Summary
Denne protokol beskriver en procedure for konstruktion af kulfiber mikroelektrode arrays til kroniske og akutte in vivo elektrofysiologiske optagelser i mus (Mus musculus) og fritte (Mustela putorius furo) fra flere hjerneområder. Hvert trin, efter køb af rå kulfibre til mikroelektrode array implantation, er beskrevet i detaljer, med vægt på mikroelektrode array konstruktion.
Abstract
Multikanal elektrode arrays giver indsigt i den arbejdende hjerne og tjener til at belyse neurale processer på encellede og kredsløb niveauer. Udvikling af disse værktøjer er afgørende for at forstå kompleks adfærd og kognition og for at fremme kliniske anvendelser. Det er dog fortsat en udfordring at registrere fra cellepopulationer stabilt og kontinuerligt over lange tidsperioder. Mange populære elektroder, såsom tetroder og silicium arrays, har store krydsdiametre, der producerer skader ved indsættelse og fremkalde kronisk reaktive vævsresponser forbundet med neuronal død, hindrer registrering af stabil, kontinuerlig neural aktivitet. Derudover udviser de fleste trådbundter bred afstand mellem kanaler, der udelukker samtidig optagelse fra et stort antal celler grupperet i et lille område. Kulfiber mikroelektrode arrays beskrevet i denne protokol tilbyder en tilgængelig løsning på disse bekymringer. Undersøgelsen giver en detaljeret metode til fremstilling af kulfiber mikroelektrode arrays, der kan bruges til både akutte og kroniske optagelser in vivo. De fysiske egenskaber af disse elektroder gør dem ideelle til stabile og kontinuerlige langsigtede optagelser ved høje celletætheder, hvilket gør det muligt for forskeren at lave robuste, utvetydige optagelser fra enkelte enheder på tværs af måneder.
Introduction
Elektroder og elektrode arrays er værdifulde værktøjer til at forstå, hvordan hjernen behandler information på neuronalt niveau. Mens elektrofysiologiske optagelser har været opnåelige i over to århundreder1, er det stadig ikke muligt at samtidig måle aktiviteten af hele neurale kredsløb på rumlige og tidsmæssige opløsning kræves for at fange spiking af individuelle neuroner. Selvom ikke-invasive metoder, såsom elektroencefalografi2, positron emission topografi3og funktionel magnetisk resonansbilleddannelse4 giver mulighed for hele hjernens målinger, kan de ikke opnå den rumlige og tidsmæssige opløsning, der er nødvendig for at løse aktiviteten af neurale kredsløb2,5. I modsætning hertil kan billeddannelsesmetoder som optisk billeddannelse ved hjælp af spændingsfølsomme farvestoffer eller genetisk kodede calciumindikatorer opnå rumlig opløsning med enkelt enhed, men de udgør problemer som lav tidsmæssig opløsning og dårlig selektivitet3,4,5,6. Elektriske optagelser er et kraftfuldt alternativ til disse metoder. Optagelse elektroder giver uovertruffen tidsmæssig opløsning og giver brugeren mulighed for at foretage målinger med spike-time præcision i ethvert område af hjernen7. Derudover muliggør kronisk implanterede multielektrodesystemer (MEAs) store (tiere til hundredvis af celler), enkeltcelleoptagelser hos dyr, der opfører sig, over en periode på dage til måneder8,9. Men, silicium sonder, der registrerer ved højere tætheder har et stort fodaftryk og er meget invasive, og kronisk implanterede arrays ofte generere en betændelse svar, væv indkapsling, og neuronal død10,11,12,13.
Begrænsningerne af eksisterende elektroder har resulteret i nylige innovationer, der giver mulighed for stabile, høj opløsning, langsigtede optagelser. Typiske elektroder består af en metallisk leder, såsom wolfram eller platin-iridium, eller er silicium- eller polymerbaseret. Mens metal-baserede microwire arrays kan opretholde langsigtede, stabile optagelser, de har en meget større fodaftryk, med en enkelt ledning diameter spænder fra 10-200 μm14. I modsætning hertil giver siliciumbaserede elektrodesystemer optagelser med høj rumlig opløsning, men på grund af deres relativt stive design er de typisk ikke i stand til at opretholde signalet og registrere fra de samme neuroner over mange måneder15. Den seneste udvikling i silicium-baserede arrays har resulteret i elektroder, der pålideligt kan udføre kroniske optagelser, men disse arrays kan ikke bruges til at optage fra dybe hjerneområder i større dyr og er beregnet til lineære optagelser9. Fremskridt inden for polymer arrays har resulteret i øget fleksibilitet og registrering stabilitet af enkeltenheder og giver potentiale for high-density optagelser i den nærmestefremtid,men med begrænset tilgængelighed på nuværendetidspunkt 8,16,17. Kulfibre giver mulighed for optagelser med høj densitet med hyldematerialer, der er beskrevet her.
Kulfiber optagelse mikroelektroder har været brugt i årtier, med de første kulfiber elektroder bestående af en enkelt kulfiber indsat i et glas mikropipet. Disse mikroelektroder blev brugt til ekstracellulære optagelser med én enhed, og selv om signal-til-støj-forholdet kunne sammenlignes med de bedste wolfram-in-glass mikroelektroder, var de fordelagtige på grund af deres fleksibilitet, lavere impedansværdier og enkelhed til fremstilling af18,19. Bestræbelser på at udvikle kulfiber elektrode arrays har for nylig accelereret på grund af biosensing kapaciteter af kulfibre. Ud over deres øgede biokompatibilitet og ekstraordinære elektriske ledningsevne har de et unikt sæt egenskaber, herunder højtemperaturbestandighed, lav relativ densitet, høj trækstyrke, lav bøjningsstivhed, høj detektionsfølsomhed og et lille tværsnitsområde10,12. Alle disse egenskaber har motiveret udviklingen af kulfiber mikroelektrode arrays (CFPA'er), der letter kroniske, stabile, højtydende optagelser af enkelte neuroner. Sådanne CFEAs kan nu udformes i hånden20,21 ( Figur1), hvilket giver mikroelektrode arrays, der kan holde enkelte neuroner over måneder. Beskrevet her er en tilgængelig byggeproces for CPA'er, der er blevet tilpasset på to måder til akutte og kroniske registreringer af individuelle neuroner i to arter.
Protocol
Alle eksperimentelle procedurer blev godkendt af Brandeis University eller Washington University Animal Care and Use Committee. Data, der blev vist, blev indsamlet fra en kvindelig fritte og en hanmus.
1. Forberedelse af kulfibre og -værktøjer
- Fremstilling af kommercielle kulfibre
- Skær 8 cm strimler fra epoxy-størrelse fiber bundt. Læg strimlerne parallelt i en digle og bages i en ovn ved 400 °C i 6 timer for at fjerne epoxyen fra erhvervsfibre. Opbevar derefter de bagte fibre i en standard petriskål eller et konisk rør.
BEMÆRK: Der blev anvendt fibre med en diameter på 7 μm. Andre grupper har brugt 4 μm fibre20,21. - Forbered kassetter til at holde individuelle fibre. Brug en 3D-printer eller laserskærer til at oprette kassetterne og den tilhørende kassetteholder (se figur 2).
- Læg fibrene på kassetterne. Start med at lægge et stykke dobbeltsidet tape på de to lange sider af kassetten, justere kanten af båndet med den indre kant af kassetten. Adskil individuelle fibre fra det bagte bundt og læg dem parallelt med den korte side af kassetten, og hold 2-3 mm mellem fibre. Sørg for at montere 20-30 fibre på hver kassette. Forsegl fibrene på plads ved at lægge klart tape over dobbelt-stick tape. Placer de fyldte kassetter i kassetteholderen.
BEMÆRK: For en erfaren bygherre vil påfyldning af en kassette af fibre tage ~ 1 time. For nybegynderbyggeren vil denne proces sandsynligvis tage ~ 1,5-3 timer. Der er ti kassetter til en kasse, og to kassetteholdere kan sidde i parylendepositionskammeret. - Coat de enkelte fibre med parylen C ved hjælp af et kommercielt vakuumaflejringskammer. En enkelt kørsel er nødvendig for belægning. Mål 2,3 g parylen for hvert løb. To kassetteholdere passer ind i kammeret ad gangen. Belægningsproceduren tager ~ 2 timer pr. kørsel.
BEMÆRK: En måling på 2,3 g parylen C giver en omtrentlig 1 μm belægning. Coatede fibre kan opbevares på ubestemt tid.
- Skær 8 cm strimler fra epoxy-størrelse fiber bundt. Læg strimlerne parallelt i en digle og bages i en ovn ved 400 °C i 6 timer for at fjerne epoxyen fra erhvervsfibre. Opbevar derefter de bagte fibre i en standard petriskål eller et konisk rør.
- Forberedelse af kulfiber manipulation værktøj
- Pak et lille stykke fleksibel klæbefilm omkring en 30 G nål, der danner et skarpt, men fleksibelt punkt med klæbefilmen.
BEMÆRK: Indpakning af en nålspids med parafilm og strække parafilmen ved at gøre det skaber en mild klæbende effekt, der giver brugeren mulighed for at afhente og manøvrere individuelle fibre.
- Pak et lille stykke fleksibel klæbefilm omkring en 30 G nål, der danner et skarpt, men fleksibelt punkt med klæbefilmen.
2. Design og fabrikation
- Vælg det relevante jig-design, der er nødvendigt baseret på specifikationerne for den elektrode, der skal bygges. Dette vil være baseret på antallet af kanaler, der er nødvendige, sammen med eventuelle design tilføjelser.
BEMÆRK: Jig refererer til den 3D-printede blok, der giver et anker til elektroder og elektriske forbindelser. - Opret eller rediger det specifikke design af jig ved hjælp af computer-aided design (CAD) software.
- Brug et 3D-printfirma eller institutionsmaskinelaboratoriet til at udskrive jigs ved hjælp af en SLA 3D-printer i høj opløsning.
3. Samling af kulfiber mikroelektrode array (CFEA)
BEMÆRK: Dette trin tager ~ 2 timer for en erfaren bygherre og ~ 6 timer for en nybegynder bygherre. Udfør alle CFEA samling trin og fiber bundling trin under en 10x stereo mikroskop. Komplet samling af CFEA i et miljø med minimal luftbevægelse, da dette kan forstyrre byggeprocessen.
- Vælg den relevante jig, der er nødvendig for at opbygge den ønskede elektrode.
- Ved hjælp af metaltrådskærere skæres to stykker wolframtråd med diameter 0,003 i (76,2 μm), ca. 7 cm i længden.
- Før hver ledning gennem den relevante kanal på stikden af jig (GND og REF). Foder nok igennem, indtil de to ender er lige lange, og drej dem derefter sammen for at sikre dem på jig.
BEMÆRK: For det 16-kanals akutte design skal du sørge for, at metaltråden passer ind i højderyggen i jig.- Påfør UV-hærdet tandcement for at fastgøre ledningen. Sørg for ikke at få nogen dental cement inden for den åbne kanal, at wiren er fodret igennem.
BEMÆRK: Brugeren bør bære UV-filtrering øjenbeskyttelse under alle UV-relaterede procedurer for at forhindre potentielle øjenskader. Mange UV-hærdningsstave har indbyggede visningsfiltre. - Brug UV-hærningsstaven skal tandcementet hærdes i 20 s.
- Fastgør jig i smykker skruestikken ved en af armene på jig. Orient jig, så en af sidefladerne er parallelle med jorden.
- Orient jig og skruestik under mikroskopet, så stikket ende, bassinet, og tragtspidsen er synlige. Orient jig, så tragten peger væk fra brugeren, og stikafslutningen vender mod brugeren.
- Saml kulfiber værktøjer og en skarp-tippet 25 G nål.
- Placer en kassette med parylen-C-coatede fibre på et hvidt ark papir, tape side op, så fibrene ikke er direkte på papiret.
- Brug 25 G nålen til at skære en enkelt kulfiber ud af kassetten. Gør dette ved at skubbe spidsen af nålen mod kassetten, hvor fiberen, der skal fjernes, kommer ud af.
- Hvis bygningen ved hjælp af halve fibre, skære den ene ende af fiberen som beskrevet ovenfor. Orient fiberen, så den er lige, og brug nålen, skær fiberen i halvdelen ved at skære fiberen mod papiret. For at skære den anden halvdel, som stadig er forbundet til kassetten, skal du holde den frie spids af fiberen med kulfiberværktøjet, der blev lavet tidligere, og derefter bruge nålen til at skære fiberen, der stadig er forbundet til kassetten som beskrevet ovenfor.
- Hvis du bygger ved hjælp af fulde fibre, skære den ene ende af fiberen som beskrevet ovenfor. Brug kulfiber værktøj tidligere lavet og holde den frie ende af fiberen, der lige var skåret. Brug nålen, skære den anden ende af fiberen væk fra kassetten.
- Afhente kulfiber ved hjælp af kulfiber værktøj tidligere lavet. Saml fiberen op, så den ene ende har ca. 1 cm længde fra værktøjet.
- Brug kulfiberværktøjet med fiberen fastgjort og foder den kortere ende af fiberen gennem tragtstykket fra jigens midterste bassin. Brug et mikroskop til at visualisere.
- Fortsæt med at fodre fiberen gennem jig tragten, indtil det meste af fiberens længde er færdig (se figur 3A).
- Foder den bageste del af fiberen gennem en tilgængelig kanal ved hjælp af kulfiber værktøj tidligere lavet. Foder fiberen gennem ryggen, indtil ca. 5 mm fiber stikker ud af ryggen. Skær i størrelse, hvis det er nødvendigt (se figur 3B).
BEMÆRK: Tilførsel ikke fibre i kanaler, der indeholder metaltrådene.
- Fyld resten af kanalerne med fibre på den ene side af jig, efter anvisningerne ovenfor.
BEMÆRK: Når du fodrer fibre ind i tragten, føres halvdelen af fibrene ind i hver division af tragten, med højre halvdel af kanalerne i højre division og venstre halvdel af kanalerne i venstre division. Når fibrene er i tæt kontakt inden for tragten, er der ugunstig friktion mellem fibre, der fører til eksisterende fibre, der enten trækkes løs eller brydes, mens de fodrer nye fibre ind i jig. Denne opdeling i fire sektioner giver en vis lettelse, da fibrene holdes i mindre bundter indtil et senere trin. - Brug en standard gnisthjul lettere og hurtigt passere flammen over de udsatte fibre i stikket ende. Sørg for, at isoleringen af alle fibrene fjernes i enderne (se figur 3C).
BEMÆRK: Den del af fibrene, der blev udsat for flammen, skal se ud til at være lidt tyndere end resten af fiberen. - Foder den flammede fiber gennem jig, så den del af fiberen udsat for flammen er nu inden for kanalen. Sørg for, at der ikke stikker fibre ud på bagsiden af jig (se figur 3D).
BEMÆRK: Brug kulfiberværktøjet til at gribe fiberen inde fra bassinet og føre den flammede fiber gennem jig. Rør ikke den del af fibrene, der udsættes for flammen, da denne del er mere skrøbelig. - Påfør UV-hærdet dental cement til fibrene i bassinet af jig. Fyld hele bassinet for at dække kanalernes åbninger og tragtens åbning (se figur 3E).
- Brug UV-lyset og hærde tandcementet i 20 s. Kur mod yderligere 20 s, hvis dental cement ikke er helt helbredt.
BEMÆRK: Sørg for, at tandcementet ikke bevæger sig inden for kanalerne.
- Brug UV-lyset og hærde tandcementet i 20 s. Kur mod yderligere 20 s, hvis dental cement ikke er helt helbredt.
- Fjern jig fra skruestikken, vend den over, og fastgør jig i skruestikken som tidligere sikret. Sørg for, at den side, der indeholder fibrene, nu er med forsiden nedad.
- Udfyld den tomme side af jig med kulfibre nøjagtigt som beskrevet ovenfor.
- Når alle kanalerne har fibre, og fibrene er fastgjort med dental cement, fjerne jig fra skruestikken og orientere jig, så tragten peger ned. Fastgør jig i skruestikken, så stikden peger op.
- Saml en skarpspids 25 G nål, en 1 mL sprøjte, sølv ledende maling, bomuld-tippet applikatorer, fortynder, vævsservietter, og den relevante headstage stik.
BEMÆRK: Sørg for, at den ledende sølvmaling er godt blandet og er en homogen opløsning. Lad ikke malingen tørre ud. - Træk 0,3 mL sølvmaling op i 1 ML-sprøjten, og fastgør derefter den skarpe 25 G nål.
- Sæt forsigtigt nålen i én kanal, indtil den stoppes af tandcementet. Tryk langsomt på sprøjten, mens nålen tages ud af kanalen for at fylde kanalen med maling (se Figur 3E).
- Tør malingen af nålen, og fortsæt derefter til den næste kanal.
- Fyld alle kanalerne med maling.
BEMÆRK: Yderligere adgangspas ind i kanalerne kan være nødvendige, når malingen sætter sig i kanalerne i de første mange minutter.
- Fyld alle kanalerne med maling.
- Dyp en bomuld-tippet applikator i fortynder, og rengør derefter bunden af jig af enhver maling på overfladen. Et par bomuldspidsapplikatorer kan være nødvendige til dette.
BEMÆRK: Anpindere med bomuldsspidser, der ikke dyppes i fortynder, kan også være nyttige til at rense jig'en. - Sæt headstage-stikket i den rigtige retning ved at justere stifterne med kanalerne. Sørg for, at headstage-stikket sidder lige oprejst og flugter så hurtigt til jig som muligt (se figur 3F).
- Lad jig at helbrede i 24 timer.
- Fastgør headstage-stikket til jig ved hjælp af UV-hærdet dental cement ved at anvende dental cement langs kanten, hvor headstage-stikket opfylder jig. UV-kur ved hjælp af uv-lys i 20 s.
- Påfør UV-hærdet tandcement for at fastgøre ledningen. Sørg for ikke at få nogen dental cement inden for den åbne kanal, at wiren er fodret igennem.
4. Fiber bundt emballage
BEMÆRK: Det tager ca. 30 minutter at udføre dette trin. Gennemfør dette trin til de elektroder, der anvendes i dyremodeller med et tykt lag pia mater. Forstærk fiberbundtet for at minimere bøjningen. I museprocedurer er dette trin muligvis ikke nødvendigt.
- Bring bundtet af fibre sammen i en enkelt aksel ved hjælp af vandspænding. Brug en overførselspipette til at køre en dråbe vand fra tragtspidsen til bundtspidsen, mens elektroden er fastgjort oprejst i en skruestik.
- Start med at påføre et lag af dental cement omkring 1,5 mm tyk omkring bundtet på tragtspidsen. Hærde tandcementet med 20 s UV-lys.
BEMÆRK: Til kortikale optagelser er der ikke behov for yderligere emballage. For dybere hjerneområder skal du sikre et guiderør omkring bundtet. - Konstruktion af styrerør og indsættelse af bundtet i styrerøret
- Mål og skær den ønskede længde af polyimid slanger. Sørg for, at længden af polyimidrør efterlader 2 mm kulfiberspidser fri. Mål og skær et stykke 30 G metalrør 2 mm kortere end polyimid slanger. Brug et roterende værktøj til at fjerne skarpe kanter på metalslangen. Sæt polyimidrøret ind i metalslangen.
- Placer elektroden i en skruestik med kulfiber bundt peger op. Fastgør den samlede slange til en mikromanipulator, og sænk den forsigtigt over fiberbundtet ved hjælp af et mikroskop. Fastgør slangen til den eksisterende dental cement base ved hjælp af et ekstra lag af dental cement. Hærde tandcementet med 20 s UV-lys.
BEMÆRK: Byggeprocessen kan sættes på pause her.
5. Forberedelse af elektrodespidser
BEMÆRK: Det tager ca. 30 min pr. array at udføre dette trin.
- Skær elektroderne til den ønskede længde.
- Som forberedelse til skæring af elektrodespidsen skal du stable gule sedler for at opbygge en platform, der er ca. 1,5 mm høj. Mål, fra kanten af platformen, den ønskede elektrode længde og markere denne afstand. Platformen vil fungere som en guide til skæring.
- Sænk elektroden til et bæger af deioniseret eller destilleret vand, indtil tragtspidsen er helt nedsænket, tip først og holdt normal til overfladen. Bring de enkelte kulfibre sammen ved at fjerne elektroden fra vandet. Overfladespændingen vil bringe bundtet(e) sammen. Lad elektroden lufttørre i 30 min.
- Fastgør skalpelbladet #10 på håndtaget. Frys skalpel og elektrode ved at placere dem i en -18 °C fryser i mindst 5 min.
- Elektroden lægges således, at fibrene lå flush på føringens overflade (fremstillet i trin 5.1.1). Skær fibrene til den ønskede længde med skalpellen ved hjælp af en rullende bevægelse. Udfør dette trin hurtigt for at sikre, at elektroden og skalpellen stadig er frosset (se figur 3G).
- Indsprøjt positiv strøm for at reducere impedansen af elektrodespidser.
- Fastgør elektroden til multielektrode impedanstesteren ved hjælp af den relevante adapter (se Materialetabel). Sænk elektrodespidsen ~2 mm ind i et mikrocentrifugerør med 0,1 M fosfatbufferet saltvand (PBS). Sæt jordforbindelsestråd ind i mikrocentrifugerøret.
- Indsprøjt strøm med den valgte amplitud og varighed.
BEMÆRK: Dette trin har til formål at reducere impedansværdierne på spidsen af CFEA. I denne undersøgelse blev følgende parametre indtastet i den elektroplerende software grafiske brugergrænseflade: Nuværende: 0,100 μA; Varighed: 10 s; Pause: 1 s. Denne proces kan gentages efter behov pr. kanal, indtil elektrode impedanser opfylder de ønskede værdier (se figur 4C). - Når impedansværdierne er som ønsket, skylles fibrene i deioniseret eller destilleret vand for at rense.
- Elektroplade i forgyldningsopløsningen.
BEMÆRK: Dette trin skal udføres kort før implantation (samme dag).
FORSIGTIG: Nogle af de kemikalier, der anvendes til fremstilling af CFEA-spidser, er ætsende, herunder forgyldningsopløsningen. Kontakt SDS før brug og fastlægge de nødvendige forebyggende foranstaltninger for at håndtere løsningen sikkert.
BEMÆRK: For at give stivhed til fiberbundtet kan brugeren skabe en guldbelægningsopløsning ved først at opløse PEG8000 i deioniseret eller destilleret vand ved 1 mg/mL. Derefter kombinere 625 μL solubilized PEG8000 og 375 μL guld plating løsning og vortex løsning for 10 s at blande. PEG8000 opløses efter indsættelse af fibre i hjernen.- Sænk elektrodebundtets spids ~ 2 mm ind i mikrocentrifugerøret i platingblandingen. Sæt jordledningen i mikrocentrifugerøret.
- Angiv passende parametre for elektroplikering. I denne undersøgelse blev følgende parametre indtastet i den elektroplerende software grafiske brugergrænseflade: Nuværende: -0,05 μA; Varighed: 30 s; Pause: 5 s.
- Skyl fibrene grundigt med deioniseret eller destilleret vand. På dette tidspunkt skal du måle impedansværdierne igen, hvis det ønskes.
6. Indsættelse i hjernen: Overlevelse kirurgi, mus (Mus musculus) og ikke-overlevelse kirurgi, fritte (Mustela putorius furo)
BEMÆRK: Kirurgiske procedurer bør følge standardprotokollen i overensstemmelse med IACUC. For detaljerede oplysninger se Ma et al.22 for overlevelse kirurgi protokol og Popovic et al.23 for ikke-overlevelse kirurgi protokol. Følg de aseptiske kirurgiske procedurer i henhold til ASC's retningslinjer for overlevelseskirurgi hos gnaverarter. Disse omfatter autoklavering alle kirurgiske værktøjer og materialer ved 135 °C i 15 min og behandling af stereotaxic apparatet og kirurgisk område med 70% ethanol. Brug sterile kirurgiske handsker, en engangskjole og ansigtsmaske under proceduren.
- Overlevelse kirurgi, mus (Mus musculus).
- Bedøve musene med 2,5% isoflurane i en induktionskasse i ~ 1 min, indtil vejrtrækningen når 55-65 vejrtrækninger / min. Derefter administrere 2,0% isoflurane gennem en næse kegle for at opretholde anæstesi. Påfør dyrlægesalt på begge øjne for at forhindre hornhindeskader. Udfør en tå knivspids for at kontrollere den korrekte grad af anæstesi.
- Efter verifikation, følg overlevelse kirurgi procedurer beskrevet i Ma et al.22. Overvåg åndedrætsfrekvensen og hold den ved 60 vejrtrækninger/min. Kropstemperaturen fastholdes ved 37 °C ved hjælp af en termostatstyret varmepude. Se trin 6.3-6.5 (beskrevet nedenfor) for at få vejledning i, hvordan kraniet forberedes til kraniotomi, durotomi og elektrodeimplantation.
- Efter operationen skal musene returneres til et genopretningsbur, der er udstyret med en 37 °C varmepude, isoleret fra andre dyr.
- Dæk de kirurgiske sår i antibiotikum salven. Overvåg dyrene, indtil de genvinder tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde sternal liggende og give dem mulighed for at komme sig i en 2-5-dages periode. Hus dem syngende og overvåge løbende for tegn på infektion eller ubehag. Giv dyrene en dosis buprenorphin 72 h vedvarende frigivelse (0,5-1,0 mg/kg) på operationsdagen som smertestillende middel.
- Ikke-overlevelse kirurgi, fritte(Mustela putorius furo)
- Bedøve fritten i første omgang med ketamin (20 mg/kg, i.m.), og derefter ventilere med 1,0%-2,0% isofluran i en 2:1 blanding af lattergas og ilt gennem en maske. Udfør en tå knivspids for at kontrollere den korrekte grad af anæstesi.
- Efter verifikation skal du følge ikke-overlevelseskirurgiske procedurer, der er beskrevet i Popovic et al.23. Udfør en tracheostomi og ventilere dyrene med 1,0%-2,0% af isofluran i en 2:1 blanding af lattergas og ilt. Påfør dyrlægesalt på begge øjne for at forhindre hornhindeskader.
- Kropstemperaturen fastholdes ved 37 °C ved hjælp af en termostatstyret varmepude. Overvåg pulsen, co2-niveauet og respirationshastigheden. Hold respirationshastigheden inden for det relevante fysiologiske interval (3,5%-4,0%). Se trin 6.3-6.5 (beskrevet nedenfor) for at få vejledning i, hvordan kraniet forberedes til kraniotomi, durotomi og elektrodeimplantation.
- Overvåg løbende dyrets EKG for at sikre tilstrækkelig anæstesi og øge procentdelen af isofluven, hvis EKG indikerer nogen nød.
- Ved afslutningen af forsøget skal der gives 1 mL pentobarbital natrium- og phenytoin natriumopløsning til fritten og overvåges, indtil pulsen og slutvandvands-CO2-foranstaltninger 0.
- Forberedelse af kraniet
- Ved hjælp af en 0,8 mm boremaskine bores en enkelt 4 mm x 4 mm kraniotomi på det ønskede sted til implantation. Til mus skal du bore et ekstra burrhul på et kontralateralt sted til indføring af jordskrue i rustfrit stål.
BEMÆRK: Udfør ikke en durotomi, før elektroden er klar til implantation. - Opret en jord/reference. I akutte fritteforsøg skal du bruge en 18 G nål til at gennembore huden og muskellaget omkring kraniet på siden af dyrets hoved modsat fra kraniotomien. Sæt tråden ende af Ag / Cl reference elektrode i spidsen af nålen, og derefter trække nålen fra musklen / huden, så pellet nu sidder sikkert mellem muskel og kraniet. I musen, wrap sølv jorden wire omkring rustfrit stål jordforbindelse skrue. Fastgør med UV-hærdet tandcement.
- Fastgør elektroden til elektrodeholderen ved hjælp af en tynd strimmel mærkningstape, og fastgør elektrodeholderen ind i mikromanipulatoren. Fastgør jordledningen til en jordforbindelseskilde via et alligatorclips. Fastgør referencetråden til referenceelektroden indlejret i dyrets muskel.
- Ved hjælp af en 0,8 mm boremaskine bores en enkelt 4 mm x 4 mm kraniotomi på det ønskede sted til implantation. Til mus skal du bore et ekstra burrhul på et kontralateralt sted til indføring af jordskrue i rustfrit stål.
- Durotomi og pia penetration
- Fjern duraen fra kraniotomien ved hjælp af et dura-valg.
- Opret et lille hul i pia. For at gøre dette skal du indsætte og trække en metalmikroelektrode (anbefales i fritten). Alternativt kan du sænke CFEA ortogonale til overfladen af hjernen for at undgå vaskulatur. Når denne placering er bestemt, hæve elektroden og forsigtigt nick overfladen af hjernen på dette sted med en dura pick, trække opad med pick (anbefales i musen).
- Elektrode implantation
- Sænk elektrodespidsen til samme sted, og i fin tilstand begynder at køre elektroden ind i hjernen med en hastighed på ~ 2 μm / s. Brug et mikroskop til at sikre, at elektroden kommer glat og ikke bøjer.
BEMÆRK: Hvis elektroden ikke kommer glat ind, skal du hæve den ud af hjernen og justere vinklen. Hvis det fortsætter med at bøje uden at komme ind glat, justere placeringen og gentage processen med nicking overfladen af hjernen for den nye indgang placering. - Udfør den kroniske og akutte implantation ved hjælp af følgende trin.
- Til kronisk implantation: Cementer elektroden ved hjælp af UV-hærdet tandcement.
- Luk snittet ved hjælp af 5-0 kirurgiske suturer og opbygge headcap.
- For at opbygge en hovedkappe tilføje yderligere dental cement omkring implantatet site. Sørg for at dække næsen af jig.
- Træk huden op og rundt om hovedskallen. Sutur snittet bag hovedskallen med 5-0 kirurgiske suturer.
- Påfør lidokaincreme og antibiotisk salve.
- Stop bedøvelsen, og følg standardgendannelsesprocedurerne.
- Til akut implantation: Efter at have sænket elektroden og nået den ønskede dybde, skal du vente mindst 30 minutter, før elektrofysiologisk optagelse påbegyndes, så elektroden kan slå sig ned.
- Til kronisk implantation: Cementer elektroden ved hjælp af UV-hærdet tandcement.
- Sænk elektrodespidsen til samme sted, og i fin tilstand begynder at køre elektroden ind i hjernen med en hastighed på ~ 2 μm / s. Brug et mikroskop til at sikre, at elektroden kommer glat og ikke bøjer.
Representative Results
Med afslutningen af denne protokol vil stabile optagelser af enkeltenheds spiking aktivitet være mulige. Disse mikroelektrode arrays kan tilpasses i materiale, kanal tæller, og headstage adapter baseret på forskerens behov. Elektroplerende fibre i guld resulterer i reducerede impedanser, der er egnede til registrering (figur 4 og figur 5). Hvis brugeren har til hensigt at registrere kronisk, kan målinger foretages, efter at dyret er kommet sig efter den kirurgiske procedure. Kroniske procedurer har resulteret i stabile, enkelt-enhed optagelser i mindst 120 dage. En repræsentativ optagelse er vist i figur 6, der illustrerer stabil 64-kanals elektrofysiologisk aktivitet i retrosplenial cortex af en frit opførende, voksen hanmus. Hvis et akut præparat er beregnet, kan optagelserne begynde kort efter implantation (~ 30 min). Dette vil give tid til elektroden til at bosætte sig i hjernen. Figur 7 er et repræsentativt eksempel på en akut 16-kanals CFEA-optagelse, der er erhvervet fra den primære visuelle cortex af en voksen kvindelig fritte. Spike sortering i mus og fritte blev udført med spike sortering software (se Tabel over materialer).
Figur 1: Anatomi af 16- og 32-kanals mikroelektrodesystemer (CFEA'er) (A) Skemaer på 32-kanals (øverst) og 16-kanals (nederst) CFEA fra tre forskellige visninger. Cfea på 16 kanaler har et udvidet design til håndteringsformål. Den 32-kanals design har et fladt ansigt, der giver mulighed for to jigs, der skal kombineres for en 64-kanal CFEA. Begge diagrammer har identificerende strukturer mærket med dimensioner. Stikafslutningen angiver placeringen af stikkets indsættelse, og GND/REF-kanaler angiver, hvor jordledningen er indsat. Tragtbassinet refererer til det sted, hvor fibrene passerer igennem for at blive overlejret med UV-lyshærdet tandcement, og tragtspidsen betyder det sted, hvorfra fibrene forlader jig. Tragtspidsen er opdelt i kvadranter for at minimere fibre, der klæber sammen og skaber skade. Fibrene trækkes senere ind i et enkelt bundt med brug af tandcement. Jigs er 3D-printet ved hjælp af SLA harpiks printere. Diagrammer forstørres for at vise detaljer. (B) Konstrueret CFEA. Diagrammet har identificerende strukturer mærket. Den blå bundtspids repræsenterer segmentet af kulfibrene, der erhverver registreringsmålinger. Den grå i tragtbassinet og omkring stikket er tegn på UV lyshærdet tandcement, der holder kulfibre på plads i tragtbassinet og sikrer stikket til jig. Den lilla ledning repræsenterer jordforbindelsesledningen. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Lastning af rå kulfibre i kassetter til parylen C belægning. (A) Kulfibre lastes på patroner overlejret med to strimler dobbeltsidet tape (blå). Hver kassette er fyldt med ~ 25 fibre. (B) Kassetter lægges i en laserskåret holder (grå) som forberedelse til parylen C-belægning. Hver rummer ti kassetter. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Kulfiber mikroelektrode array (CFEA) bundt konstruktion skematisk. (A) 16 individuelle, belagt kulfibre (sort) er gevind gennem 32-kanals 3D-printet jig (grå). (B) Kulfiberspidser skæres med mikrosaks, hvilket efterlader overskydende fiber svarende til højden af jig-basen, der strækker sig ud af jig-basen. (C) En standard plast gnisthjul lighter er hurtigt forbi den overskydende fiber til at fjerne parylen C isolering. Den øverste højre skematisk viser fjernelsen af parylen fra 9 af de 12 fibre. (D) Fibrene genindsættes i jig, indtil fiberden flugter med bunden. Den øverste højre skematisk viser genmælelse af 9 fibre med uisoleret (grå) fiber tips til huse inde i jig base. Jig er derefter vendt over og trin A-D gentages for at tråd de modsatte 16 kanaler. (E) Jig er fyldt med dental cement til at sikre fibrene. Sølv print injiceres i hver brønd af jig base. (F) Hanstikket indsættes i jig-basen. (G) CFEA og skalpel fryses i en -20 °C fryser. Arrayspidsen skæres til den ønskede længde, hvilket efterlader 32 lige fibre. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: Spidsbehandling og elektroplikering. (A) Elektrodespidser placeres først i 0,1 M PBS, hvor strømmen føres gennem hver elektrode. Spidserne skylles derefter og overføres til en guldbelægningsopløsning, hvor de er elektroplated med strømmen. (B) SEM billeder af forberedt kulfiber viser guld plating opløsning koncentreret på spidsen. Skalalinjen repræsenterer 4 μm. (C) Impedansværdier fra 168 kanaler efter første skæring (lilla; 3,11 MΩ ± 0,42 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre), positiv strømindsprøjtning (pink; 1,23 MΩ ± 0,36 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre) og elektroplikering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre) viser nedsat impedansværdier efter hvert behandlingstrin. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: Moderat guld elektroplating varigheder producere små, afrundede aflejringer på kulfiber bundt tips. Kulfiberspidserne afbilledet er alle fra forskellige mikroelektrodesystemer, der afspejler forskellige varigheder af injiceret strøm til impedansreduktion eller guldbelægning. Billeder desuden skildre parylen C belægning, som isolerer kulfibre og forhindrer enhver erhvervelse af signal fra et andet sted end spidsen af fibrene. (A) Scanning elektronmikroskopi billede af kulfiber tips efter frysning og gøre et enkelt snit med et barberblad. Skalastænger repræsenterer 10 μm. (B) Samme som A, men derefter efterfulgt af injektion af positiv strøm i 10 s. (C) Samme som B, men derefter elektropladet med guld i 5 s. (D) Samme som B, men derefter elektroplated med guld i 15 s. (E) Samme som B, men derefter elektropladet med guld i 30 s. (F) Samme som B, men derefter elektroplated med guld i 120 s. Vi fandt ud af, at elektroplating i 30 s ved en strøm på -0,05 μA var optimal til elektrofysiologiske optagelser. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6: Kroniske ekstracellulære optagelser i frit opfører mus retrosplenial cortex med kulfiber mikroelektrode arrays viser vedvarende, stabil neural aktivitet. (A) Elleve bandpassed spænding spor blev optaget samtidigt. Efterfølgende spor registreret fra den første kanal (øverste række) afbildes i B for at vise holdbarhed over tid. De resterende ti rækker viser konsistensen af optagelseskvaliteten og viser robust aktivitet på tværs af arrayet. Skalalinjen til venstre for hvert spor repræsenterer et 200 μV-potentiale. (B) Bandpassed data fra samme fiber som i top spor i A, udvidet til at vise robust aktivitet på tværs af en 120-dages kontinuerlig optagelse. (C) Klyngedannelse afslører robust registrering af enkeltenheder over måneder. Spor repræsenterer den gennemsnitlige bølgeform af en kontinuerligt observerbar repræsentativ enkelt enhed på tværs af 120 dage, udvundet fra fiberen plottet i B på hvert tidspunkt. (D) Gennemsnitlige, ikke-normaliserede spike waveforms fra C stablet for at demonstrere konsistens over tid. (E) Kulfiberoptagelser viser et stabilt støjgulv gennem mange måneder. Standardafvigelse af støjgulvet (spor minus spiking aktivitet) i B viser ingen gradvis ændring i støj. Barer repræsenterer middel forurening. Fejllinjer repræsenterer standardafvigelse. (F) Skalategning af en mus med en kronisk implanteret CFEA og headstage. (G) Råspændingssporing (øverst) 11 måneder efter implantationen viser robust LFP. Bandpassed spænding spor (nederst) viser stabil neural aktivitet. (H) Middelbølgeform af neuronen registreret på fiberen fra C, der er indlagt af de første 1000 tilfælde af spikingaktivitet. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 7: Mikroelektrode array (CFEA) (Kulfiber) fra ferret primære visuelle cortex. (A) Bølgeforme af spike sorteret enkelt enheder registreres fra en 16-kanals CFEA. Action potentialer fra enkelt neuroner var ofte tydeligt på flere kanaler på lidt forskellige amplituder. (B) Retningsjusteringskurver fra udvalgte neuroner. Farver svarer til optagede enheder i A. Pile angiver retningen af stimulus bevægelse. Skalalinjer angiver svarprocenten. Fejllinjer angiver det gennemsnitlige svar med standardfejl. Den vandrette stiplede linje repræsenterer den samme celles spontane affyringshastighed under eksponering for en tom skærm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Denne protokol beskriver hvert trin, der er nødvendigt for at konstruere en funktionel CFEA til både akut og kronisk brug. Den beskrevne proces kan tilpasses forskerens behov, hvilket gør det til en tilgængelig og billig mulighed for overvågning af enkelte neuroner over måneder. Protokollen viser muligheden for at registrere både robust enkeltenhedsaktivitet inden for få minutter efter implantation i et bedøvet dyr og på tværs af fire måneder i et vågent, opførende dyr, hvilket illustrerer disse CPA'ers potentiale til at studere kortsigtede og langsigtede ændringer i neurale reaktioner.
Trinene i den beskrevne protokol er blevet grundigt testet og forbedret over tid for at give en effektiv procedure, der kan afsluttes hurtigt, til en lav marginal pris (< $ 100,00), med evnen til at registrere utvetydige enkeltenheder, tæt og stabilt over måneder. Konstruktion trin kan afsluttes på mindre end én dag og vil producere elektrofysiologiske signaler, der kan sammenlignes med enhver førende kommerciel array. CPA'erne har også et meget mindre fodaftryk (16-kanals bundt af fibre har en diameter på ~ 26 μm) end lignende kommercielle arrays, og deres biokompatibilitet gør dem velegnede til langvarig brug13. Det er vigtigt, at der er flere kritiske trin og instruktioner, der skal følges for at producere en fungerende CFEA med sammenlignelig ydeevne.
På grund af kulfibrenes skrøbelighed skal de håndteres med største omhu. Håndtering af dem med skarpe sammenkr vil eller andre værktøjer kan resultere i brud på fibrene. Derudover er det vigtigt at konstruere CPA'erne i et rum med begrænset luftbevægelse, så fibrene ikke blæser væk. Når du flammer den bageste del af fibrene, behøver lighteren kun at blive flyttet i en frem og tilbage bevægelse meget kort, for ca. 1 s. Trinene efter denne fjernelse af isolering er afgørende for at konstruere en elektrode med arbejdskanaler. De flammede spidser skal føres ind i jig uden yderligere kontakt. Når bassinet fyldes med tandcement, er det vigtigt, at cementen påføres omhyggeligt og helt fylder kanalerne og tragtbassinet og lukker åbningerne uden at fylde dem. Tandcementet skal derefter helbredes fuldstændigt med UV-lys, før den fortsætter. Når dette er færdigt, skal sølvmaling injiceres i hver kanal, indtil den er helt fyldt, men ikke spildes. Dette er det mest variable trin i processen. Enhver overfyldning kan producere krydstale mellem kanaler, og utilstrækkelig påfyldning kan resultere i en forbindelsesfejl. Hvis det ikke er i stand til at injicere sølvmaling ved hjælp af en 25 G nål, er det sandsynligt, at opløsningen er for tyktflydende, og i dette tilfælde kan der tilsættes en lille mængde fortynder for at skabe en mere flydende løsning. Når alle kanalerne er fyldt, og headstage-stikket er indsat, er det vigtigt at tillade arrayet at helbrede i 24 timer, før stikket fastgøres med tandcement. Vi fandt ud af, at hvis vi ikke gjorde det, blev antallet af forbundne kanaler sænket. Anvendelse af en generøs mængde dental cement er også vigtigt, så stikket ikke afbrydes ved interfacing med signalet erhvervelse system. Hvis de løsnes, er det muligt at forsøge at genoprette forbindelsen med gentagen påfyldning af kanaler med sølvmaling, men brugeren bør teste CFEA's impedansværdier for at vurdere antallet af tilsluttede kanaler. Tillader dental cement til at helbrede natten også tjener til at forhindre potentiel løsrivelse.
Måling af impedansen af elektroden vil give et nøjagtigt skøn over tilsluttede kanaler. Dette kan gøres efter neddykning af jorden og reference ledninger og kulfiber tips i PBS. Vi har observeret, at en høj impedans (>15 MΩ) er tegn på en åben, usammenhængende kanal. Før injektion af strøm og elektroplating kan en tilsluttet kanal have en række impedansværdier, der bør falde betydeligt med denne proces. Det gennemsnitlige antal tilsluttede kanaler (impedans < 4 MΩ efter den nuværende injektion) pr. 16-kanals elektrode var 12,96 ± 2,74 (gennemsnitlig ± SD; N = 48 elektroder). En række elektroplating gange blev testet, og 30 s produceret overlegen signal isolation blandt registreringssteder (Figur 5). Mens det har været veletableret, at PEDOT-pTS12,24,25,26 og PEDOT-TFB21 giver pålidelige muligheder for at forberede kulfiber registreringssteder, fandt vi, at plating med guld, en gennemprøvet og pålidelig metode til elektroplikering elektroder til kronisk implantation27,28 , øgede den lette implantation og forhindrede elektrodespidserne i at klumpe sammen. Ved udarbejdelsen af endelige impedansværdier på mindre end 0,2 MΩ i gennemsnit viser denne metode sig at være sammenlignelig med værdier opnået ved hjælp af PEDOT-TFB21 og PEDOT-pTS26.
Ved implantering af mikroelektrodesystemet er det vigtigt visuelt at følge indsættelsen af kulfiberspidserne under mikroskopet. Vellykket indsættelse bør være tydelig, uden bøjning af fibrene. Hvis fibrene ser ud til at være buckling, er det usandsynligt, at de med succes vil komme ind i hjernen. I dette tilfælde skal sondens vinkel justeres til et andet forsøg. Denne proces kan fortsætte, indtil indsættelsen af sonden er vellykket. Når elektroden er på den ønskede dybde, har vi konstateret, at vente mindst 30 min vil gøre det muligt for sonden at nøjes med optimal signal erhvervelse (akutte optagelser).
De beskrevne cfea'er tilbyder ud over deres lille fodaftryk og biokompatibilitet et robust, tilpasseligt alternativ til kommercielle arrays på grund af deres lette konstruktion og lave omkostninger. Den største begrænsning af de CPA'er, der er beskrevet i denne protokol, er deres skalerbarhed. På grund af den manuelle karakter af deres konstruktion, opskalering til design med hundredvis af registreringssteder kan ikke være praktisk. Derudover vil fremskridt inden for mikroelektrode array fabrikation ved hjælp af nanoteknologi muliggøre større befolkning optagelser end de metoder, der er beskrevet her. Men denne protokol leverer CFEA tilgængelighed til laboratorier interesseret i benchtop fabrikation af kulfiber elektroder. Vi observerede intet tab af stabilitet eller nedsat robusthed i spike amplitud i løbet af de 120-dages kroniske eksperimenter, som angivet af en repræsentativ enkelt kanal, der er typisk for vores observationer på den tidsskala (figur 6A-E). Derudover viser de fælles konkurrencemyndigheder kapaciteten til vedvarende enkeltenhedsaktivitet, da fire enkeltenheder forblev mærkbare 11 måneder efter implantation i mus (Figur 6G, H). Det er også muligt at opnå stabile, enkelt-enhed optagelser akut (Figur 7), som giver en fordel i forhold til mange andre kommercielle elektroder til undersøgelse af enkelt neuroner over korte perioder. I fremtiden vil udviklingen af sådanne fleksible, biokompatiible sonder med minimale diametre gøre det muligt at studere komplekse processer. Disse værktøjer vil give betydelige nytte i udviklingen af neural teknologi, herunder applikationer i hjerne-maskine grænseflader (BMI'er), som kræver kontinuerlig, langsigtet stabilitet29.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen økonomiske interessekonflikter.
Acknowledgments
Vi vil gerne takke Greg Guitchounts for vejledning med elektrode design og konstruktion og Tim Gardner for at åbne sit laboratorium og faciliteter for os. Vi vil gerne takke Christos Michas for hans hjælp med PDS brug på Bio-Interface and Technology kernefacilitet og Neil Ritter, Jon Spyreas, og David Landesman for deres hjælp til at designe tidlige versioner af 16-kanal jig. Vi vil gerne takke Tim Cavanaugh for hans hjælp med SEM imaging på Center for Harvard Nanoscale Systems på Harvard.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 scalpel blade | Fisher Scientific | 14-840-15 | Building tool |
| 16-channel CFEA Jig | Realize Inc. | CFMA component | |
| 16-channel Omnetics connector | Omnetics | A79014-001 | CFMA component |
| 25 G needle | Fisher Scientific | 14-840-84 | Building tool - sharp-tipped |
| 30 G needle | Fisher Scientific | 14-841-03 | Building tool |
| 31 G stainless steel 304 hypodermic round tubing | Small Parts Inc | B000FMYN38 | For guide tube |
| 32-channel CFEA jig | Realize Inc. | CFMA component | |
| 32-channel Omnetics connector | Omnetics | A79022-001 | CFMA component |
| 6 in cotton tip applicators | Fisher Scientific | 22-363-156 | Building tool |
| Acetone | Fisher Scientific | A16P4 | Building tool |
| AutoCad 3D printing software | Autodesk | Computer-aided design tool/ 3D modeling software | |
| Autodesk Fusion 360 | Autodesk | Computer-aided design tool/ 3D modeling software | |
| BD disposable syringes | Fisher Scientific | 14-823-30 | 1 mL |
| Carbon fibers | Good Fellow USA | C 005725 | 7 μm epoxy sized |
| Cassettes and cassette holder | For coating fibers | ||
| Clear tape | Scotch | For coating raw fibers | |
| Deionized water | Electroplating component | ||
| Double-sided tape | Scotch | For coating raw fibers | |
| Flowable Dental Composite | Pentron | Flow-It ALC | CFMA component/ UV cured dental cement |
| Gold plating solution | Sifco ASC | 5355 | 10.0-20.0% glycerol, 1.0-5.0% ethylenediamine, 1.0-5.0% acetic acid (ethylenedinitrilo)tetra-, dipotassium salt, 5.0-10.0% butanoic acid, mercapto-monogold(1+) sodium salt, 1.0–5.0% potassium metabisulfite, 55.0-82.0% water |
| Jewelry clamp | Amazon | B00GRABH9K | Building tool |
| JRClust | Ferret spike sorting software | ||
| Lighter | BIC | LCP62DC | Building tool |
| Micromanipulator | Scientifica | PS-7000C | For guide tube |
| Microscissors | Fisher Scientific | 08-953-1B | Building tool |
| MountainSort | Mouse spike sorting software | ||
| NanoZ 16-channel adapter | Multi-channel systems | ADPT-nanoZ-NN-16 | Electroplating component |
| NanoZ 32-channel adapter | White Matter | NZA-OMN-32 rev A | Electroplating component |
| NanoZ multi-electrode impedance tester | White Matter | Electroplating component | |
| Parafilm | Fisher Stockroom | 13-374-10 | Semi-transparent, flexible film with adhesive properties |
| Parylene 'C' Dimer | Specialty Coating Systems | 980130-C-01LBE | For coating raw fibers |
| PEG 8000 | Fisher Scientific | 25322-68-3 | Electroplating component |
| Phosphate-buffered saline | Electroplating component | ||
| Polyimide tubing | MicroLumen | BRAUNI001 | For guide tube |
| Rotary tool | Dremel | 300124 | For guide tube |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10003-12 | Building tool |
| Silver conductive coating | MG Chemicals | 842AR Super Shield | CFMA component |
| Stereo microscope with range 6.7:1 | Motic | SMZ-168 | Building tool |
| Sticky notes | Post-it | Building tool | |
| Tissue wipes | Kimtech Science | 34155 | Building tool |
| Tungsten wire | A-M Systems | 797550 | CFMA component |
| UV curing wand | Woodpecker | Building tool | |
| Vacuum deposition chamber | Specialty Coating Systems | Labcoter 2 (PDS 2010) |
References
- Galvani, L. De viribus electricitatis in motu musculari commentarius. , Academy of Sciences. Bologna. (1791).
- Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature reviews. Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).
- Ledochowitsch, P., et al. On the correspondence of electrical and optical physiology in in vivo population-scale two-photon calcium imaging. bioRxiv. , 800102 (2019).
- Lin, M. Z., Schnitzer, M. J. Genetically encoded indicators of neuronal activity. Nature Neuroscience. 19 (9), 1142-1153 (2016).
- Seymour, J. P., Wu, F., Wise, K. D., Yoon, E. State-of-the-art MEMS and microsystem tools for brain research. Microsystems and Nanoengineering. 3 (1), 16066 (2017).
- Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature reviews. Neuroscience. 9 (3), 195-205 (2008).
- Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nature reviews. Neuroscience. 20 (6), 330-345 (2019).
- Chung, J. E., et al. High-density, long-lasting, and multi-region electrophysiological recordings using polymer electrode arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Kozai, T. D., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
- Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
- Kozai, T. D., et al. Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces. Nature Materials. 11 (12), 1065-1073 (2012).
- Chen, R., Canales, A., Anikeeva, P. Neural recording and modulation technologies. Nature Reviews Materials. 2 (2), 16093 (2017).
- Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: requirements, fabrication methods, and characteristics. Frontiers in Neuroscience. 11, 665 (2017).
- Subbaroyan, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. A finite-element model of the mechanical effects of implantable microelectrodes in the cerebral cortex. Journal of Neural Engineering. 2 (4), 103-113 (2005).
- Park, S., et al. One-step optogenetics with multifunctional flexible polymer fibers. Nature Neuroscience. 20 (4), 612-619 (2017).
- Guo, Y., et al. Polymer composite with carbon nanofibers aligned during thermal drawing as a microelectrode for chronic neural interfaces. ACS Nano. 11 (7), 6574-6585 (2017).
- Armstrong-James, M., Millar, J. Carbon fibre microelectrodes. Journal of Neuroscience Methods. 1 (3), 279-287 (1979).
- Garris, P. A., Ciolkowski, E. L., Pastore, P., Wightman, R. M. Efflux of dopamine from the synaptic cleft in the nucleus accumbens of the rat brain. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 14 (10), 6084-6093 (1994).
- Guitchounts, G., Markowitz, J. E., Liberti, W. A., Gardner, T. J. A carbon-fiber electrode array for long-term neural recording. Journal of Neural Engineering. 10 (4), 046016 (2013).
- Guitchounts, G., Cox, D. 64-channel carbon fiber electrode arrays for chronic electrophysiology. Scientific Reports. 10 (1), 3830 (2020).
- Ma, Z., Turrigiano, G. G., Wessel, R., Hengen, K. B. Cortical circuit dynamics are homeostatically tuned to criticality in vivo. Neuron. 104 (4), 655-664 (2019).
- Popovic, M., et al. Development of cross-orientation suppression and size tuning and the role of experience. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 38 (11), 2656-2670 (2018).
- Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002 (2016).
- Welle, E. J., et al. Ultra-small carbon fiber electrode recording site optimization and improved in vivo chronic recording yield. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026037 (2020).
- Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046009 (2015).
- Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives. Sensors and Actuators. A, Physical. 156 (2), 388-393 (2009).
- Vafaiee, M., Vossoughi, M., Mohammadpour, R., Sasanpour, P. Gold-plated electrode with high scratch strength for electrophysiological recordings. Scientific Reports. 9 (1), 2985 (2019).
- Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. Brain-machine interfaces: From basic science to neuroprostheses and neurorehabilitation. Physiological Reviews. 97 (2), 767-837 (2017).
