermöglichen, wurde entwickelt, um Schlüsselaspekte der Anästhesieabgabe bei Patienten mit Krebsoperationen zu replizieren. Das resultierende Protokoll wird mit einem Mausmodell von Krebs verwendet, um TIVA während der Krebsresektion zu liefern. Die Auswirkungen auf kurz- und langfristige krebsbedingte Ergebnisse werden bewertet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Tierversuche wurden mit Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee an der Monash University durchgeführt. In dieser Studie wurden weibliche Balb/c-Mäuse im Alter von 6-8 Wochen verwendet.
1. Krebszellen vorbereiten
- Tumorzellen im Medium kultivieren. Kultur 66cl4 muriner Brustkrebszellen in alpha-MEM, die 10% FBS und 200 mM Glutamin enthalten. Zellen sollten negativ für Mykoplasmen texten. OPTIONAL: Verwenden Sie Zellen, die stabil transduziert werden, um Glühwürmchen-Luciferase für die Biolumineszenz-Bildgebung zu exprimieren, um die Überwachung des Wiederauftretens von Krebs nach der Resektionsoperationzu ermöglichen 11 (siehe Schritt 4).
HINWEIS: Die Zelllinie und das oben erwähnte Medium wurden in dieser Studie verwendet. - Zellen bei 37 °C mit 5% CO2 züchten. Passage Zellen aseptisch in einer Haube bei <80% Konfluenz. Verwenden Sie Zellen mit geringer Passage in der logarithmischen Wachstumsphase, um optimale In-vivo-Ergebnisse zu erzielen.
- Heben Sie die adhärenten Zellen mit 0,5 mg / ml Trypsin in PBS mit 10 mM EDTA an; 2 mL für einen T75-Kolben. Wenn es angehoben wird, fügen Sie Medium hinzu, um Trypsin zu inaktivieren, und waschen Sie die Zellen in PBS.
- Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Verdünnen Sie die Zellen in PBS für die Injektion. Für 66cl4 Brustkrebszellen injizieren Sie 1 x 105 Zellen in 20 μL PBS pro Maus.
- Legen Sie die Zellen vor der Injektion auf Eis.
2. Erstellen Sie ein Mausmodell für Brustkrebs
- Verwenden Sie 4% Isofluran, um die Maus in einer Induktionskammer zu betäuben. Dann halten Sie die Anästhesie mit 2% -3% Isofluran mit einem Nasenkegel aufrecht. Bestätigen Sie die richtige Anästhesie durch mangelnde Reaktion auf das Zehenklemmen.
- Bereiten Sie die Injektionsstelle vor, indem Sie den vierten linken Brustfettpolsterbereich mit einem Einweg-Alkoholtupfer abwischen.
- Tumorzellen (siehe Schritt 1.4) in eine 25-μL-Hamilton-Spritze aufziehen, die an einer sterilen 27-G-Injektionsnadel befestigt ist.
- Injizieren Sie die Zellen in das vierte linke Brustfettpolster. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut zu sichern und anzuheben. Injizieren Sie ca. 1 mm aus der Brustwarze.
- OPTIONAL: Wenn Zellen mit Luciferase markiert sind, bestätigen Sie die erfolgreiche Injektion von Tumorzellen durch Biolumineszenz-Bildgebung. Injizieren Sie 100 μL 150 mg/kg D-Luciferin in die laterale Schwanzvene der anästhesierten Mäuse mit einer 0,5 ml Insulinspritze mit einer 30 G Injektionsnadel.
- OPTIONAL: Legen Sie die Maus mit dem Brustfettpolster nach oben in ein Biolumineszenz-Bildgebungssystem. Warten Sie 2 Minuten nach der Luciferin-Injektion für eine optimale Gewebeaufnahme von Luciferin, dann Bild für 10 s.
- Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig und lassen Sie sie sich von der Narkose erholen.
- Überwachen Sie weiterhin den Tierschutz gemäß den institutionellen Tierethikrichtlinien.
3. Induktion einer stabilen Anästhesie mit intravenöser Verabreichung von Propofol
- Überwachen Sie das Wachstum des Primärtumors mit Hilfe der Messschiebermessung und berechnen Sie das Tumorvolumen mit der Gleichung: Volumen (mm3) = (Länge x (Breite)2 ÷ 2 ).
- Führen Sie eine Tumorresektion an Mäusen durch, wenn der Primärtumor das erforderliche Volumen erreicht hat (hier 80-90 mm3).
- Richten Sie eine automatisierte Spritzenpumpe mit einer 30 G 1 ml Insulinspritze ein, die Propofol-Formulierung (2% Lipuro-Propofol) enthält (Abbildung 1A).
- Induktion der Anästhesie der Maus in einer Induktionskammer mit 3% Sevofluran oder Isofluran.
HINWEIS: Hier wurde Sevofluran verwendet, da dies das vorherrschende flüchtige Gewebe ist, das klinisch verwendet wird. - Setzen Sie die Maus für die Dauer der Operation auf ein 37 °C heißes Heizkissen um. Halten Sie die Anästhesie mit 2% -3% Sevofluran mit einem Nasenkegel kurz aufrecht.
- Tragen Sie wässriges Gleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern.
- Injizieren Sie 0,05 mg/kg Buprenorphin subkutan zur Analgesie.
- Um sich auf die Operation vorzubereiten, rasieren Sie den Bauch und bereiten Sie die Haut mit einer Jod-Povidon-Lösung für die Operation vor. Wischen Sie die Haut mit einem Alkohol oder einem sterilen Tuch ab.
- Um TIVA auf Propofol-Basis zu verabreichen, kanülieren Sie die laterale Schwanzvene mit einer sterilen 30 G Injektionsnadel, die an einem sterilen Polyurethankatheter befestigt ist. Bestätigen Sie die korrekte Platzierung durch Blutrückblende in den Katheter (Abbildung 1B). Passen Sie die Abgabe von Sevofluran während der intravenösen Kanülierung nach Bedarf an, um eine stabile Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten, die durch den Verlust des Hornhaut- und Pedalreflexes und die Atemfrequenz < 100 Atemzüge pro Minute nachgewiesen wird.
- Beginnen Sie mit Propofol-TIVA durch Verabreichung von 2% Propofol als initialen Bolus von 27 mg/kg für mehr als 1 Minute. Beenden Sie die Verabreichung von Sevofluran.
- Setzen Sie die Infusion von Propofol mit einer Erhaltungsrate von 2,2-4,0 mg/kg/min fort, um eine stabile Anästhesietiefe für die Dauer der Operation aufrechtzuerhalten (Abbildung 1C).
4. Resektieren Sie den Primärtumor
- Machen Sie einen geraden 1 cm langen Einschnitt unterhalb des Tumors im Bereich des linken vierten Brustfettpolsters. Sorgfältig den Tumor und den linken Leistenlymphknoten durch Dissektion mit stumpfer Pinzette resezieren.
- OPTIONAL: Wenn Sie Luciferase-markierte Tumorzellen verwenden, verwenden Sie Biolumineszenz-Bildgebung, um klare chirurgische Ränder zu bestätigen. Injizieren Sie 150 mg/kg D-Luciferin in die laterale Schwanzvene, warten Sie 2 min und nehmen Sie dann 60 s mit einem Biolumineszenz-Bildgebungssystem ab. Wenn ein Resttumor identifiziert wird, resezieren Sie zusätzliches Gewebe aus dem Brustfettpolster und machen Sie ein neues Bild, um klare Ränder zu erzielen.
- Stellen Sie die Blutstillung an der Operationsstelle sicher und schließen Sie die Haut mit 5-0-Nylonnähten. Stellen Sie sicher, dass das Fell nicht in die Operationsstelle gelangt.
- Nach Abschluss der Resektionsoperation die Anästhesie beenden. Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig auf einem 37 °C heißen Heizkissen und lassen Sie sie sich von der Narkose erholen.
- Überwachen Sie alle 15 Minuten nach der Anästhesie, bis die Maus wieder normal wach ist. Überwachen Sie die Maus dann alle 12 Stunden für 48 Stunden nach der Operation.
- 0,05 mg/kg Buprenorphin subkutan alle 12 h für 48 h nach der Operation verabreichen.
- Nach 7-10 Tagen entfernen Sie die Nähte mit sterilen gebogenen Stichschneidern unter kurzer Sevofluran- oder Isofluran-Anästhesie.
5. Verfolgen Sie das Wiederauftreten von Krebs mit In-vivo-Bildgebung
- Verwenden Sie Biolumineszenz-Bildgebung, um das Wiederauftreten von Krebs nach einer Resektionsoperation nicht-invasiv zu verfolgen. Verwenden Sie ein Biolumineszenz-Bildgebungssystem, um die Mäuse einmal pro Woche auf Hinweise auf ein Wiederauftreten des Primärtumors oder ein Fernrezidiv zu überwachen, beginnend in der Woche nach der Operation.
- Induktion der Anästhesie der Maus in einer Induktionskammer mit 4% Isofluran. Dann übertragen Sie die Maus für die Dauer der Anästhesie auf ein 37 ° C Heizkissen und halten Sie die Anästhesie mit 2% -4% Isofluran mit einem Nasenkegel aufrecht.
- Tragen Sie wässriges Gleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern.
- Injizieren Sie D-Luciferin 150 mg/kg in die laterale Schwanzvene. Warten Sie 2 Minuten und messen Sie dann die Biolumineszenz über eine Exposition von 60 s, um ein Wiederauftreten des Primärtumors oder eine Fernmetastasierung zu erkennen.
- Wenn der Primärtumor erneut auftritt und tastbar wird, beginnen Sie mit der Überwachung des Tumorwachstums mit Messschiebermessungen.
- Am Ende des Experiments töten Sie die Mäuse gemäß dem genehmigten Protokoll human. Hier wurde CO2 verwendet, gefolgt von zervikaler Dislokation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Diese Methode beschreibt ein Modell der totalen intravenösen Anästhesie (TIVA) mit Propofol während der Krebsresektionsoperation bei Mäusen. Propofol wird in diesem Mausmodell über einen intravenösen Katheter unter Verwendung einer Spritzenpumpe (Abbildung 1A,B) verabreicht, um die Verabreichung von TIVA im klinischen Umfeld der Anästhesie für Krebsoperationen zu replizieren. Die Verwendung der Spritzenpumpe minimiert die Exposition gegenüber flüchtiger Anästhesie, indem sie eine schnelle Umwandlung von der anfänglichen Induktion durch Inhalationsanästhesie zur intravenösen Verabreichung ermöglicht.
Nachdem eine stabile Anästhesie durch Propofol-basierte TIVA erreicht wurde, wurde der primäre Brusttumor reseziert. In vivo Biolumineszenz-Bildgebung wurde verwendet, um die vollständige Resektion des Primärtumors zu bestätigen (Abbildung 2). Die regelmäßige Überwachung von Mäusen durch nicht-invasive In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung identifizierte ein entferntes Rezidiv durch Luciferase-markierte Tumorzellen in der Lunge (Abbildung 2). Diese Methode eignet sich auch, um ein lokales Rezidiv im Brustfettpolster zu verfolgen.
Zusätzlich zur Verfolgung langfristiger Ereignisse wie Rezidive kann das Modell verwendet werden, um Ereignisse zu bewerten, die während der perioperativen Phase auftreten. Diese frühen Ereignisse können mechanistische Einblicke in die Auswirkungen von Anästhesie und anderen chirurgischen Faktoren auf krebsbedingte Ergebnisse liefern. Vierundzwanzig Stunden nach der Krebsoperation unter Propofol wurde ein Multiplex-Enzym-gebundener Immunassay verwendet, um zirkulierende Plasmazytokine zu quantifizieren (Abbildung 3). Zytokine wurden an 7 Mäusen untersucht; Die entsprechende Gruppengröße wird durch die Effektstärke des interessierenden Endpunkts beeinflusst.
Abbildung 1: Versuchsaufbau für Propofol-basierte TIVA. (A) Eine Spritzenpumpe wird verwendet, um die kontrollierte Abgabe von Propofol aus einer 1-ml-Insulinspritze sicherzustellen. (B) Propofol wird mittels intravenösem Katheter, der mit einer Spritzenpumpe verbunden ist, über eine 30 G-Nadel in die laterale Schwanzvene abgegeben. Das Sternchen zeigt die Nadeleinführungsstelle. (C) Schematische Darstellung der Plasmakonzentration von Propofol, die durch sequentielle Verabreichung eines Bolus gefolgt von einer konstanten Infusion mit der Spritzenpumpe im Vergleich zur Abgabe durch Bolus oder nur Infusion erreicht wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Krebsprogression nach chirurgischer Resektion des primären Brusttumors unter Propofol-basierter TIVA. Die nicht-invasive Biolumineszenz-Bildgebung von Luciferase-markierten Tumorzellen wurde verwendet, um das anfängliche Wachstum des Primärtumorwachstums, die erfolgreiche chirurgische Resektion und das anschließende Fernrezidiv in die Lunge zu verfolgen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Zirkulierende Zytokinspiegel gemessen nach Krebsresektion unter Propofol-basierter TIVA. Ein Multiplex-Enzym-gebundener Immunassay wurde verwendet, um Plasmazytokine 24 h nach der Operation zu quantifizieren. Jeder Datenpunkt stellt Daten von einer Maus dar. Linien zeigen Mittelwert und Standardfehler (N = 4-7). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Diese Studie berichtet über ein Protokoll zur Verabreichung einer intravenösen Vollanästhesie (TIVA) mit Propofol in einem Mausmodell für Brustkrebs, das wichtige Aspekte der klinischen Praxis für TIVA bei Patientinnen repliziert, die eine Krebsoperation benötigen. Das Protokoll ermöglicht die Untersuchung sowohl kurzfristiger als auch langfristiger klinisch relevanter Ergebnisse nach Krebsoperationen in einem Mausmodell der Krebsprogression, einschließlich der Messung der Zytokinspiegel und des Wiederauftretens von Krebs (Abbildung 2 und Abbildung 3). Die Methodik wird für die Bewertung der Auswirkungen von TIVA auf krebsbedingte Ergebnisse und den Vergleich mit anderen Anästhesietechniken wie der flüchtigen Anästhesie nützlich sein.
Im Gegensatz zu bestehenden Protokollen, die einen einzigen intraperitonealen Bolus von Propofol zur Sedierung während kleinerer Eingriffe wie der Blutentnahmeabgabe liefern10, ermöglicht dieses Protokoll eine verlängerte intravenöse Verabreichung von Propofol zur Aufrechterhaltung der Anästhesie während größerer Eingriffe wie Operationen. Sowohl die Induktions- als auch die Erhaltungsdosis von Propofol wurden sorgfältig titriert, um die Anästhesietiefe für größere chirurgische Eingriffe zu optimieren und gleichzeitig die Mortalität durch Hypotonie oder Herzstillstand zu minimieren. Es wurde festgestellt, dass eine Hypotonie vermieden werden konnte, indem eine strenge Induktionsdosis von 27 mg/kg über 60 s verabreicht wurde, bei gleichzeitiger Downtitration und Beendigung des inhalativen Sevoflurans. Die Aufrechterhaltung wurde durch eine Infusion von Propofol bei 2,2-4,0 mg/kg/min erreicht. Bei großen chirurgischen Eingriffen, wie der Krebsresektion, war die Titration innerhalb dieses Bereichs wichtig, um auf das Ausmaß der chirurgischen Stimulation zu reagieren und es zu verhindern. Dies repliziert die klinische Praxis und verhindert entweder eine Überdosierung der Anästhesie, die zu Hypotonie oder Tod führen kann, oder eine Unterdosierung, die zu Anästhesie, Bewegung oder chirurgischem Stress führen kann.
Eine Einschränkung des Modells ist die kurze Verwendung von flüchtiger Anästhesie, um eine Anästhesie vor der Kanülierung zu induzieren. Dieser Ansatz wurde wegen der einfachen Kanülierung nach Einleitung der Anästhesie gewählt, was die schnelle Abgabe einer therapeutischen Dosis Propofol ermöglicht, um die Anästhesie fortzusetzen. Darüber hinaus wurden Mäuse kurzzeitig mit flüchtiger Anästhesie zur Tumorzellimpfung, zur Entfernung der Naht und zur Bildgebung betäubt. Sevofluran wurde für die flüchtige Anästhesie während der Resektionsoperation verwendet, wie es häufig in der klinischen Praxis verwendet wird. Isofluran wird jedoch auch in der klinischen Praxis eingesetzt. Zukünftige Studien können ein einzelnes Mittel für alle Episoden der Inhalationsanästhesie verwenden. Erfahrungsgemäß vergingen weniger als 2 Minuten vom Verlust des aufrichtenden Reflexes als Reaktion auf eine flüchtige Anästhesieexposition bis zum Beginn der Propofol-Dosierung. Für Analysen, die Propofol-basierte TIVA mit inhalativen flüchtigen Anästhesietechniken vergleichen wollen, kann die Interpretation jedoch durch den kurzen Einsatz flüchtiger Anästhesie verwirrt werden.
Ein alternativer Ansatz zur flüchtigen Anästhesieinduktion besteht darin, die laterale Schwanzvene einer wachen Maus zu kanülieren. Obwohl dies nicht für alle Situationen geeignet ist, kann dies eine Alternative zur Induktion durch Inhalationsanästhesie darstellen. Die Bewegung der wachen Maus kann jedoch dazu führen, dass die Kanüle verschoben wird, was zum Versagen der Anästhesieinduktion führt. Darüber hinaus kann die Bewegung der Nadel zu einer Extravasation von Propofol aus der Vene führen, wodurch der Schwanz dem Risiko einer Gewebenekrose ausgesetzt ist. Dies hat Auswirkungen auf das Wohlbefinden der Maus, und jede damit verbundene adrenerge Aktivierung als Folge von physiologischem Stress kann die Gültigkeit der beobachteten Ergebnisse beeinflussen11.
Eine weitere mögliche Einschränkung ist die Verwendung von Buprenorphrin als postoperatives Analgetikum. Opioide können postoperative Entzündungs- und Immunreaktionen modulieren12,13. Buprenorphin wurde für die Analgesie ausgewählt, da seine Auswirkungen auf die Immunantwort geringer sind als bei anderenOpiaten 13. Dennoch könnten zukünftige Studien die Verwendung von nicht-opioiden Analgetika in Betracht ziehen.
Trotz Fortschritten in der onkologischen Therapie kann ein lokales und entferntes Krebsrezidiv nach der Operation auftreten und bleibt eine dominante Todesursache bei Krebspatienten. Viele Patienten werden während diagnostischer und therapeutischer operativer Eingriffe einer Anästhesie ausgesetzt, oft mehrfach. Eine wachsende Zahl von Beweisen aus In-vivo- und In-vitro-Studien impliziert Anästhetika bei der Modulation der perioperativen Reaktion auf Operationen und beeinflusst verschiedene Aspekte der Tumorzellbiologie14. Um den Einfluss von Anästhetika auf das Fortschreiten von Krebs besser zu verstehen, wird das hier entwickelte Modell der intravenösen Propofol-Anästhesie in der zukünftigen mechanistischen präklinischen Forschung wichtig sein. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Mechanismen zu hinterfragen, die den Auswirkungen von Anästhetika auf Immunmodulation, perioperative Entzündungsreaktion und Tumorzellwachstum und -invasion zugrunde liegen. Darüber hinaus könnte dieses Modell für den Einsatz in der nicht-krebschirurgischen Forschung extrapoliert werden, wo Anästhetika Auswirkungen auf andere Systeme haben können, wie Herzchirurgie, Traumaforschung oder kritische Erkrankungen (z. B. Sepsis), da Propofol eine häufige Sedierung ist, die auf Intensivstationen verwendet wird.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.
Acknowledgments
Die Autoren danken Mitgliedern des Cancer Neural-Immune Laboratory und Dr. Cameron Nowell vom Monash Institute of Pharmaceutical Sciences, Monash University, Parkville. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Health and Medical Research Council 1147498, der National Breast Cancer Foundation IIRS-20-025, des Australian and New Zealand College of Anaesthetists (ANZCA), Perpetual und CTC for Cancer Therapeutics unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% saline | Fresnius Kabi | AUST R 197198 | |
| Artery forceps | Proscitech | TS1322-140 | |
| Buprenorphine | Temgesic | TEMG I | |
| Heated surgical mat | Custom | - | |
| Hypodermic needle (30 G, 1 mL insulin syringe) | Terumo | NN3013R | |
| IVIS Lumina | PerkinElmer | 126274 | |
| Luciferin | Promega | P1041/2/3 | |
| Polyurethane catheter | Intramedic | 427401 | |
| Povidone Iodine | Betadine | AUST R 29562 | |
| Propofol Lipuro, 2% | Braun | 3521490 | |
| Sevoflurane | Baxter | ANZ2L9117 | |
| Sevoflurane vaporiser | Vetquip | VQ1334 | |
| Sterile gauze | Multigate Medical Products | 11-600A | |
| Surgical scissors | Proscitech | TS1044 | |
| Sutures, 5-0 nylon | Dynek | V504 | |
| Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-4500 | |
| Syringes (1 mL) | Terumo | SS+01T |
References
- Sullivan, R., et al. Global cancer surgery: delivering safe, affordable, and timely cancer surgery. Lancet Oncology. 16 (11), 1193-1224 (2015).
- Lim, J. A., et al. The effect of propofol and sevoflurane on cancer cell, natural killer cell, and cytotoxic T lymphocyte function in patients undergoing breast cancer surgery: an in vitro analysis. BMC Cancer. 18 (1), 159 (2018).
- Pandit, J. J., et al. 5th National Audit Project (NAP5) on accidental awareness during general anesthesia: protocol, methods, and analysis of data. British Journal of Anaesthesia. 113 (4), 540-548 (2014).
- Yap, A., Lopez-Olivo, M. A., Dubowitz, J., Hiller, J., Riedel, B. Anesthetic technique and cancer outcomes: a meta-analysis of total intravenous versus volatile anesthesia. Canadian Journal of Anesthesia. 66 (5), 546-561 (2019).
- Makito, K., Matsui, H., Fushimi, K., Yasunaga, H. Volatile versus total intravenous anesthesia for cancer prognosis in patients having digestive cancer surgery. Anesthesiology. 133 (4), 764-773 (2020).
- Oh, T. K., Kim, H. H., Jeon, Y. T. Retrospective analysis of 1-year mortality after gastric cancer surgery: Total intravenous anesthesia versus volatile anesthesia. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 63 (9), 1169-1177 (2019).
- Lai, H. C., et al. Propofol-based total intravenous anesthesia is associated with better survival than desflurane anesthesia in hepatectomy for hepatocellular carcinoma: a retrospective cohort study. British Journal of Anaesthesia. 123 (2), 151-160 (2019).
- Hong, B., et al. Anesthetics and long-term survival after cancer surgery-total intravenous versus volatile anesthesia: a retrospective study. BMC Anesthesiology. 19 (1), 233 (2019).
- Flecknell, P. Special Techniques. Laboratory Animal Anaesthesia. Fourth edition. , Elsevier. Chapter 3 (2015).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
- Sloan, E. K., et al. The sympathetic nervous system induces a metastatic switch in primary breast cancer. Cancer Research. 70 (18), 7042-7052 (2010).
- Al-Hashimi, M., Scott, S. W. M., Thompson, J. P., Lambert, D. G. Opioids and immune modulation: more questions than answers. British Journal of Anaesthesia. 111 (1), 80-88 (2013).
- DeMarco, G. J., Nunamaker, E. A. A Review of the effects of pain and analgesia on immune system function and inflammation: relevance for preclinical studies. Comparative Medicine. 69 (6), 520-534 (2019).
- Hiller, J. G., Perry, N. J., Poulogiannis, G., Riedel, B., Sloan, E. K. Perioperative events influence cancer recurrence risk after surgery. Nature Reviews Clinical Oncology. 15 (4), 205-218 (2018).
