Summary
Die Überwachung des intrakraniellen Drucks in Nagetiermodellen nichttraumatischer intraventrikulärer Blutungen ist in der aktuellen Literatur nicht üblich. Hier demonstrieren wir eine Technik zur Messung des intrakraniellen Drucks, des mittleren arteriellen Drucks und des zerebralen Perfusionsdrucks während intraventrikulärer Blutungen in einem Rattentiermodell.
Abstract
Überlebende von intraventrikulären Blutungen haben oft eine signifikante Beeinträchtigung des Langzeitgedächtnisses; Daher ist die Forschung mit intraventrikulären Blutungstiermodellen unerlässlich. In dieser Studie suchten wir nach Möglichkeiten, den intrakraniellen Druck, den mittleren arteriellen Druck und den zerebralen Perfusionsdruck während einer nichttraumatischen intraventrikulären Blutung bei Ratten zu messen. Das experimentelle Design umfasste drei Sprague-Dawley-Gruppen: Schein-, Standard-200-μl-intraventrikuläre Blutung und Vehikel-Kontrollgruppen. Durch die Einführung eines intraparenchymalen faseroptischen Drucksensors wurden präzise intrakranielle Druckmessungen in allen Gruppen erzielt. Der zerebrale Perfusionsdruck wurde mit der Kenntnis des intrakraniellen Drucks und der mittleren arteriellen Druckwerte berechnet. Wie erwartet, erlebten sowohl die intraventrikuläre Blutungs- als auch die Vehikelkontrollgruppe einen Anstieg des intrakraniellen Drucks und einen anschließenden Abfall des zerebralen Perfusionsdrucks während der intraventrikulären Injektion von autologem Blut bzw. künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit. Die Zugabe eines intraparenchymalen faseroptischen Drucksensors ist vorteilhaft bei der Überwachung präziser intrakranieller Druckänderungen.
Introduction
Intraventrikuläre Blutung (IVH), eine Art intrakranielle Blutung (ICH), ist eine verheerende Krankheit, die signifikante Mortalität und Morbidität mit sich bringt. IVH ist gekennzeichnet als die Ansammlung von Blutprodukten in den intrakraniellen Ventrikeln. Isolierte IVH ist gelegentlich und tritt typischerweise bei Erwachsenenauf 1. Es kann mit hypertensiven Blutungen, rupturiertem intrakraniellen Aneurysma oder einer anderen vaskulären Fehlbildung, Tumoren oder Trauma1 assoziiert sein. IVH führt zu sekundären Hirnverletzungen sowie zur Entwicklung von Hydrocephalus2. Überlebende von IVH haben nach ihrer Verletzung oft erhebliche funktionelle, Gedächtnis- und kognitive Beeinträchtigungen. Diese langfristigen kognitiven und Gedächtnisdefizite werden bei bis zu 44% der Überlebenden von ICH3 berichtet. Bei Subarachnoidalblutungen (SAH), einer anderen Art von ICH, ist bekannt, dass etwa die Hälfte der Überlebenden Gedächtnisdefizite hat, und für diejenigen, die IVH zusätzlich zu SAH haben, sind die Ergebnisse tendenziell signifikant schlechter 4,5,6.
Die zugrunde liegenden Mechanismen der Gedächtnisstörung nach IVH müssen noch aufgeklärt werden. In-vivo-Forschung mit nicht-traumatischen IVH-Tiermodellen mit Funktions- und Gedächtnisstörungen ist unerlässlich, um potenzielle therapeutische Ziele für solche Patienten zu entdecken. Tiermodelle mit schwererem Gedächtnis und funktioneller Dysfunktion nach IVH wären die besten, um diese Veränderungen zu untersuchen. Das Labor des leitenden Autors hat auch speziell die Rolle von hohem intrakraniellen Druck (ICP) bei der Entwicklung von Gedächtnisdefiziten in IVH-Rattenmodellen untersucht. Daher waren Methoden zur präzisen Messung von ICPs während der IVH wichtig zu untersuchen. Hier berichten wir über Methoden zur präzisen Messung von ICPs in einem IVH-Rattenmodell. Obwohl die ICP-Überwachung zuvor sowohl in traumatischen ICH- als auch in Subarachnoidalblutungsmodellen eingesetzt wurde, wird die ICP-Überwachung in spontanen IVH-Nagetiermodellen in der Literatur nicht so häufig berichtet 7,8. Daher umfasste das hier vorgestellte experimentelle Design drei Gruppen von Sprague-Dawley-Ratten: Schein, Standard-200-μl-intraventrikuläre Blutung und Vehikelkontrolle. Für die IVH-Gruppe wurde ein autologes intraventrikuläres Blutinjektionsmodell verwendet. Für Fahrzeugkontrolltiere wurde eine intraventrikuläre Injektion von steriler Lactated Ringer-Lösung verwendet. ICPs, mittlere arterielle Drücke (MAPs) und zerebrale Perfusionsdrücke (CPPs) wurden intraoperativ aufgezeichnet, und die Ergebnisse werden hierin berichtet.
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Protocol
Alle Forschungsmethoden und die Tierpflege/-pflege wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien an der University of California, Davis, durchgeführt. Das Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of California, Davis, genehmigte alle Tierverwendungsprotokolle und experimentellen Verfahren (IACUC-Protokoll #21874).
1. Tierhaltung
- Erhalten Sie Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 8-10 Monaten. Vor jedem experimentellen Verfahren die Ratten in einem Vivarium unterbringen und mindestens 1 Woche für die allgemeine Anpassung in ihren Käfigen nach einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit Nahrung und Wasser ad libitum einplanen.
2. Anästhesie und präoperative Verfahren
- Anästhesieren Sie die Ratte mit 4% Isofluran für 4 min. Hängen Sie die Ratte an den Zähnen in Rückenlage auf einer Intubationsplattform auf und intubieren Sie endotracheal mit einer Endotrachealkanüle und einem Laryngoskop.
- Legen Sie die anästhesierte und intubierte Ratte auf ein Beatmungsgerät (2% Isofluran und O2/N2-Trägergas). Die Ratte wird ausreichend betäubt, wenn keine Reaktion auf einen schmerzhaften Reiz wie ein Hinterbeinklemmen beobachtet wird.
- Setzen Sie ein Rektalthermometer ein, um die Temperatur kontinuierlich zu überwachen.
- Führen Sie alle operativen Eingriffe mit steriler Technik durch. Schneiden Sie die Haare auf dem Kopf und der Oberschenkelregion ab und bereiten Sie die Haut vor der Operation mit drei abwechselnden Peelings Betadine und 70% Alkohol vor.
- Saugen Sie alle angesammelten Atemwegssekrete ab, indem Sie die Ratte vorübergehend vom Beatmungsgerät entfernen und die Sekrete mit PE-50-Schläuchen absaugen, die an eine 10-ml-Spritze angeschlossen sind.
- Schützen Sie die Augen der Ratte mit sterilen künstlichen Tränen Augensalbe.
- Injizieren Sie lokales Bupivacain (~ 0,1 ml 0,25% ige Lösung) in die Haut und das Unterhautgewebe vor dem Kopfhautschnitt.
3. Operationsprotokoll
- Platzierung der intraventrikulären Nadel und des intrakraniellen Druckmonitors (ICP)
- Stellen Sie die Ratte in Bauchlage in einen stereotaktischen Rahmen und halten Sie die Ratte am Ohr.
- Machen Sie einen 1,5-cm-Kopfhautschnitt entlang der Mittellinie mit einem 15-Klingen-Skalpell.
- Wenden Sie leichten Druck mit Gaze zur Hämostase an.
- Trennen Sie das Periost mit einem sterilen Baumwollspitzenapplikator vom Schädel, bis das Bregma-Wahrzeichen sichtbar ist.
- Lokalisieren und markieren Sie Bregma mit Stereotaxis und markieren Sie die Position von zwei bilateralen Gratlöchern, 1,4 mm seitlich und 0,9 mm hinter dem Bregma.
- Mit einem Handbohrer erzeugen Sie diese beiden kleinen (bis zu 2 mm) Schädelgratlöcher in der rechten und linken Hemisphäre. Spülen Sie überschüssige Knochensplitter mit steriler Lactated Ringer-Lösung aus.
- Positionieren Sie in der rechten Hemisphäre eine 22-G-Führungskanüle auf Höhe des Gratlochs, um die 28-G-Nadel durch die Kanüle in die Tiefe des rechten lateralen Ventrikels (4,6 mm in Bezug auf das Bregma) einzuführen, um IVH zu erzeugen.
- Verbinden Sie den faseroptischen Drucksensor mit der Ausleseeinheit. Schalten Sie die Ausleseeinheit ein und stellen Sie sicher, dass die ausgewählten Einheiten in mmHg angegeben sind. Bereiten Sie dann den Sensor vor, indem Sie seine Spitze in ein kleines Becherglas mit Lactated Ringer-Lösung tauchen, bis die Ausleseeinheit Null anzeigt. Sobald es in der Lactated Ringers-Lösung auf Null gesetzt ist, ist alles zum Einführen bereit.
- In der linken Hemisphäre führen Sie den Drucksensor vorsichtig bis zu 2-3 mm Tiefe in den Kortex ein, um eine ICP-Überwachung in Echtzeit durchzuführen.
- Oberschenkelarterie Kanülierung und Einführen des mittleren arteriellen Drucks (MAP) Monitor
- Drehen Sie nach dem Einführen des ICP-Monitors den unteren Rumpf der Ratte, um den linken Oberschenkel und die Leistengegend leicht zu erreichen.
- Nach steriler Zubereitung und lokaler Bupivacain-Verabreichung mit einem 15-Klingen-Skalpell einen 1,5 cm langen Hautschnitt über den Hinterbeinen machen.
- Sezieren Sie die linke Oberschenkelarterie zuerst oberflächlich mit einem Hämostat und dann tiefere Schichten mit einer Pinzette mit feinen Spitzen unter einem Mikroskop. Identifizieren Sie die tiefblaue Oberschenkelvene, um die angrenzende Arterie zu lokalisieren.
- Binden Sie die distale Oberschenkelarterie mit einer 3-0-Seidennaht ab und legen Sie einen temporären Metallclip auf den proximalen Teil der Oberschenkelarterie.
- Lassen Sie einen zweiten faseroptischen Drucksensor an die bereits grundierte Ausleseeinheit anschließen. Stecken Sie den Drucksensor in den Polyethylenschlauch (PE-50), der in einen Tuohy Borst eingeführt wird, der dann geschlossen wird. Verbinden Sie den Tuohy Borst mit einem 3-Wege-Absperrhahn, der an einem Ende mit einer 1-ml-Spritze und am anderen Ende mit einer 22-G-Nadel mit PE-50-Schläuchen verbunden ist.
- Machen Sie unter dem Mikroskop eine 2-mm-Oberschenkelarteriotomie mit einer Mikroschere und kanülieren Sie sie mit einem PE-50-Schlauch, der mit dem Rest des Setups verbunden ist.
- Intraventrikuläre Injektion
- Saugen Sie 500 μL Blut mit einer 1-ml-Spritze ab und drehen Sie den 3-Wege-Absperrhahn, damit der Drucksensor MAP liest.
- Prime die intraventrikuläre 28-G-Nadel, die mit PE-50-Schläuchen verbunden ist, mit dem abgesaugten Blut für IVH-Tiere und laktierten Ringern für die Fahrzeugkontrolltiere. Führen Sie dann diese Nadel in die Führungskanüle bis zur Tiefe des rechten Seitenventrikels ein.
- Injizieren Sie mit einer Rate von 100 μL/min das Blut oder die sterile Lactated Ringer-Lösung (200 μL) in den rechten lateralen Ventrikel, indem Sie die 1-ml-Spritze mit dem Daumen pumpen. Überwachen und zeichnen Sie vor und während der intraventrikulären Injektion ICP, arteriellen Blutdruck und rektale Temperatur auf.
- Überwachen und notieren Sie die ICP- und MAP-Werte nach der Injektion.
- Schließung
- Ziehen Sie nach Abschluss der intraventrikulären Injektion den PE-50-Schlauch mit dem Drucksensor, der in die Oberschenkelarterie eingeführt wurde, heraus und bringen Sie den temporären Clip auf die Oberschenkelarterie an, um Blutungen zu verhindern.
- Binden Sie den proximalen Teil der Oberschenkelarterie mit der Seidennaht 3-0 ab.
- Schließen Sie den Oberschenkelschnitt unterbrochen mit 3:0-Seide.
- Entfernen Sie die Führungskanüle mit der intraventrikulären Nadel und dem ICP-Monitor.
- Verschließen Sie die Gratlöcher mit Knochenwachs.
- Schließen Sie den Schädelschnitt mit 3-0 Seidennaht in einer unterbrochenen Weise.
- Tragen Sie topisches Bupivacain auf den Schnitt auf und injizieren Sie 0,35 ml Carprofen (5 mg / kg) postoperativ. Lassen Sie die Tiere nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder ein ausreichendes Bewusstsein erlangt haben, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten.
- Lassen Sie Ratten nach der Operation unter Aufsicht vollständig genesen und bringen Sie sie nach der Genesung mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser in ihre heimischen Käfige zurück.
4. Postoperatives Management
- Überprüfen Sie alle postoperativen Tiere täglich für sieben postoperative Tage, um ihre Genesung, ihren neurologischen Status, ihr Verhalten, ihr Gewicht und ihre Schnitte zu überwachen.
- 0,35 ml Carprofen (5 mg/kg) als subkutane Injektion zum Zeitpunkt der Operation und am 1. und 2. postoperativen Tag verabreichen.
- Entfernen Sie die Nähte am 7. postoperativen Tag steril.
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Representative Results
Intrakranieller, mittlerer arterieller und zerebraler Perfusionsdruck
Sowohl ICPs als auch MAPs wurden bei allen Tieren intraoperativ überwacht (Abbildung 1). Ratten waren 8-10 Monate alt und hatten ein Durchschnittsgewicht von 495 ± 17 g. Es wurden auch Echtzeit-ICP-Diagramme gesammelt (Abbildung 2). Ohne die Scheingruppe stiegen die ICPs während der intraventrikulären Injektion sowohl bei IVH als auch bei Vehikelkontrollgruppen signifikant an (Abbildung 3). ICPs erreichten in der IVH-Gruppe (43 mmHg) einen höheren Höhepunkt als in der Fahrzeugkontrolle (36,5 mmHg). Die ICPs nahmen dann schnell ab und normalisierten sich innerhalb von fünf Minuten nach der intraventrikulären Injektion in diesen Tiergruppen. Der faseroptische Sensor wurde erfolgreich zur Überwachung von ICPs und MAPs in Echtzeit eingesetzt. Es wurde beobachtet, dass die MAPs während des gesamten Verfahrens ähnlich blieben, während die CPPs während der intraventrikulären Injektion von Blut oder Lactated Ringer-Lösung abnahmen (Abbildung 3).
Abbildung 1: Versuchsaufbau. (A) Lage der Gratlöcher. (B) Darstellung des gesamten Versuchsaufbaus. Abkürzungen: A-P, vordere bis hintere Achse; M-L, mediale bis laterale Achse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: ICP-Aufzeichnungen. Echtzeit-Aufzeichnungen des intrakraniellen Drucks (ICP) in (A) Schein-, (B) IVH- und (C) Vehikelkontrolltieren. Pfeil zeigt den Beginn der IVH/LR-Injektion an. N=1 in jeder Gruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: ICP-, MAP- und CPP-Diagramme. (A) Mittlerer intrakranieller Druck (ICP), (B) mittlerer arterieller Druck (MAP) und (C) mittlerer zerebraler Perfusionsdruck (CPP) Werte vor ventrikulärer Injektion, während der ventrikulären Injektion und postventrikulärer Injektion bei IVH- und Vehikelkontrolltieren. N=1 in jeder Gruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Diese Studie untersuchte Mechanismen zur Messung von ICPs, MAPs und CPPs in einem nichttraumatischen IVH-Rattentiermodell. Die Ergebnisse wurden von den folgenden Gruppen aufgezeichnet: Scheintiere, VH 200 μL und Vehikelkontrolltiere (künstliche intraventrikuläre Injektion von Zerebrospinalflüssigkeit). Dieses experimentelle Design wurde gewählt, um zu untersuchen, wie ICPs während der IVH-Injektion überwacht werden können, da wir die Hypothese aufstellten, dass der Anstieg der ICPs zu der signifikanteren sekundären Hirnverletzung und damit zum Gedächtnisdefizit in IVH-Tiermodellen beitragen könnte. Daher bestand das Ziel dieser Studie darin, ein IVH-Tiermodell mit objektiver Überwachung von ICPs, MAPs und CPPs nach nichttraumatischer IVH zu etablieren, damit wir dies in zukünftigen Experimenten weiter anwenden können, die sich auf die Auswirkungen von ICPs konzentrieren, die durch IVH induziert werden, auf nachfolgende Gedächtnisstörungen. Diese Pilotstudie ergab, dass ICPs und MAPs mit einem faseroptischen Drucksensor, der in die linke laterale Herzkammer bzw. die Oberschenkelarterie eingeführt wird, präzise überwacht werden können. ICPs steigen während der intraventrikulären Injektion von Blut und künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit signifikant an. Zusätzlich nehmen die entsprechenden CPPs während der intraventrikulären Injektion ab.
Eines der Hauptanliegen dieser Studie war es, einen Weg zu finden, die sehr kleinen Druckänderungen (ICPs und MAPs) genau zu überwachen und aufzuzeichnen. Dies geschah mit einem faseroptischen Drucksensor. Der faseroptische Sensor musste klein sein, um minimale Druckänderungen genau messen zu können. Der verwendete faseroptische Sensor ist zu seinem Schutz in einem Kabelmantel isoliert. Der Außendurchmesser des Mantels beträgt 0,9 mm, der Durchmesser der Sensorspitze selbst beträgt 420 μm. Wir stellten sicher, dass die ICP- und MAP-Werte der Ratte in den normalen Betriebsbereich der Drücke für diesen Sensor (-50 mmHg bis +300 mmHg) fallen konnten. Außerdem wurde sichergestellt, dass die Präzision des faseroptischen Sensors klein ist, ±1 mmHg (Opsens Solutions).
Die Mehrheit der aktuellen präklinischen ICH-Modelle zu diesem Zeitpunkt verwendet Nagetiere mit Vollblutinfusion und Kollagenase (Injektion von Kollagenase-Enzym, um die extrazelluläre Matrix zu verletzen, was zu IVH führt) als die beiden häufigsten experimentellen Designs 9,10. Das Vollblutinfusionsmodell beinhaltet die Infusion von Blut über eine Kraniotomie oder ein Gratloch und wurde nicht nur bei Ratten, sondern auch bei Schweinen und Primaten beschrieben. Kein Tiermodell ist jedoch perfekt, und jedes hat seine eigenen Vor- und Nachteile 9,10. In Bezug auf Ergebnisse, Verhalten, Hirnödem, Zelltod und Hämatomgröße sind einige der häufigsten Endpunkte, die in ICH-Studien getestet wurden. Von den Verhaltenstests, die kognitive und Gedächtnisstörungen bewerten, verwenden die meisten den Morris-Wasserlabyrinthtest10. Wir haben keine Studien gefunden, die ICPs objektiv in IVH-nichttraumatischen Rattenmodellen messen.
Eine kürzlich von MacLellan et al. durchgeführte Überprüfung fand viele Schlüsselprobleme mit präklinischer ICH-Literatur9. MacLellan et al. fanden heraus, dass eine überwältigende Mehrheit der Studien nur über positive Behandlungseffekte berichtet. Viele Studien mit negativen Ergebnissen werden in untergeordneten Zeitschriften oder gar nicht veröffentlicht, was zu einem nicht unerheblichen Publikationsbias beiträgt. Sie fanden auch heraus, dass viele Studien die Methodik wie Randomisierung, Alter und Geschlecht von Tieren nicht beschreiben. Fehlende Verblindung, fehlende Berichterstattung über physiologische Variablen sowie statistische Aussagekraft sind weitere Schwächen, die in diesem Review beobachtet wurden. All dies macht es schwierig für andere, die versuchen, das Experiment10 zu replizieren. Darüber hinaus zeigten einige Studien, wie Hatman et al., dass die Lern- und Gedächtnisdefizite tendenziell akut sind und bereits in 8 Wochen nach experimenteller ICH in Tiermodellen abnehmen11. Daher spiegeln diese Kurzzeitgedächtniseffekte in Tiermodellen möglicherweise nicht genau das Langzeitgedächtnis und die kognitive Dysfunktion wider, die nach ICH bei menschlichen Probanden auftritt.
Diese Studie ist nicht ohne Einschränkungen. Eine große Einschränkung ist das geringe Holz der Tiere. Dies war eine Pilotstudie, und zukünftige Tierstudien werden eine größere Anzahl von Tieren enthalten, um die hier beobachteten Ergebnisse zu festigen. Eine weitere Einschränkung dieser Studie ist die Unfähigkeit, die MAPs für die Dauer der gesamten Operation angemessen zu überwachen, da die Oberschenkelarterie und das Tuohy Borst-System trotz der Verwendung von niedriger heparinisierter Kochsalzlösung zum Spülen des Schlauchs leicht gerinnen.
Abschließend berichten wir hier über Methoden zur genauen Überwachung von ICPs, MAPs und CPPs in einem nichttraumatischen IVH-Rattentiermodell. Studien wie diese werden den Weg für die Etablierung eines konsistenteren IVH-Tiermodells und anschließend für eine strengere präklinische Forschung ebnen. Eine qualitativ hochwertigere präklinische Forschung an nichttraumatischen IVH-Tiermodellen ist entscheidend, um potenzielle therapeutische Optionen für IVH-Überlebende in der Zukunft aufzuklären.
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Disclosures
Alle Autoren berichten von keinem Interessenkonflikt.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch den NINDS-Zuschuss finanziert: K08NS105914
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.25% bupivacaine | Hospira, Inc. | 409115901 | |
| 1 mL syringe | Covetrus | 60734 | |
| 10% providine iodine solution | Aplicare | MSD093947 | |
| 20 mL syringe | Covidien | 8881520657 | |
| 22 G needles | Becton Dickinson | 305155 | |
| 28 G intraventricular needles | P technologies | 8IC313ISPCXC | C313I/SPC 28-Gneedles to fit 22-G guide cannula with 6 mm projection |
| 3-0 silk suture | Henry Schein, Inc. | SP116 | |
| 3-way-stopcock | Merti Medical Systems | M3SNC | |
| 4% paraformaldehyde | Fisher Chemical | 30525-89-4 | |
| AnyMaze software | Any-Maze behavioral tracking software | Stoelting CO, USA | |
| Artificial ointment | Covetrus | 48272 | |
| Blood collection vials with EDTA | Becton Dickinson | 367856 | |
| Bone wax | CP Medical, Inc. | CPB31A | |
| Carprofen | Zoetis, Inc. | 54771-8507-1 | |
| Centrifuge | Beckman | BE-GS6R | Model GS-6R |
| Cotton tip applicators | Covetrus | 71214 | |
| Drill | Dremel | 1600A011JA | |
| Fiberoptic pressure sensors with readout units | Opsens Medical | OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 and LIS-P1-N-62SC | Opp-M200 packaged pressure sensors with LifeSens system |
| Forceps | 11923-13, 11064-07 | ||
| Gauze | Covetrus | 71043 | |
| Guillotine | World Precision Instruments | 51330 | |
| Heating pad with rectal thermometer | CWE, Inc. | 08-13000 ,08-13014 | TC1000 Temperature controller |
| Hemostats | 13013-14, 13008-12 | ||
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | |
| Lactated ringers | Baxter Healthcare Corp. | Y345583 | |
| Laryngoscope | American Diagnostic Corporation | 4080 | |
| Metal clip | Fine Scientic Tools | 18056-14 | |
| Micro scissors | Fine Scientic Tools | 15007-08 | |
| Microscope | Leica | model L2 | |
| Needle driver | 12003-15 | ||
| Polyethylene tubing | Thermo Fisher Scientific | 14-170-12B | PE-50 tubing |
| Rats | Envigo | Sprague Dawley rats 8–10 months old | |
| Scalpel | 10010-00 | ||
| Scissors | 14090-11 | ||
| Stereotaxic instrument | Kopf instruments | Model 940 with ear bars | |
| Syringe pump | KD Scientific | 780100 | Model 100 series |
| Tuohy Borst | Abbott | 23242 | |
| Ventilator | Harvard rodent ventilator | 55-0000 | Model 683 |
References
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