Summary
Denne protokollen beskriver en prosedyre for å konstruere karbonfibermikroelektrode arrayer for kroniske og akutte in vivo elektrofysiologiske opptak i mus (Mus musculus) og ferret (Mustela putorius furo) fra flere hjerneregioner. Hvert trinn, etter kjøp av rå karbonfibre til mikroelektrode array implantasjon, er beskrevet i detalj, med vekt på mikroelektrode array konstruksjon.
Abstract
Flerkanalselektrode arrayer gir innsikt i arbeidshjernen og tjener til å belyse nevrale prosesser på encellede og kretsnivåer. Utvikling av disse verktøyene er avgjørende for å forstå kompleks atferd og kognisjon og for å fremme kliniske anvendelser. Det er imidlertid fortsatt en utfordring å registrere tett fra cellepopulasjoner stabilt og kontinuerlig over lange tidsperioder. Mange populære elektroder, som tetroder og silisiumkjeder, har store kryssdiametre som produserer skade ved innsetting og fremkaller kroniske reaktive vevsresponser forbundet med nevronal død, noe som hindrer registrering av stabil, kontinuerlig nevral aktivitet. I tillegg viser de fleste trådbunter bred avstand mellom kanaler, og utelukker samtidig opptak fra et stort antall celler gruppert i et lite område. Karbonfibermikroelektrode-arrayene som er beskrevet i denne protokollen, tilbyr en tilgjengelig løsning på disse bekymringene. Studien gir en detaljert metode for fremstilling av karbonfibermikroelektrode arrayer som kan brukes til både akutte og kroniske opptak in vivo. De fysiske egenskapene til disse elektrodene gjør dem ideelle for stabile og kontinuerlige langsiktige opptak ved høye celletettheter, slik at forskeren kan gjøre robuste, entydige opptak fra enkeltenheter over måneder.
Introduction
Elektroder og elektrodekjeder er verdifulle verktøy for å forstå hvordan hjernen behandler informasjon på nevronnivå. Mens elektrofysiologiske opptak har vært oppnåelige i over to århundrer1, er det fortsatt ikke mulig å måle aktiviteten til hele nevrale kretser samtidig ved den romlige og tidsmessige oppløsningen som kreves for å fange spiking av individuelle nevroner. Selv om ikke-invasive metoder, for eksempel elektroencefalografi2, positronutslippstopografi3og funksjonell magnetisk resonansavbildning4 tillater målinger av hele hjernen, kan de ikke oppnå den romlige og tidsmessige oppløsningen som er nødvendig for å løse aktiviteten til nevrale kretser2,5. I motsetning til dette kan avbildningsmetoder som optisk avbildning ved hjelp av spenningssensitive fargestoffer eller genetisk kodede kalsiumindikatorer oppnå romlig oppløsning med én enhet, men de utgjør problemer som lav tidsoppløsning og dårlig selektivitet3,4,5,6. Elektriske opptak er et kraftig alternativ til disse metodene. Registrering av elektroder gir uovertruffen temporal oppløsning og lar brukeren gjøre målinger med piggtidspresisjon i alle områder av hjernen7. I tillegg muliggjør kronisk implanterte multielekrode arrays (MEAer) storskala (titalls til hundrevis av celler), encellede opptak i oppførende dyr over en periode på dager til måneder8,9. Silisiumsonder som registrerer ved høyere tettheter har imidlertid et stort fotavtrykk og er svært invasive, og kronisk implanterte arrayer genererer ofte en betennelsesrespons, vevinnkapsling og nevronal død10,11,12,13.
Begrensningene til eksisterende elektroder har resultert i nyere innovasjoner som muliggjør stabile, høyoppløselige, langsiktige opptak. Typiske elektroder består av en metallisk leder, for eksempel wolfram eller platina-iridium, eller er silisium- eller polymerbaserte. Mens metallbaserte mikrowire-arrayer kan opprettholde langsiktige, stabile opptak, har de et mye større fotavtrykk, med en enkelt lednings diameter fra 10-200 μm14. I motsetning gir silisiumbaserte elektrodekjeder opptak med høy romlig oppløsning, men på grunn av deres relativt stive design er de vanligvis ikke i stand til å opprettholde signalet og posten fra de samme nevronene over mange måneder15. Den siste utviklingen i silisiumbaserte arrayer har resultert i elektroder som pålitelig kan utføre kroniske opptak, men disse matrisene kan ikke brukes til å registrere fra dype hjerneregioner hos større dyr og er ment for lineære opptak9. Fremskritt innen polymer arrays har resultert i økt fleksibilitet og registrering stabilitet av enkeltenheter og tilbyr potensialet for høy tetthet opptak i nærfremtid,men med begrenset tilgjengelighet i dag8,16,17. Karbonfibre gir mulighet for opptak med høy tetthet med hyllematerialer som er beskrevet her.
Karbonfiberopptak av mikroelektroder har blitt brukt i flere tiår, med de første karbonfiberelektrodene som består av en enkelt karbonfiber satt inn i en glassmikropipette. Disse mikroelektrodene ble brukt til ekstracellulære opptak med én enhet, og selv om signal-til-støy-forholdet var sammenlignbart med de beste mikroelektrodene i wolfram i glass, var de fordelaktige på grunn av deres fleksibilitet, lavere impedansverdier og enkelhet til å produsere18,19. Arbeidet med å utvikle karbonfiberelektrodekjeder har nylig akselerert på grunn av biosensingsegenskapene til karbonfibre. I tillegg til økt biokompatibilitet og eksepsjonell elektrisk ledningsevne, har de et unikt sett med egenskaper, inkludert høy temperaturmotstand, lav relativ tetthet, høy strekkfasthet, lav bøyestivhet, høy deteksjonsfølsomhet og et lite tverrsnittsområde10,12. Alle disse egenskapene har motivert utviklingen av karbonfibermikroelektrode arrays (CFEAer) som letter kroniske, stabile, høyavkastningsopptak av enkeltnevroner. Slike CFEAer kan nå lages for hånd20,21 ( figur1), noe som gir mikroelektrode matriser som kan holde enkle nevroner over måneder. Beskrevet her er en tilgjengelig byggeprosess for CFEAer som har blitt tilpasset på to måter for akutte og kroniske opptak av individuelle nevroner i to arter.
Protocol
Alle eksperimentelle prosedyrer ble godkjent av Brandeis University eller Washington University Animal Care and Use Committee. Data vist ble samlet inn fra en kvinnelig ferret og en mannlig mus.
1. Fremstilling av karbonfibre og verktøy
- Fremstilling av kommersielle karbonfibre
- Klipp 8 cm strimler fra den epoksystore fiberbunten. Legg strimlene parallelt i en digel og stek i en ovn ved 400 °C i 6 timer for å fjerne epoksyen fra kommersielle fibre. Oppbevar deretter de bakte fibrene i en standard Petri-tallerken eller et konisk rør.
MERK: Fibre med en diameter på 7 μm ble brukt. Andre grupper har brukt 4 μm fibre20,21. - Forbered kassetter for å holde individuelle fibre. Bruk en 3D-skriver eller laserkutter til å opprette kassettene og den tilhørende kassettholderen (se figur 2).
- Legg fibrene på kassettene. Begynn med å legge et stykke dobbeltsidig tape på de to langsidene av kassetten, og juster kanten av båndet med den indre kanten av kassetten. Skill individuelle fibre fra den bakte bunten og legg dem parallelt med kortsiden av kassetten, og hold 2-3 mm mellom fibrene. Sørg for å montere 20-30 fibre på hver kassett. Forsegle fibrene på plass ved å legge klart tape over dobbeltpinnebåndet. Plasser de fylte kassettene i kassettholderen.
MERK: For en erfaren byggherre vil det ta ~ 1 time å fylle en kassett med fibre. For nybegynnerbyggeren vil denne prosessen sannsynligvis ta ~ 1,5-3 timer. Det er ti kassetter til en boks, og to kassettholdere kan passe inn i parylenavsetningskammeret. - Belegge de enkelte fibrene med parylen C ved hjelp av et kommersielt vakuumavsetningskammer. Et enkelt løp er nødvendig for belegg. Mål ut 2,3 g parylen for hver kjøring. To kassettholdere passer inn i kammeret om gangen. Beleggprosedyren tar ~ 2 timer per løp.
MERK: Et mål på 2,3 g parylen C gir omtrent 1 μm belegg. Belagte fibre kan lagres på ubestemt tid.
- Klipp 8 cm strimler fra den epoksystore fiberbunten. Legg strimlene parallelt i en digel og stek i en ovn ved 400 °C i 6 timer for å fjerne epoksyen fra kommersielle fibre. Oppbevar deretter de bakte fibrene i en standard Petri-tallerken eller et konisk rør.
- Forberedelse av karbonfibermanipuleringsverktøy
- Pakk et lite stykke fleksibel selvklebende film rundt en 30 G nål, og danner et skarpt, men fleksibelt punkt med limfilmen.
MERK: Å pakke inn en nålespiss med parafilm, og strekke parafilmen ved å gjøre det, skaper en mild limeffekt som gjør at brukeren kan plukke opp og manøvrere individuelle fibre.
- Pakk et lite stykke fleksibel selvklebende film rundt en 30 G nål, og danner et skarpt, men fleksibelt punkt med limfilmen.
2. Design og fabrikasjon
- Velg riktig jig-design som er nødvendig basert på spesifikasjonene til elektroden som skal bygges. Dette vil være basert på antall kanaler som trengs, sammen med eventuelle designtillegg.
MERK: JIG refererer til den 3D-trykte blokken som gir et anker for elektroder og elektriske tilkoblinger. - Opprett eller endre den spesifikke utformingen av jig ved hjelp av CAD-programvare (Computer-Aided Design).
- Bruk et 3D-trykkeri eller institusjonslaboratoriet til å skrive ut jigs ved hjelp av en høyoppløselig SLA 3D-skriver.
3. Montering av mikroelektrode-arrayet av karbonfiber (CFEA)
MERK: Dette trinnet tar ~ 2 timer for en erfaren byggherre og ~ 6 timer for en nybegynnerbygger. Utfør alle CFEA-monteringstrinn og fiberbunttrinn under et 10x stereomikroskop. Fullfør monteringen av CFEA i et miljø med minimal luftbevegelse, da dette kan forstyrre byggeprosessen.
- Velg riktig jig som trengs for å bygge den ønskede elektroden.
- Bruk metalltrådkuttere til å kutte to stykker wolframtråd med diameter 0,003 tommer (76,2 μm), ca. 7 cm i lengde.
- Før hver ledning gjennom riktig kanal på koblingsenden av jIG (GND og REF). Fôr nok gjennom til de to endene er like lange, og vri dem deretter sammen for å sikre dem på jig.
MERK: For den 16-kanals akutte designen må du sørge for at metalltråden passer innenfor kanten i jig.- Påfør UV-herdet tannsement for å sikre ledningen. Pass på at du ikke får noen tannsement i den åpne kanalen som ledningen mates gjennom.
MERK: Brukeren bør bruke UV-filtreringsøyebeskyttelse under alle UV-relaterte prosedyrer for å forhindre potensiell øyeskade. Mange UV-herdestaver har innebygde visningsfiltre. - Bruk UV-herdestaven til å kurere tannsementen i 20 s.
- Fest jig i smykker vise av en av armene på jig. Orienter jig slik at en av sideflatene er parallell med bakken.
- Plasser geléen og skrustikken under mikroskopet slik at koblingsenden, vasken og traktspissen er synlige. Plasser gelen slik at trakten peker bort fra brukeren og koblingsenden vender mot brukeren.
- Samle karbonfiberverktøyene og en skarp spiss 25 G nål.
- Legg en kassett med parylen-C-belagte fibre på et hvitt ark, tapesiden opp slik at fibrene ikke er direkte på papiret.
- Bruk 25 G nålen til å kutte en enkelt karbonfiber ut av kassetten. Gjør dette ved å skyve nålens spiss mot kassetten der fiberen som skal fjernes kommer fra.
- Hvis du bygger med halvfibre, kutt den ene enden av fiberen som beskrevet ovenfor. Orienter fiberen slik at den er rett, og bruk nålen, kutt fiberen i halvparten ved å kutte fiberen mot papiret. For å kutte den andre halvdelen, som fortsatt er koblet til kassetten, hold den frie spissen av fiberen med karbonfiberverktøyet som ble laget tidligere, og bruk deretter nålen til å kutte fiberen som fortsatt er koblet til kassetten som beskrevet ovenfor.
- Hvis du bygger med fulle fibre, kutt den ene enden av fiberen som beskrevet ovenfor. Bruk karbonfiberverktøyet som tidligere er laget og hold den frie enden av fiberen som nettopp ble kuttet. Bruk nålen til å kutte den andre enden av fiberen bort fra kassetten.
- Plukk opp karbonfiberen ved hjelp av karbonfiberverktøyet som tidligere er laget. Plukk opp fiberen slik at den ene enden har ca 1 cm lengde fra verktøyet.
- Bruk karbonfiberverktøyet med fiberen festet og mate den kortere enden av fiberen gjennom traktstykket fra jigens midtre basseng. Bruk et mikroskop til å visualisere.
- Fortsett å mate fiberen gjennom jigtrakten til mesteparten av fiberens lengde er gjennom (se figur 3A).
- Før den bakre delen av fiberen gjennom en tilgjengelig kanal ved hjelp av karbonfiberverktøyet som tidligere er laget. Før fiberen gjennom ryggen til ca. 5 mm fiber stikker ut på baksiden. Klipp ut i størrelse om nødvendig (se figur 3B).
MERK: Ikke mat fibre inn i kanaler som inneholder metallledningene.
- Fyll resten av kanalene med fibre på den ene siden av jig, følg instruksjonene gitt ovenfor.
MERK: Når du mater fibre inn i trakten, må du mate halvparten av fibrene inn i hver oppdeling av trakten, med høyre halvdel av kanalene i høyre divisjon og venstre halvdel av kanalene i venstre divisjon. Når fibrene er i nær kontakt i trakten, er det ugunstig friksjon mellom fibre som fører til eksisterende fibre enten trukket løs eller ødelagt mens du mater nye fibre inn i jig. Denne oppdelingen i fire seksjoner gir litt lettelse, da fibrene holdes i mindre bunter til et senere trinn. - Bruk et standard gnisthjul lettere og før flammen raskt over de eksponerte fibrene i kontaktenden. Påse at isolasjonen av alle fibrene fjernes i endene (se figur 3C).
MERK: Den delen av fibrene som ble utsatt for flammen, skal se ut til å være litt tynnere enn resten av fiberen. - Før den flammede fiberen gjennom jig slik at den delen av fiberen som er utsatt for flammen nå er innenfor kanalen. Pass på at ingen fibre stikker ut baksiden av gelen (se figur 3D).
MERK: Bruk karbonfiberverktøyet til å ta tak i fiberen fra innsiden av vasken og mate den flammede fiberen gjennom jig. Ikke berør den delen av fibrene som er utsatt for flammen, da denne delen er mer skjøre. - Påfør UV-herdet tannsement på fibrene i bassenget på jig. Fyll hele bassenget for å dekke åpningene på kanalene og åpningen av trakten (se figur 3E).
- Bruk UV-lyset og herd tannsementen i 20 s. Herd i ytterligere 20 s hvis tannsement ikke er fullstendig herdet.
MERK: Pass på at tannsementen ikke beveger seg inne i kanalene.
- Bruk UV-lyset og herd tannsementen i 20 s. Herd i ytterligere 20 s hvis tannsement ikke er fullstendig herdet.
- Fjern jig fra skrustikken, snu den og fest jigen i skrustikken som tidligere sikret. Pass på at siden som inneholder fibrene nå er med forsiden ned.
- Fyll ut den tomme siden av jig med karbonfibre nøyaktig som beskrevet ovenfor.
- Når alle kanalene har fibre, og fibrene er sikret med tannsement, fjern jig fra skrustikken og orienter jig slik at trakten peker ned. Fest jigen i skrustikken slik at koblingsenden peker oppover.
- Samle en skarp spiss 25 G nål, en 1 ml sprøyte, sølv ledende maling, bomull-tipped applikatorer, maling tynnere, vev våtservietter, og riktig headstage kontakt.
MERK: Sørg for at den sølvledende malingen er godt blandet og er en homogen løsning. Ikke la malingen tørke ut. - Trekk opp 0,3 ml sølvmaling i 1 ml-sprøyten, og fest deretter den skarpe 25 G kanylen.
- Sett nålen forsiktig inn i en kanal til den stoppes av tannsementen. Trykk sprøyten langsomt ned mens du fjerner kanylen fra kanalen for å fylle kanalen med maling (se figur 3E).
- Tørk av malingen fra nålen, og fortsett deretter til neste kanal.
- Fyll alle kanalene med maling.
MERK: Ytterligere passeringer inn i kanalene kan være nødvendig ettersom malingen setter i kanalene de første minuttene.
- Fyll alle kanalene med maling.
- Dypp en bomullsspisset applikator i malingstynneren, og rengjør deretter bunnen av jig av maling på overflaten. Noen få bomullsspisset applikatorer kan være nødvendige for dette.
MERK: Bomullsspissede applikatorer som ikke dyppes i malingstynner, kan også være nyttige for å rengjøre jig. - Sett inn hodestempelen i riktig retning ved å justere pinnene etter kanalene. Kontroller at hodekontakten sitter rett oppreist og er så flush til jig som mulig (se figur 3F).
- La jig å kurere i 24 timer.
- Fest hodestellet til jig ved hjelp av UV-herdet tannsement ved å påføre tannsement langs kanten der hodestellet møter jig. UV-kur ved hjelp av UV-lys i 20 s.
- Påfør UV-herdet tannsement for å sikre ledningen. Pass på at du ikke får noen tannsement i den åpne kanalen som ledningen mates gjennom.
4. Emballasje for fiberbunt
MERK: Det tar omtrent 30 minutter å utføre dette trinnet. Fullfør dette trinnet for elektrodene som brukes i dyremodeller med et tykt lag med pia mater. Forsterk fiberbunten for å minimere bøyning. I museprosedyrer kan det hende at dette trinnet ikke er nødvendig.
- Ta sammen bunten med fibre i en enkelt aksel ved hjelp av vannspenning. Bruk en overføringspipette til å kjøre en dråpe vann fra traktspissen til buntspissen mens elektroden er festet oppreist i en skrustikke.
- Begynn med å påføre et lag med tannsement ca 1,5 mm tykt rundt bunten på traktspissen. Herd tannsementen med 20 s UV-lys.
MERK: For kortikale opptak er det ikke nødvendig med ytterligere emballasje. For dypere hjerneregioner, sikre et føringsrør rundt bunten. - Konstruksjon av føringsrøret og innsetting av bunten i føringsrøret
- Mål og kutt ønsket lengde på polyimidrør. Forsikre deg om at lengden på polyimidrørene etterlater 2 mm karbonfiberspisser gratis. Mål og kutt et stykke 30 G metallrør 2 mm kortere enn polyimidslangen. Bruk et roterende verktøy for å fjerne skarpe kanter på metallslangen. Sett inn polyimidslangen inne i metallslangen.
- Plasser elektroden i en skrustikke med karbonfiberbunten pekende opp. Fest den monterte slangen til en mikromanipulator, og senk den forsiktig over fiberbunten ved hjelp av et mikroskop. Fest slangen til den eksisterende tannsementbasen ved hjelp av et ekstra lag med tannsement. Herd tannsementen med 20 s UV-lys.
MERK: Byggeprosessen kan settes på pause her.
5. Klargjøring av elektrodespiss
MERK: Det tar omtrent 30 minutter per rekke å utføre dette trinnet.
- Klipp elektroder til ønsket lengde.
- Som forberedelse til kutting av elektrodespissen, stable klistrelapper for å bygge en plattform ca. 1,5 mm høy. Mål, fra kanten av plattformen, ønsket elektrodelengde og merk denne avstanden. Plattformen vil fungere som en veiledning for kutting.
- Senk elektroden ned i et beger med deionisert eller destillert vann til traktspissen er helt nedsenket, tipp først og holdt normalt på overflaten. Ta de enkelte karbonfibrene sammen ved å fjerne elektroden fra vannet. Overflatespenning vil bringe bunten(e) sammen. La elektroden lufttørke i 30 min.
- Fest #10 skalpellbladet til håndtaket. Frys skalpellen og elektroden ved å plassere dem i en -18 °C fryser i minst 5 minutter.
- Legg elektroden slik at fibrene ligger i flukt på overflaten av føringen (fremstilt i trinn 5.1.1). Klipp fibrene til ønsket lengde med skalpellen, ved hjelp av en rullende bevegelse. Fullfør dette trinnet raskt for å sikre at elektroden og skalpellen fortsatt er frosset (se figur 3G).
- Injiser positiv strøm for å redusere impedansen av elektrodespisser.
- Fest elektroden til multielektrorodimpedanstesteren ved hjelp av riktig adapter (se Materialliste). Senk elektrodespissen ~2 mm ned i et mikrosenterrør på 0,1 M fosfatbufret saltvann (PBS). Sett jordingsledningen inn i mikrosenterrøret.
- Injiser strøm med valgt amplitude og varighet.
MERK: Dette trinnet er ment å redusere impedansverdiene på spissen av CFEA. I denne studien ble følgende parametere inngått i det grafiske brukergrensesnittet for elektropletteringsprogramvaren: Strøm: 0,100 μA; Varighet: 10 s; Pause: 1 s. Denne prosessen kan gjentas etter behov, per kanal, til elektrodeimpedanser oppfyller de ønskede verdiene (se figur 4C). - Når impedansverdiene er som ønsket, skyll fibrene i deionisert eller destillert vann for å rengjøre.
- Elektroplate i gullbeleggløsningen.
MERK: Dette trinnet bør gjøres kort tid før implantasjon (samme dag).
FORSIKTIG: Noen av kjemikaliene som brukes til fremstilling av CFEA-spisser er etsende, inkludert gullbeleggløsningen. Rådfør deg med SDS før bruk og bestem de nødvendige forholdsregler som skal iverksettes for å håndtere løsningen på en sikker måte.
MERK: For å gi stivhet til fiberbunten, kan brukeren lage en gullbeleggløsning ved først å løse PEG8000 i deionisert eller destillert vann ved 1 mg/ml. Kombiner deretter 625 μL solubilisert PEG8000 og 375 μL gullbeleggløsning og virveloppløsning for 10 s å blande. PEG8000 oppløses etter innsetting av fibre i hjernen.- Senk elektrodebuntspissen ~2 mm ned i mikrosenterrøret på platingblandingen. Sett jordingsledningen inn i mikrosenterrøret.
- Angi passende parametere for elektroplettering. I denne studien ble følgende parametere inngått i det grafiske brukergrensesnittet for elektropletteringsprogramvaren: Strøm: -0,05 μA; Varighet: 30 s; Pause: 5 s.
- Skyll fibrene grundig med deionisert eller destillert vann. På dette tidspunktet måler du impedansverdiene igjen om ønskelig.
6. Innsetting i hjernen: Overlevelseskirurgi, mus (Musmuskulus) og ikke-overlevelse kirurgi, ferret (Mustela putorius furo)
MERK: Kirurgiske prosedyrer bør følge standardprotokollen i samsvar med IACUC. For detaljert informasjon se Ma et al.22 for overlevelse kirurgi protokoll og Popovic et al.23 for ikke-overlevelse kirurgi protokoll. Følg de aseptiske kirurgiske prosedyrene i henhold til ASC-retningslinjene for overlevelseskirurgi hos gnagerarter. Disse inkluderer autoklavering av alle kirurgiske verktøy og materialer ved 135 °C i 15 minutter og behandling av stereotoksisk apparat og kirurgisk område med 70% etanol. Bruk sterile kirurgiske hansker, en engangskjole og ansiktsmaske under prosedyren.
- Overlevelse kirurgi, mus (Mus musculus).
- Bedøv musene med 2,5% isofluran i en induksjonsboks i ~ 1 min, til pustehastigheten når 55-65 pust / min. Administrer deretter 2,0% isofluran gjennom en nesekegle for å opprettholde anestesi. Påfør veterinærsalve på begge øynene for å forhindre hornhinneskade. Utfør en tåklemme for å bekrefte riktig grad av anestesi.
- Etter verifisering, følg overlevelse kirurgi prosedyrer detaljert i Ma et al.22. Overvåk luftveiene og hold den på 60 pust/min. Opprettholde kroppstemperaturen ved 37 °C ved hjelp av en termostatstyrt varmepute. Se trinn 6.3-6.5 (beskrevet nedenfor) for instruksjoner om hvordan du klargjør skallen for kraniotomi, durotomi og elektrodeimplantasjon.
- Etter operasjonen, returner musene til et gjenopprettingsbur, utstyrt med en 37 ° C varmepute, isolert fra andre dyr.
- Dekk de kirurgiske sårene i antibiotikasalve. Overvåk dyrene til de gjenvinner tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal heftelse og la dem gjenopprette i en 2-5-dagers periode. Hus dem enkeltvis og overvåk kontinuerlig for tegn på infeksjon eller ubehag. Gi dyrene en dose buprenorfin 72 timer vedvarende frigjøring (0,5-1,0 mg/kg) på operasjonsdagen som smertestillende.
- Ikke-overlevelse kirurgi, ferret (Mustela putorius furo)
- Bedøv ferret først med ketamin (20 mg/kg, i.m.), og ventiler deretter med 1,0%-2,0% isofluran i en 2:1 blanding av lystgass og oksygen gjennom en maske. Utfør en tåklemme for å bekrefte riktig grad av anestesi.
- Etter verifisering, følg ikke-overlevelse kirurgi prosedyrer detaljert i Popovic et al.23. Utfør en trakeostomi og ventiler dyrene med 1,0% -2,0% isofluran i en 2:1 blanding av lystgass og oksygen. Påfør veterinærsalve på begge øynene for å forhindre hornhinneskade.
- Opprettholde kroppstemperaturen ved 37 °C ved hjelp av en termostatstyrt varmepute. Overvåk hjertefrekvensen, end-tidal CO2-nivåene og åndedrettsfrekvensen. Hold åndedrettshastigheten innenfor det aktuelle fysiologiske området (3,5%-4,0%). Se trinn 6.3-6.5 (beskrevet nedenfor) for instruksjoner om hvordan du klargjør skallen for kraniotomi, durotomi og elektrodeimplantasjon.
- Overvåk kontinuerlig dyrets EKG for å sikre tilstrekkelig anestesi og øke prosentandelen isofluran hvis EKG indikerer noen nød.
- Når eksperimentet er fullført, administrer 1 ml pentobarbital natrium og fenytoinnatriumoppløsning til ferret og overvåk til hjertefrekvensen og end-tidal CO2 måler 0.
- Forberedelse av skallen
- Bruk en borergrav på 0,8 mm og bor en enkelt kraniotomi på 4 mm x 4 mm på ønsket sted for implantasjon. For mus, bor et ekstra burr hull på et kontralateralt sted for innsetting av grunnskrue i rustfritt stål.
MERK: Ikke utfør en durotomi før elektroden er klar til implantasjon. - Opprett en bakke/referanse. I akutte ferretforsøk, bruk en 18 G nål for å pierce gjennom huden og muskellaget rundt skallen på siden av dyrets hode motsatt fra kraniotomien. Sett trådenden av Ag/Cl-referanseelektroden inn i nålens spiss, og trekk deretter nålen tilbake fra muskelen/huden slik at pelletsen nå sitter sikkert mellom muskelen og skallen. Vikle den sølvfargede jordingsskruen rundt jordingsskruen i rustfritt stål i musen. Sikre med UV-herdet tannsement.
- Fest elektroden til elektrodeholderen ved hjelp av en tynn stripe med merkebånd og fest elektrodeholderen i mikromanipulatoren. Fest jordledningen til en jordingskilde via en alligatorklemme. Fest referanseledningen til referanseelektroden som er innebygd i dyrets muskel.
- Bruk en borergrav på 0,8 mm og bor en enkelt kraniotomi på 4 mm x 4 mm på ønsket sted for implantasjon. For mus, bor et ekstra burr hull på et kontralateralt sted for innsetting av grunnskrue i rustfritt stål.
- Durotomi og pia penetrasjon
- Fjern dura fra kraniotomien ved hjelp av en dura pick.
- Lag et lite hull i pia. For å gjøre dette, sett inn og trekk ut en metallmikroelektrode (anbefales i ferret). Alternativt kan du senke CFEA ortogonal til overflaten av hjernen for å unngå vaskulatur. Når dette stedet er bestemt, løft elektroden og hakk forsiktig overflaten av hjernen på det stedet med et dura-valg, trekk oppover med plukket (anbefales i mus).
- Elektrodeimplantasjon
- Senk elektrodespissen til samme sted, og begynn i fin modus å drive elektroden inn i hjernen med en hastighet på ~ 2 μm / s. Bruk et mikroskop for å sikre at elektroden kommer jevnt inn og ikke bøyer seg.
MERK: Hvis elektroden ikke kommer jevnt inn, hev den ut av hjernen og juster vinkelen på nytt. Hvis den fortsetter å bøye seg uten å komme inn jevnt, juster plasseringen og gjenta prosessen med å nicking overflaten av hjernen for den nye inngangsplasseringen. - Utfør kronisk og akutt implantasjon ved hjelp av følgende trinn.
- For kronisk implantasjon: Sement elektroden på plass ved hjelp av UV-herdet tannsement.
- Lukk snittet ved hjelp av 5-0 kirurgiske suturer og bygg hodeskålen.
- For å bygge opp en hodeskål, legg til ekstra tannsement rundt implantatstedet. Sørg for å dekke nesen på jig.
- Trekk huden opp og rundt hodeskålen. Suturer snittet bak hodeskålen med 5-0 kirurgiske suturer.
- Påfør lidokainkrem og antibiotikasalve.
- Stopp bedøvelsen og følg standard gjenopprettingsprosedyrer.
- For akutt implantasjon: Etter å ha senket elektroden og nådd ønsket dybde, vent minst 30 minutter før du begynner elektrofysiologisk opptak for å la elektroden slå seg på plass.
- For kronisk implantasjon: Sement elektroden på plass ved hjelp av UV-herdet tannsement.
- Senk elektrodespissen til samme sted, og begynn i fin modus å drive elektroden inn i hjernen med en hastighet på ~ 2 μm / s. Bruk et mikroskop for å sikre at elektroden kommer jevnt inn og ikke bøyer seg.
Representative Results
Med ferdigstillelsen av denne protokollen vil stabile opptak av enkeltenhets spikingaktivitet være mulig. Disse mikroelektrode-arrayene kan tilpasses i materiale, kanaltelling og hodesettadapter basert på forskerens behov. Elektroplettering av fibre i gull resulterer i reduserte impedanser egnet for opptak (Figur 4 og figur 5). Hvis brukeren har til hensikt å registrere kronisk, kan målinger gjøres etter at dyret har kommet seg fra den kirurgiske prosedyren. Kroniske prosedyrer har resultert i stabile enkeltenhetsopptak i minst 120 dager. Et representativt opptak er vist i figur 6, som illustrerer stabil 64-kanals elektrofysiologisk aktivitet i retrosplenial cortex av en fritt oppførende, voksen mannlig mus. Hvis et akutt preparat er ment, kan opptakene begynne kort tid etter implantasjon (~ 30 min). Dette vil gi tid for elektroden til å bosette seg i hjernen. Figur 7 gir et representativt eksempel på et akutt 16-kanals CFEA-opptak anskaffet fra den primære visuelle cortexen til en voksen kvinnelig ferret. Spike sortering i mus og ferret ble utført med spike sortering programvare (se Tabell over materialer).
Figur 1: Anatomi av 16- og 32-kanals karbonfibermikroelektrode-arrayer (CFEAer). (A) Skjemaer for 32-kanals (topp) og 16-kanals (bunn) CFEA fra tre forskjellige visninger. 16-kanals CFEA har en utvidet design for håndteringsformål. Den 32-kanals designen har et flatt ansikt som gjør at to stikk kan kombineres for en 64-kanals CFEA. Begge diagrammene har identifiserende strukturer merket med dimensjoner. Koblingsenden angir plasseringen av koblingsinnsettingen, og GND/REF-kanaler angir hvor jordingsledningen er satt inn. Traktbassenget refererer til stedet som fibrene passerer gjennom for å bli lagt over uv lysherdet tannsement, og traktspissen betyr stedet hvor fibrene går ut av jig. Traktspissen er delt inn i kvadranter for å minimere fibre som klamrer seg sammen og skaper skade. Fibrene trekkes senere inn i en enkelt bunt ved bruk av tannsementen. Jigs skrives ut på 3D ved hjelp av SLA-harpiksskrivere. Diagrammer forstørres for å vise detaljer. (B) Konstruert CFEA. Diagrammet har identifisert strukturer merket. Den blå buntspissen representerer segmentet av karbonfibrene som får opptaksmålinger. Den grå i traktbassenget og rundt kontakten indikerer UV-lysherdet tannsement som holder karbonfibre på plass i traktbassenget og fester kontakten til jig. Den lilla ledningen representerer jordledningen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Lasting av rå karbonfibre i kassetter for parylen C-belegg. (A) Karbonfibre lastes på patroner overlagt med to strimler dobbeltsidig tape (blå). Hver kassett er lastet med ~25 fibre. (B) Kassetter lastes inn i en laserkuttet holder (grå) som forberedelse til parylen C-belegg. Hver har ti kassetter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Karbonfibermikroelrode array (CFEA) bunt konstruksjon skjematisk. (A) 16 individuelle, belagte karbonfibre (svart) er gjenget gjennom 32-kanals 3D-trykt jig (grå). (B) Karbonfiberspisser kuttes med mikrosaks, slik at overflødig fiber er lik høyden på jigbasen, som strekker seg ut av jig-basen. (C) En standard gnisthjulslyse i plast overføres raskt over overflødig fiber for å fjerne parylen C-isolasjon. Skjemaet øverst til høyre viser fjerning av parylen fra 9 av de 12 fibrene. (D) Fibre settes inn i jigen igjen til fiberenden er i flukt med sokkelen. Skjematisk øverst til høyre viser gjeninnsetting av 9 fibre med uisolerte (grå) fiberspisser plassert inne i jig-basen. JIG blir deretter vendt over og trinn A-D gjentas for å tre de motsatte 16 kanalene. (E) Jigen er fylt med tannsement for å sikre fibrene. Sølvtrykk injiseres i hver brønn på jig-basen. (F) Hannkontakten settes inn i jig-sokkelen. (G) CFEA og skalpell er frosset i en -20 °C fryser. Matrisespissen er kuttet til ønsket lengde, og etterlater 32 jevne fibre. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Tipsbehandling og elektroplettering. (A) Elektrodespisser plasseres først i 0,1 M PBS, der strømmen går gjennom hver elektrode. Spissene skyller deretter og overføres til en gullbeleggløsning, hvor de er elektrobelagt med strømmen. (B) SEM bilder av forberedt karbonfiber viser gull plating løsning konsentrert på spissen. Skalastang representerer 4 μm. (C) Impedansverdier fra 168 kanaler etter første kutting (lilla; 3,11 MΩ ± 0,42 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre), positiv strøminjeksjon (rosa; 1,23 MΩ ± 0,36 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre) og elektroplettering (oransje; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibre) viser reduserte impedansverdier etter hvert behandlingstrinn. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Moderat gullelektropleringsvarighet produserer små, avrundede avleiringer på tips om karbonfiberbunt. Karbonfiberspissene som er avbildet er alle fra forskjellige mikroelektrode arrays, som reflekterer forskjellige varigheter av injisert strøm for impedansreduksjon eller gullbelegg. Bilder skildrer i tillegg parylen C-belegget, som isolerer karbonfibrene og forhindrer oppkjøp av signal fra et annet sted enn fibrene. (A) Skanne elektronmikroskopibilde av karbonfiberspisser etter frysing og lage et enkelt kutt med et barberblad. Skalastenger representerer 10 μm. (B) Samme som A, men deretter etterfulgt av injeksjon av positiv strøm i 10 s. (C) Samme som B, men deretter elektrobelagt med gull i 5 s. (D) Samme som B, men deretter elektrobelagt med gull i 15 s. (E) Samme som B, men deretter elektrobelagt med gull i 30 s. (F) Samme som B, men deretter elektroplated med gull for 120 s. Vi fant ut at elektroplettering i 30 s med en strøm på -0,05 μA var optimal for elektrofysiologiske opptak. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Kroniske ekstracellulære opptak i fritt oppførende mus retrosplenial cortex med karbonfiber mikroelektrode arrays viser vedvarende, stabil nevral aktivitet. (A) Elleve bandpasserte spenningsspor ble registrert samtidig. Etterfølgende spor registrert fra den første kanalen (øverste rad) er plottet inn i B for å vise holdbarhet over tid. De resterende ti radene viser konsistensen av å registrere kvalitet og vise robust aktivitet på tvers av matrisen. Skalalinjen til venstre for hver sporing representerer et 200 μV-potensial. (B) Bandpasserte data fra samme fiber som i toppsporet i A, utvidet for å vise robust aktivitet på tvers av en 120-dagers kontinuerlig innspilling. (C) Clustering avslører robust enkeltenhetsdeteksjon over måneder. Spor representerer den gjennomsnittlige bølgeformen til en kontinuerlig observerbar representativ enkeltenhet over 120 dager, hentet fra fiberen plottet i B ved hvert tidspunkt. (D) Gjennomsnittlige, ikke-normaliserte bølgeformer for innsamlingslager fra C stablet for å vise konsekvens over tid. (E) Karbonfiberopptak viser et stabilt støygulv over mange måneder. Standardavviket for støygulvet (spor minus spiking aktivitet) i B viser ingen progressiv endring i støy. Barer representerer gjennomsnittlig forurensning. Feilfelt representerer standardavvik. (F) Skaler tegning av en mus med kronisk implantert CFEA og hodesprøyte. (G) Råspenningsspor (øverst) 11 måneder etter implantasjon viser robust LFP. Bandpassert spenningsspor (bunn) viser jevn nevral aktivitet. (H) Gjennomsnittlig spike waveform av nevronen registrert på fiberen fra C, underlaid av de første 1000 forekomstene av spiking aktivitet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Karbonfibermikroelektrode array (CFEA)-opptak fra ferret primær visuell cortex. (A) Bølgeformer av spike sorterte enkeltenheter registrert fra en 16-kanals CFEA. Virkningspotensialer fra enslige nevroner var ofte tydelige på flere kanaler ved litt forskjellige amplituder. (B) Retningsjusteringskurver fra utvalgte nevroner. Farger tilsvarer innspilte enheter i A. Piler angir retningen på stimulusbevegelsen. Skalalinjer angir svarprosenten. Feilfelt angir gjennomsnittssvaret med standardfeil. Den vannrette stiplede linjen representerer den samme cellens spontane avfyringshastighet under eksponering for en tom skjerm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Discussion
Denne protokollen beskriver hvert trinn som er nødvendig for å konstruere en funksjonell CFEA for både akutt og kronisk bruk. Prosessen som beskrives kan tilpasses forskerens behov, noe som gjør den til et tilgjengelig og billig alternativ for overvåking av enkeltnevroner over måneder. Protokollen viser muligheten for å registrere både robust enkeltenhetsaktivitet i løpet av minutter etter implantasjon hos et bedøvet dyr, og over fire måneder i et våkent, oppførende dyr, som illustrerer potensialet til disse CFEAene for å studere kortsiktige og langsiktige endringer i nevrale responser.
Trinnene i protokollen som er beskrevet har blitt grundig testet og forbedret over tid for å gi en effektiv prosedyre som kan fullføres raskt, til en lav marginal kostnad (< $ 100,00), med muligheten til å registrere entydige enkeltenheter, tett og stabilt over måneder. Byggetrinnene kan fullføres på mindre enn én dag og vil produsere elektrofysiologiske signaler som kan sammenlignes med ethvert ledende kommersielt array. CFEAene har også et mye mindre fotavtrykk (16-kanals bunt med fibre har en diameter på ~ 26 μm) enn lignende kommersielle matriser, og deres biokompatibilitet gjør dem egnet for langvarig bruk13. Det er viktig at det er flere kritiske trinn og instruksjoner som må følges for å produsere en fungerende CFEA med sammenlignbar ytelse.
På grunn av karbonfibrenes skjørhet må de håndteres med største forsiktighet. Håndtering av dem med skarpe tang eller andre verktøy kan føre til brudd på fibrene. I tillegg er det viktig å konstruere CFEAene i et rom med begrenset luftbevegelse slik at fibrene ikke blåser bort. Når du flaming den bakre delen av fibrene, trenger lighteren bare å flyttes i en frem og tilbake bevegelse veldig kort, i ca 1 s. Trinnene etter denne fjerningen av isolasjon er avgjørende for å konstruere en elektrode med arbeidskanaler. De flammede spissene skal mates inn i jig uten ytterligere kontakt. Deretter, når du fyller bassenget med tannsement, er det viktig at sementen påføres forsiktig og fyller kanalene og traktbassenget helt, lukker åpningene uten å fylle dem. Tannsementen skal da være fullstendig herdet med UV-lys før du fortsetter. Når dette er fullført, skal sølvmaling injiseres i hver kanal til den er helt fylt, men ikke sølt ut. Dette er det mest variable trinnet i prosessen. Enhver overfylling kan produsere krysstale mellom kanaler, og utilstrekkelig fylling kan føre til en tilkoblingsfeil. Hvis du ikke klarer å injisere sølvmaling ved hjelp av en 25 G nål, er det sannsynlig at løsningen er for viskøs, og i dette tilfellet kan en liten mengde malingstynner legges til for å skape en mer flytende løsning. Når alle kanalene er fylt, og headstage-kontakten er satt inn, er det viktig å la matrisen herde i 24 timer før du sikrer kontakten med tannsement. Vi fant ut at unnlatelse av å gjøre det senket antall tilkoblede kanaler. Påføring av en sjenerøs mengde tannsement er også viktig, slik at kontakten ikke kobles fra ved grensesnitt med signalanskaffelsessystemet. Hvis de løsnes, er det mulig å forsøke å koble til gjentatt fylling av kanaler med sølvmaling, men brukeren bør teste impedansverdiene til CFEA for å vurdere antall tilkoblede kanaler. Å la tannsementen kurere over natten tjener også til å forhindre potensiell løsrivelse.
Måling av elektrodens impedans vil gi en nøyaktig estimering av tilkoblede kanaler. Dette kan gjøres etter nedsenking av jordings- og referanseledningene og karbonfiberspissene i PBS. Vi har observert at en høy impedans (>15 MΩ) indikerer en åpen, ikke-tilkoblet kanal. Før injisering av strøm og elektroplettering kan en tilkoblet kanal ha en rekke impedansverdier som bør reduseres betydelig med denne prosessen. Gjennomsnittlig antall tilkoblede kanaler (impedans < 4 MΩ etter nåværende injeksjon) per 16-kanals elektrode var 12,96 ± 2,74 (gjennomsnittlig ± SD; N = 48 elektroder). En rekke elektropletteringstider ble testet, og 30 s produserte overlegen signalisolasjon blant opptaksstedene (figur 5). Mens det er godt fastslått at PEDOT-pTS12,24,25,26 og PEDOT-TFB21 gir pålitelige alternativer for å forberede karbonfiberopptakssteder, fant vi ut at plating med gull, en bevist og pålitelig metode for elektropletteringselektroder for kronisk implantasjon27,28 , økt implantasjonsmiddel og forhindret at elektrodespissene klumpet seg sammen. Ved å produsere endelige impedansverdier på mindre enn 0,2 MΩ i gjennomsnitt, viser denne metoden seg sammenlignbar med verdier oppnådd ved hjelp av PEDOT-TFB21 og PEDOT-pTS26.
Når du implanterer mikroelektrode arrayet, er det viktig å visuelt følge innsettingen av karbonfiberspissene under mikroskopet. Vellykket innsetting bør være tydelig, uten bøyning av fibrene. Hvis fibrene ser ut til å spenne, er det usannsynlig at de vil komme inn i hjernen. I dette tilfellet bør probens vinkel justeres for et nytt forsøk. Denne prosessen kan fortsette til innsettingen av sonden er vellykket. Når elektroden er på ønsket dybde, har vi funnet ut at å vente minst 30 minutter vil tillate sonden å bosette seg for optimal signalanskaffelse (akutte opptak).
CFEAene som er beskrevet, i tillegg til deres lille fotavtrykk og biokompatibilitet, tilbyr et robust, tilpassbart alternativ til kommersielle arrays på grunn av deres enkle konstruksjon og lave kostnader. Den største begrensningen for CFEAene som er beskrevet i denne protokollen, er skalerbarheten deres. På grunn av den manuelle karakteren av konstruksjonen, kan det hende at skalering til design med hundrevis av innspillingssteder ikke er praktisk. I tillegg vil fremskritt innen mikroelektrod array fabrikasjon ved hjelp av nanoteknologi muliggjøre større befolkningsopptak enn metodene beskrevet her. Denne protokollen gir imidlertid CFEA-tilgjengelighet til laboratorier som er interessert i benkproduksjon av karbonfiberelektroder. Vi observerte ingen tap av stabilitet eller redusert robusthet i piggamplitude i løpet av de 120-dagers kroniske eksperimentene, som indikert av en representativ enkeltkanal som er typisk for våre observasjoner på den tidsskalaen (Figur 6A-E). I tillegg viser CFEAene kapasiteten for vedvarende enkeltenhetsaktivitet, da fire enkeltenheter forble merkbare 11 måneder etter implantasjon i musen (Figur 6G,H). Det er også mulig å oppnå stabile enkeltenhetsopptak akutt (figur 7), som gir en fordel i forhold til mange andre kommersielle elektroder for studiet av enkelt neuroner over korte tidsperioder. I fremtiden vil utviklingen av slike fleksible, biokompatible sonder med minimal diameter muliggjøre studiet av komplekse prosesser. Disse verktøyene vil gi betydelig nytte i utviklingen av nevral teknologi, inkludert applikasjoner i hjerne-maskin grensesnitt (BMIer), som krever kontinuerlig, langsiktig stabilitet29.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen økonomiske interessekonflikter.
Acknowledgments
Vi vil takke Greg Guitchounts for veiledning med elektrodedesign og konstruksjon og Tim Gardner for å åpne opp laboratoriet og fasilitetene sine for oss. Vi vil takke Christos Michas for hans hjelp med PDS-bruk ved kjerneanlegget Bio-Interface and Technology og Neil Ritter, Jon Spyreas og David Landesman for deres hjelp til å designe tidlige versjoner av 16-kanals jig. Vi vil takke Tim Cavanaugh for hans hjelp med SEM-bildebehandling ved Center for Harvard Nanoscale Systems på Harvard.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 scalpel blade | Fisher Scientific | 14-840-15 | Building tool |
| 16-channel CFEA Jig | Realize Inc. | CFMA component | |
| 16-channel Omnetics connector | Omnetics | A79014-001 | CFMA component |
| 25 G needle | Fisher Scientific | 14-840-84 | Building tool - sharp-tipped |
| 30 G needle | Fisher Scientific | 14-841-03 | Building tool |
| 31 G stainless steel 304 hypodermic round tubing | Small Parts Inc | B000FMYN38 | For guide tube |
| 32-channel CFEA jig | Realize Inc. | CFMA component | |
| 32-channel Omnetics connector | Omnetics | A79022-001 | CFMA component |
| 6 in cotton tip applicators | Fisher Scientific | 22-363-156 | Building tool |
| Acetone | Fisher Scientific | A16P4 | Building tool |
| AutoCad 3D printing software | Autodesk | Computer-aided design tool/ 3D modeling software | |
| Autodesk Fusion 360 | Autodesk | Computer-aided design tool/ 3D modeling software | |
| BD disposable syringes | Fisher Scientific | 14-823-30 | 1 mL |
| Carbon fibers | Good Fellow USA | C 005725 | 7 μm epoxy sized |
| Cassettes and cassette holder | For coating fibers | ||
| Clear tape | Scotch | For coating raw fibers | |
| Deionized water | Electroplating component | ||
| Double-sided tape | Scotch | For coating raw fibers | |
| Flowable Dental Composite | Pentron | Flow-It ALC | CFMA component/ UV cured dental cement |
| Gold plating solution | Sifco ASC | 5355 | 10.0-20.0% glycerol, 1.0-5.0% ethylenediamine, 1.0-5.0% acetic acid (ethylenedinitrilo)tetra-, dipotassium salt, 5.0-10.0% butanoic acid, mercapto-monogold(1+) sodium salt, 1.0–5.0% potassium metabisulfite, 55.0-82.0% water |
| Jewelry clamp | Amazon | B00GRABH9K | Building tool |
| JRClust | Ferret spike sorting software | ||
| Lighter | BIC | LCP62DC | Building tool |
| Micromanipulator | Scientifica | PS-7000C | For guide tube |
| Microscissors | Fisher Scientific | 08-953-1B | Building tool |
| MountainSort | Mouse spike sorting software | ||
| NanoZ 16-channel adapter | Multi-channel systems | ADPT-nanoZ-NN-16 | Electroplating component |
| NanoZ 32-channel adapter | White Matter | NZA-OMN-32 rev A | Electroplating component |
| NanoZ multi-electrode impedance tester | White Matter | Electroplating component | |
| Parafilm | Fisher Stockroom | 13-374-10 | Semi-transparent, flexible film with adhesive properties |
| Parylene 'C' Dimer | Specialty Coating Systems | 980130-C-01LBE | For coating raw fibers |
| PEG 8000 | Fisher Scientific | 25322-68-3 | Electroplating component |
| Phosphate-buffered saline | Electroplating component | ||
| Polyimide tubing | MicroLumen | BRAUNI001 | For guide tube |
| Rotary tool | Dremel | 300124 | For guide tube |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10003-12 | Building tool |
| Silver conductive coating | MG Chemicals | 842AR Super Shield | CFMA component |
| Stereo microscope with range 6.7:1 | Motic | SMZ-168 | Building tool |
| Sticky notes | Post-it | Building tool | |
| Tissue wipes | Kimtech Science | 34155 | Building tool |
| Tungsten wire | A-M Systems | 797550 | CFMA component |
| UV curing wand | Woodpecker | Building tool | |
| Vacuum deposition chamber | Specialty Coating Systems | Labcoter 2 (PDS 2010) |
References
- Galvani, L. De viribus electricitatis in motu musculari commentarius. , Academy of Sciences. Bologna. (1791).
- Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature reviews. Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).
- Ledochowitsch, P., et al. On the correspondence of electrical and optical physiology in in vivo population-scale two-photon calcium imaging. bioRxiv. , 800102 (2019).
- Lin, M. Z., Schnitzer, M. J. Genetically encoded indicators of neuronal activity. Nature Neuroscience. 19 (9), 1142-1153 (2016).
- Seymour, J. P., Wu, F., Wise, K. D., Yoon, E. State-of-the-art MEMS and microsystem tools for brain research. Microsystems and Nanoengineering. 3 (1), 16066 (2017).
- Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature reviews. Neuroscience. 9 (3), 195-205 (2008).
- Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nature reviews. Neuroscience. 20 (6), 330-345 (2019).
- Chung, J. E., et al. High-density, long-lasting, and multi-region electrophysiological recordings using polymer electrode arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Kozai, T. D., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
- Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
- Kozai, T. D., et al. Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces. Nature Materials. 11 (12), 1065-1073 (2012).
- Chen, R., Canales, A., Anikeeva, P. Neural recording and modulation technologies. Nature Reviews Materials. 2 (2), 16093 (2017).
- Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: requirements, fabrication methods, and characteristics. Frontiers in Neuroscience. 11, 665 (2017).
- Subbaroyan, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. A finite-element model of the mechanical effects of implantable microelectrodes in the cerebral cortex. Journal of Neural Engineering. 2 (4), 103-113 (2005).
- Park, S., et al. One-step optogenetics with multifunctional flexible polymer fibers. Nature Neuroscience. 20 (4), 612-619 (2017).
- Guo, Y., et al. Polymer composite with carbon nanofibers aligned during thermal drawing as a microelectrode for chronic neural interfaces. ACS Nano. 11 (7), 6574-6585 (2017).
- Armstrong-James, M., Millar, J. Carbon fibre microelectrodes. Journal of Neuroscience Methods. 1 (3), 279-287 (1979).
- Garris, P. A., Ciolkowski, E. L., Pastore, P., Wightman, R. M. Efflux of dopamine from the synaptic cleft in the nucleus accumbens of the rat brain. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 14 (10), 6084-6093 (1994).
- Guitchounts, G., Markowitz, J. E., Liberti, W. A., Gardner, T. J. A carbon-fiber electrode array for long-term neural recording. Journal of Neural Engineering. 10 (4), 046016 (2013).
- Guitchounts, G., Cox, D. 64-channel carbon fiber electrode arrays for chronic electrophysiology. Scientific Reports. 10 (1), 3830 (2020).
- Ma, Z., Turrigiano, G. G., Wessel, R., Hengen, K. B. Cortical circuit dynamics are homeostatically tuned to criticality in vivo. Neuron. 104 (4), 655-664 (2019).
- Popovic, M., et al. Development of cross-orientation suppression and size tuning and the role of experience. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 38 (11), 2656-2670 (2018).
- Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002 (2016).
- Welle, E. J., et al. Ultra-small carbon fiber electrode recording site optimization and improved in vivo chronic recording yield. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026037 (2020).
- Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046009 (2015).
- Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives. Sensors and Actuators. A, Physical. 156 (2), 388-393 (2009).
- Vafaiee, M., Vossoughi, M., Mohammadpour, R., Sasanpour, P. Gold-plated electrode with high scratch strength for electrophysiological recordings. Scientific Reports. 9 (1), 2985 (2019).
- Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. Brain-machine interfaces: From basic science to neuroprostheses and neurorehabilitation. Physiological Reviews. 97 (2), 767-837 (2017).
