Summary
Het monitoren van de intracraniale druk in knaagdiermodellen van niet-traumatische intraventriculaire bloedingen komt niet vaak voor in de huidige literatuur. Hierin demonstreren we een techniek voor het meten van intracraniale druk, gemiddelde arteriële druk en cerebrale perfusiedruk tijdens intraventriculaire bloeding in een rattendiermodel.
Abstract
Overlevenden van intraventriculaire bloeding blijven vaak achter met een significante stoornis in het langetermijngeheugen; daarom is onderzoek met behulp van intraventriculaire bloedingsdiermodellen essentieel. In deze studie zochten we naar manieren om intracraniale druk, gemiddelde arteriële druk en cerebrale perfusiedruk te meten tijdens niet-traumatische intraventriculaire bloeding bij ratten. Het experimentele ontwerp omvatte drie Sprague Dawley-groepen: sham, standaard 200 μl intraventriculaire bloeding en voertuigcontrolegroepen. Door de introductie van een intraparenchymale fiberoptische druksensor werden nauwkeurige intracraniale drukmetingen verkregen in alle groepen. Cerebrale perfusiedrukken werden berekend met de kennis van intracraniale druk en gemiddelde arteriële drukwaarden. Zoals verwacht, ervoeren de intraventriculaire bloedings- en voertuigcontrolegroepen beide een stijging van de intracraniale druk en de daaropvolgende afname van de cerebrale perfusiedruk tijdens intraventriculaire injectie van respectievelijk autoloog bloed en kunstmatig hersenvocht. De toevoeging van een intraparenchymale fiberoptische druksensor is gunstig bij het bewaken van nauwkeurige intracraniale drukveranderingen.
Introduction
Intraventriculaire bloeding (IVH), een soort intracraniale bloeding (ICH), is een verwoestende ziekte die aanzienlijke mortaliteit en morbiditeit met zich meebrengt. IVH wordt gekenmerkt als de ophoping van bloedproducten in de intracraniale ventrikels. Geïsoleerde IVH bij soms en komt meestal voor bij volwassenen1. Het kan worden geassocieerd met hypertensieve bloeding, gescheurd intracranieel aneurysma of een andere vasculaire misvorming, tumoren of trauma1. IVH leidt tot secundair hersenletsel en de ontwikkeling van hydrocephalus2. Overlevenden van IVH blijven vaak achter met significante functionele, geheugen- en cognitieve stoornissen na hun letsel. Deze cognitieve en geheugentekorten op lange termijn worden gemeld bij maar liefst 44% van de overlevenden van ICH3. Bij subarachnoïdale bloeding (SAH), een ander type ICH, is het bekend dat ongeveer de helft van de overlevenden geheugentekorten zal hebben, en voor degenen die IVH hebben naast SAH, zijn de uitkomsten meestal aanzienlijk slechter 4,5,6.
Onderliggende mechanismen van geheugendisfunctie na IVH moeten nog worden opgehelderd. In vivo onderzoek met behulp van niet-traumatische IVH-diermodellen met functionele en geheugendisfunctie is essentieel om potentiële therapeutische doelen voor dergelijke patiënten te ontdekken. Diermodellen met een ernstiger geheugen en functionele disfunctie na IVH zouden het beste zijn om deze veranderingen te bestuderen. Het laboratorium van de senior auteur heeft ook specifiek de rol van hoge intracraniale druk (ICP) onderzocht bij de ontwikkeling van geheugentekorten in IVH-rattenmodellen. Daarom waren methoden om ISP's nauwkeurig te meten tijdens IVH belangrijk om te onderzoeken. Hierin rapporteren we over methoden voor het nauwkeurig meten van ISP's in een IVH-rattenmodel. Hoewel ICP-monitoring eerder is gebruikt in traumatische ICH- en subarachnoïdale bloedingsdiermodellen, wordt ICP-monitoring in spontane IVH-knaagdiermodellen niet zo vaak gemeld in de literatuur 7,8. Daarom omvatte het experimentele ontwerp dat hierin werd gepresenteerd drie groepen Sprague Dawley-ratten: sham, standaard 200 μl intraventriculaire bloeding en voertuigcontrole. Voor de IVH-groep werd een autoloog intraventriculaire bloedinjectiemodel gebruikt. Voor voertuigcontroledieren werd intraventriculaire injectie van steriele Lactated Ringer's-oplossing gebruikt. ISP's, gemiddelde arteriële drukken (MAPs) en cerebrale perfusiedrukken (CPPs) werden intraoperatief geregistreerd en de resultaten worden hierin gerapporteerd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle onderzoeksmethoden en dierverzorging / onderhoud werden uitgevoerd in overeenstemming met de institutionele richtlijnen aan de Universiteit van Californië, Davis. Het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Californië, Davis, keurde alle protocollen voor diergebruik en experimentele procedures goed (IACUC-protocol # 21874).
1. Huisvesting van dieren
- Verkrijg Sprague-Dawley-ratten van 8-10 maanden oud. Voorafgaand aan een experimentele procedure, huisvest de ratten in een vivarium en laat ten minste 1 week voor algemene aanpassing in hun kooien na een 12-uur licht / donker cyclus met voedsel en water ad libitum.
2. Anesthesie en preoperatieve procedures
- Verdoof de rat met 4% isofluraan gedurende 4 min. Hang de rat bij zijn tanden in rugligging op een intubatieplatform en intubeer endotracheaal met behulp van een endotracheale canule en laryngoscoop.
- Plaats de verdoofde en geïntubeerde rat op een ventilator (2% isofluraan en O2/N2-dragergas). De rat wordt voldoende verdoofd als er geen reactie op een pijnlijke stimulus zoals een achterpootknijp wordt waargenomen.
- Plaats een rectale thermometer om de temperatuur continu te controleren.
- Voer alle operatieve procedures uit met behulp van steriele techniek. Knip het haar op het hoofd en het femorale gebied en bereid de huid voor met drie afwisselende scrubs van Betadine en 70% alcohol voorafgaand aan de operatie.
- Aspirateer eventuele geaccumuleerde respiratoire afscheidingen door de rat tijdelijk uit de beademingsmachine te verwijderen en de afscheidingen op te zuigen met PE-50-slangen die zijn aangesloten op een spuit van 10 ml.
- Bescherm de ogen van de rat met steriele kunstmatige tranen oogzalf.
- Injecteer lokale bupivacaïne (~ 0,1 ml 0,25% oplossing) in de huid en onderhuidse weefsels voorafgaand aan de hoofdhuidincisie.
3. Operatieprotocol
- Plaatsing van intraventriculaire naald en intracraniale druk (ICP) monitor
- Plaats de rat in een buikligging in een stereotactisch frame en oordopje de rat.
- Maak een hoofdhuidincisie van 1,5 cm langs de middellijn met een scalpel met 15 bladen.
- Oefen milde druk uit met gaas voor hemostase.
- Gebruik een steriele katoenen tip applicator, scheid het botvlies van de schedel totdat het bregma oriëntatiepunt zichtbaar is.
- Lokaliseer en markeer bregma met behulp van stereotaxis en markeer de locatie van twee bilaterale braamgaten, 1,4 mm lateraal en 0,9 mm achter de bregma.
- Maak met behulp van een handboor deze twee kleine (tot 2 mm) schedelbraamgaten in de rechter- en linkerhersenhelft. Irrigeer overtollige botchips met steriele Lactated Ringer's oplossing.
- Plaats in de rechterhersenhelft een 22-G geleidecanule ter hoogte van het braamgat om de naald van 28 G door de canule naar de diepte van de rechter laterale ventrikel (4,6 mm ten opzichte van de bregma) in te brengen om IVH te creëren.
- Sluit de glasvezeldruksensor aan op de uitleeseenheid. Schakel de uitleeseenheid in en zorg ervoor dat de geselecteerde eenheden in mmHg zijn. Bereid vervolgens de sensor voor door de punt onder te dompelen in een klein bekerglas met lactated Ringer's oplossing totdat de uitleeseenheid nul uitleest. Zodra het op nul is gezet in de Lactated Ringers-oplossing, is het helemaal klaar om te worden ingevoegd.
- Plaats in de linkerhersenhelft voorzichtig de druksensor op een diepte van 2-3 mm in de cortex voor realtime ICP-monitoring.
- Femorale arterie cannulatie en insertie van gemiddelde arteriële druk (MAP) monitor
- Draai na het inbrengen van de ICP-monitor de onderste stam van de rat voor gemakkelijke toegang tot de linkerdij en liesstreek.
- Na steriele bereiding en lokale toediening van bupivacaïne, maak een huidincisie van 1,5 cm over de achtervel met een scalpel met 15 messen.
- Ontleed de linker dijbeenslagader eerst oppervlakkig met een hemostat en vervolgens diepere lagen met behulp van een tang met fijne uiteinden onder een microscoop. Identificeer de diepblauwe femorale ader om de aangrenzende slagader te helpen lokaliseren.
- Bind de distale femorale slagader af met behulp van 3-0 zijdeverbinding en plaats een tijdelijke metalen clip op het proximale gedeelte van de dijbeenslagader.
- Laat een tweede glasvezeldruksensor aansluiten op de uitleeseenheid die al is geprimed. Plaats de druksensor in de polyethyleen (PE-50) slang, die wordt ingebracht in een Tuohy Borst die vervolgens wordt gesloten. Sluit de Tuohy Borst aan op een 3-weg-stopkraan aangesloten op een spuit van 1 ml aan het ene uiteinde en een naald van 22 G met PE-50-slang aan het andere uiteinde.
- Maak onder de microscoop een 2 mm femorale arteriotomie met een microschaar en cannuleer deze met PE-50-buizen die zijn verbonden met de rest van de opstelling.
- Intraventriculaire injectie
- Zuig 500 μL bloed op met een spuit van 1 ml en draai de 3-weg-stopkraan om de druksensor MAP te laten lezen.
- Prime de 28-G intraventriculaire naald verbonden met PE-50-buizen met het geaspireerde bloed voor IVH-dieren en Lactated Ringer's voor de voertuigcontroledieren. Steek deze naald vervolgens in de geleidecanule tot de diepte van de rechter laterale ventrikel.
- Injecteer met een snelheid van 100 μL/min het bloed of steriele Ringer-oplossing met lactaat (200 μL) in de rechter laterale ventrikel door de spuit van 1 ml met de duim te pompen. Controleer en registreer voorafgaand hieraan en tijdens intraventriculaire injectie ICP, arteriële bloeddruk en rectale temperatuur.
- Controleer en noteer de ICP- en MAP-waarden na injectie.
- Sluiting
- Trek na voltooiing van de intraventriculaire injectie de PE-50-buis met de druksensor die in de dijbeenslagader is ingebracht terug en breng de tijdelijke clip aan op de dijbeenslagader om bloedingen te voorkomen.
- Bind het proximale deel van de dijbeenslagader af met behulp van de 3-0 zijdeverbinding.
- Sluit de femorale incisie op een onderbroken manier met behulp van 3-0 zijde.
- Verwijder de geleidecanule met de intraventriculaire naald en de ICP-monitor.
- Sluit de braamgaten af met beenderwas.
- Sluit de schedelincisie met 3-0 zijdenaad op een onderbroken manier.
- Breng topische bupivacaïne aan op de incisie en injecteer postoperatief 0,35 ml carprofen (5 mg/kg). Laat dieren niet onbeheerd achter totdat ze weer voldoende bij bewustzijn zijn om de strengale lighouding te behouden.
- Laat ratten volledig herstellen na een operatie onder toezicht en breng ze terug naar hun thuiskooien met vrije toegang tot voedsel en water na herstel.
4. Postoperatief beheer
- Controleer alle postoperatieve dieren dagelijks gedurende zeven postoperatieve dagen om hun herstel, neurologische status, gedrag, gewicht en incisies te controleren.
- Dien 0,35 ml carprofen (5 mg/kg) toe via subcutane injectie op het moment van de operatie en op de1e en2e postoperatieve dag.
- Verwijder de hechtingen op de7e postoperatieve dag op een steriele manier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Intracraniale, gemiddelde arteriële en cerebrale perfusiedruk
Zowel ISP's als MAPs werden intraoperatief gemonitord bij alle dieren (figuur 1). Ratten waren 8-10 maanden oud met een gemiddeld gewicht van 495 ± 17 g. Er werden ook real-time ICP-grafieken verzameld (figuur 2). Met uitzondering van de schijngroep namen ISP's significant toe tijdens intraventriculaire injectie in IVH en voertuigcontrolegroepen (figuur 3). ISP's piekten meer in de IVH-groep (43 mmHg) in vergelijking met de voertuigbesturing (36,5 mmHg). De ISP's namen vervolgens snel af en normaliseerden binnen vijf minuten na intraventriculaire injectie in die diergroepen. De glasvezelsensor werd met succes gebruikt om ISP's en MAPs in realtime te monitoren. Er werd waargenomen dat MAPs gedurende de hele procedure vergelijkbaar bleven, terwijl CPPs afnamen tijdens intraventriculaire injectie van bloed of Lactated Ringer's oplossing (figuur 3).
Figuur 1: Experimentele opstelling. (A) Locatie van braamgaten. (B) Weergave van de gehele experimentele opstelling. Afkortingen: A-P, anterior to posterior axis; M-L, mediale tot laterale as. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: ICP-opnames. Real-time intracraniale druk (ICP) opnames in (A) sham, (B) IVH en (C) voertuig controle dieren. Arrow geeft het begin van de IVH/LR-injectie aan. N=1 in elke groep. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: ICP-, MAP- en CPP-grafieken. (A) Gemiddelde intracraniale druk (ICP), (B) gemiddelde arteriële druk (MAP) en (C) gemiddelde cerebrale perfusiedruk (CPP) waarden vóór ventriculaire injectie, tijdens ventriculaire injectie en postventriculaire injectie bij IVH- en voertuigcontroledieren. N=1 in elke groep. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Deze studie onderzocht mechanismen om ISP's, MAPs en CPPs te meten in een niet-traumatisch IVH-rattendiermodel. De resultaten werden geregistreerd van de volgende groepen: sham, VH 200 μL en vehicle control (kunstmatige cerebrospinale vloeistof intraventriculaire injectie) dieren. Dit experimentele ontwerp werd gekozen om te onderzoeken hoe ISP's kunnen worden gemonitord tijdens IVH-injectie, omdat we veronderstelden dat de piek in ISP's kan bijdragen aan het meer significante secundaire hersenletsel en dus geheugentekort in IVH-diermodellen. Daarom waren de doelen van deze studie om een IVH-diermodel op te stellen met objectieve monitoring van ISP's, MAPs en CPPs na niet-traumatische IVH, zodat we dit verder kunnen toepassen in toekomstige experimenten die zich zullen richten op de effecten van ISP's geïnduceerd door IVH op daaropvolgende geheugendisfunctie. Deze pilotstudie wees uit dat ISP's en MAPs nauwkeurig kunnen worden bewaakt met behulp van een fiberoptische druksensor die respectievelijk in de linker laterale ventrikel en femorale slagader wordt geïntroduceerd. ISP's nemen aanzienlijk toe tijdens intraventriculaire injectie van bloed en kunstmatig hersenvocht. Bovendien nemen de overeenkomstige CPP's af tijdens de intraventriculaire injectie.
Een van de belangrijkste aandachtspunten voor deze studie was het vinden van een manier om de zeer kleine veranderingen in druk (ISP's en MAPs) nauwkeurig te monitoren en vast te leggen. Dit werd gedaan met behulp van een fiberoptische druksensor. De fiberoptische sensor moest klein zijn om minimale drukveranderingen nauwkeurig te meten. De fiberoptische sensor die werd gebruikt, is geïsoleerd in een kabelmantel voor zijn bescherming. De buitendiameter van de mantel is 0,9 mm en de diameter van de sensorpunt zelf is 420 μm. We hebben ervoor gezorgd dat de ICP- en MAP-waarden van ratten in het normale werkbereik van de druk voor deze sensor konden vallen (-50 mmHg tot +300 mmHg). Ook was de precisie van de glasvezelsensor klein, ±1 mmHg (Opsens Solutions).
De meerderheid van de huidige preklinische ICH-modellen op dit moment gebruiken knaagdieren met volbloedinfusie en collagenase (injectie van collagenase-enzym om de extracellulaire matrix te beschadigen die resulteert in IVH) modellen als de twee meest voorkomende experimentele ontwerpen 9,10. Het volbloedinfusiemodel omvat infusie van bloed via een craniotomie of braamgat en is niet alleen gemeld bij ratten, maar ook bij varkens en primatensoorten. Geen enkel diermodel is echter perfect en elk heeft zijn eigen voor- en nadelen 9,10. Met betrekking tot uitkomsten zijn gedrag, hersenoedeem, celdood en hematoomgrootte enkele van de meest voorkomende eindpunten die zijn getest in ICH-studies. Van de gedragstests die cognitieve en geheugenstoornissen beoordelen, gebruikt de meerderheid de Morris-waterdoolhoftest10. We hebben geen studies gevonden die objectief ISP's meten in IVH niet-traumatische rattenmodellen.
Een recent overzicht door MacLellan et al. vond veel belangrijke problemen met preklinische ICH-literatuur9. MacLellan et al. vonden dat een overgrote meerderheid van de studies alleen rapporteert over positieve behandelingseffecten. Veel studies met negatieve resultaten worden gepubliceerd in lagere tijdschriften of helemaal niet gepubliceerd, wat bijdraagt aan geen onbeduidende publicatiebias. Ze ontdekten ook dat veel studies de methodologie niet beschrijven, zoals randomisatie, leeftijd en geslacht van dieren, onder anderen. Gebrek aan verblinding, gebrek aan rapportage van fysiologische variabelen en statistische kracht zijn extra zwakke punten die in die beoordeling werden waargenomen. Dit alles maakt het een uitdaging voor anderen die proberen het experiment te repliceren10. Bovendien toonden sommige studies, zoals Hatman et al., aan dat de leer- en geheugentekorten de neiging hebben om acuut te zijn en al in 8 weken na experimentele ICH in diermodellen11 te verminderen. Vandaar dat deze kortetermijngeheugeneffecten in diermodellen mogelijk niet nauwkeurig dat langetermijngeheugen en cognitieve disfunctie weerspiegelen die na ICH bij menselijke proefpersonen optreedt.
Deze studie is niet zonder beperkingen. Een belangrijke beperking is het lage hout van dieren. Dit was een pilotstudie en toekomstige dierstudies zullen een groter aantal dieren bevatten om de hierin waargenomen resultaten te consolideren. Een andere beperking van deze studie is het onvermogen om de MAPs adequaat te controleren voor de duur van de gehele operatie, aangezien de dijbeenslagader en het Tuohy Borst-systeem beide gemakkelijk stollen ondanks het gebruik van een lage gehepariniseerde zoutoplossing om de slang te spoelen.
Concluderend rapporteren we hierin over methoden voor het nauwkeurig monitoren van ISP's, MAPs en CPPs in een niet-traumatisch IVH-rattendiermodel. Studies zoals deze zullen het pad effenen naar het vaststellen van een consistenter IVH-diermodel en vervolgens rigoureuzer preklinisch onderzoek. Preklinisch onderzoek van hogere kwaliteit naar niet-traumatische IVH-diermodellen is van cruciaal belang om potentiële therapeutische opties voor IVH-overlevenden in de toekomst op te helderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle auteurs melden geen belangenverstrengeling.
Acknowledgments
Dit werk werd gefinancierd door de NINDS-subsidie: K08NS105914
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.25% bupivacaine | Hospira, Inc. | 409115901 | |
| 1 mL syringe | Covetrus | 60734 | |
| 10% providine iodine solution | Aplicare | MSD093947 | |
| 20 mL syringe | Covidien | 8881520657 | |
| 22 G needles | Becton Dickinson | 305155 | |
| 28 G intraventricular needles | P technologies | 8IC313ISPCXC | C313I/SPC 28-Gneedles to fit 22-G guide cannula with 6 mm projection |
| 3-0 silk suture | Henry Schein, Inc. | SP116 | |
| 3-way-stopcock | Merti Medical Systems | M3SNC | |
| 4% paraformaldehyde | Fisher Chemical | 30525-89-4 | |
| AnyMaze software | Any-Maze behavioral tracking software | Stoelting CO, USA | |
| Artificial ointment | Covetrus | 48272 | |
| Blood collection vials with EDTA | Becton Dickinson | 367856 | |
| Bone wax | CP Medical, Inc. | CPB31A | |
| Carprofen | Zoetis, Inc. | 54771-8507-1 | |
| Centrifuge | Beckman | BE-GS6R | Model GS-6R |
| Cotton tip applicators | Covetrus | 71214 | |
| Drill | Dremel | 1600A011JA | |
| Fiberoptic pressure sensors with readout units | Opsens Medical | OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 and LIS-P1-N-62SC | Opp-M200 packaged pressure sensors with LifeSens system |
| Forceps | 11923-13, 11064-07 | ||
| Gauze | Covetrus | 71043 | |
| Guillotine | World Precision Instruments | 51330 | |
| Heating pad with rectal thermometer | CWE, Inc. | 08-13000 ,08-13014 | TC1000 Temperature controller |
| Hemostats | 13013-14, 13008-12 | ||
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | |
| Lactated ringers | Baxter Healthcare Corp. | Y345583 | |
| Laryngoscope | American Diagnostic Corporation | 4080 | |
| Metal clip | Fine Scientic Tools | 18056-14 | |
| Micro scissors | Fine Scientic Tools | 15007-08 | |
| Microscope | Leica | model L2 | |
| Needle driver | 12003-15 | ||
| Polyethylene tubing | Thermo Fisher Scientific | 14-170-12B | PE-50 tubing |
| Rats | Envigo | Sprague Dawley rats 8–10 months old | |
| Scalpel | 10010-00 | ||
| Scissors | 14090-11 | ||
| Stereotaxic instrument | Kopf instruments | Model 940 with ear bars | |
| Syringe pump | KD Scientific | 780100 | Model 100 series |
| Tuohy Borst | Abbott | 23242 | |
| Ventilator | Harvard rodent ventilator | 55-0000 | Model 683 |
References
- Gates, P. C., Barnett, H. J. M., Vinters, H. V., Simonsen, R. L., Siu, K.
- Strajle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, Suppl 1 25-38 (2012).
- Murao, K., Rossi, C., Cordonnier, C. Intracerebral hemorrhage and cognitive decline. Revue Neurologique. 169, 772-778 (2013).
- Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41, 519-536 (2010).
- Kreiter, K. T., et al. Predictors of cognitive dysfunction after subarachnoid hemorrhage. Stroke. 33, 200-208 (2002).
- Zanaty, M., et al. Intraventricular extension of an aneurysmal subarachnoid hemorrhage is an independent predictor of a worse functional outcome. Clinical Neurology and Neurosurgery. 170, 67-72 (2018).
- Gabrielian, L., Willshire, L. W., Helps, S. C., vanden Heuvel, C., Mathias, J., Vink, R. Intracranial pressure changes following traumatic brain injury in rats: lack of significant change in the absence of mass lesions or hypoxia. Journal of Neurotrauma. 28, 2103-2111 (2011).
- Kolar, M., Nohejlova, K., Duska, F., Mares, J., Pachl, J. Changes of cortical perfusion in the early phase of subarachnoid bleeding in a rat model and the role of intracranial hypertension. Physiological Research. 66, 545-551 (2017).
- Ariesen, M. J., Claus, S. P., Rinkel, G. J. E., Algra, A. Risk factors for intracerebral hemorrhage in the general population. A systematic review. Stroke. 34, 2060-2066 (2003).
- MacLellan, C. L., Paquette, R., Colbourne, F. A critical appraisal of experimental intracerebral hemorrhage research. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 32, 612-627 (2012).
- Hartman, R., Lekic, T., Rojas, H., Tang, J., Zhang, J. H. Assessing functional outcomes following intracerebral hemorrhage in rats. Brain Research. 1280, 148-157 (2009).
