Summary
Descrevemos a metodologia e a importância do bioensaio de aplicação tópica para medir a suscetibilidade de inseticidas em mosquitos e moscas frutíferas. O ensaio apresentado é de alto rendimento, utiliza massa de insetos - permitindo assim calcular uma dose letal relativizada em massa em vez de concentração - e provavelmente tem menor variabilidade do que outros métodos semelhantes.
Abstract
O uso contínuo de inseticidas para a saúde pública e a agricultura levou à resistência generalizada aos inseticidas e à dificultação dos métodos de controle. A vigilância da resistência a inseticidas das populações de mosquitos é normalmente feita através de bioensações de garrafas do Centers for Disease Control and Prevention (CDC) ou testes de tubos da Organização Mundial da Saúde (OMS). No entanto, esses métodos podem resultar em um alto grau de variabilidade nos dados de mortalidade devido ao contato variável de inseticidas com o inseto, ao número relativamente pequeno de organismos testados, à extensa variação da massa entre as populações e às constantes mudanças nas condições ambientais, levando a desfechos variáveis. Este artigo apresenta o bioensatório de aplicação tópica, adaptado como um bioensatório fenotípico de alto rendimento tanto para mosquitos quanto moscas de frutas, para testar um grande número de insetos ao longo de uma série de concentrações de inseticidas.
Este ensaio 1) garante tratamento consistente e contato de inseticidas com cada organismo, 2) produz curvas de dose-resposta altamente específicas que explicam diferenças na massa média entre cepas e sexos (o que é particularmente importante para organismos coletados em campo), e 3) permite o cálculo de doses letais medianas estatisticamente rigorosas (LD50 ), necessária para comparações de razão de resistência - uma abordagem alternativa de vigilância da mortalidade por dose diagnóstica, que também é utilizada para a vigilância da resistência ao larvicida. Este ensaio será uma ferramenta complementar para fenotipar com precisão as populações de mosquitos e, como ilustrado usando moscas frutíferas, é facilmente adaptável para uso com outros insetos. Argumentamos que este ensaio ajudará a preencher a lacuna entre a resistência genotípica e fenotípica de inseticidas em várias espécies de insetos.
Introduction
Os mosquitos são responsáveis por mais de 700.000 mortes por ano devido às doenças que transmitem aos seres humanos, com mais da metade dessas mortes por malária apenas1. O principal método preventivo contra a transmissão da malária e outras doenças transmitidas por vetores é o uso de inseticidas, muitas vezes na forma de redes de inseticidas de longa duração ou pulverização residualinterna 2. No entanto, a resistência a inseticidas é generalizada entre mosquitos e outros vetores de insetos, bem como pragas agrícolas 3,4. Para gerenciar efetivamente a resistência, a vigilância é de fundamental importância5. Para isso, são necessários métodos de detecção de resistência altamente precisos e de alto rendimento. Atualmente, as ferramentas de vigilância de resistência a inseticidas mais difundidas para mosquitos são o teste de tubo da OMS6 e o bioensaio de garrafa CDC7. Para moscas de frutas, o método de aplicação de contato residual (semelhante ao bioensaio da garrafa CDC) é um bioensaio deseticida comumente usado 8,9,10. No entanto, a variabilidade nos dados desses métodos é tipicamente alta, com medidas da mesma cepa de mosquitos de laboratório variando de ~20-70% de mortalidade em ensaios de garrafas CDC e 0-50% em testes de tubos da OMS quando expostos a dosagens subletaras11. Tal variação é surpreendente porque espera-se que a variação genética limitada na maioria das cepas laboratoriais leve a uma variação limitada de suscetibilidade de inseticidas na população. No entanto, ainda há um alto nível de variação observado nos resultados do bioensaio.
Fontes potenciais dessa variação podem ser resultado da exposição heterogênea de inseticida entre espécimes dentro do bioensaio devido à exposição indireta de inseticidas através da superfície, efeitos ambientais heterogêneos, variação biológica normal entre indivíduos do mesmo genótipo e variação na massa de espécimes da mesma população12 . Um método pouco utilizado com maior replicabilidade é o bioensaio de aplicação tópico. Neste ensaio, o inseticida é diretamente aplicado a cada inseto13,14, removendo o fator de exposição heterogênea de diferentes espécimes dentro do mesmo ensaio. No entanto, devido à natureza de rendimento lento deste método, ele não é usado rotineiramente como ferramenta de vigilância de suscetibilidade de inseticidas para populações de mosquitos. Este artigo apresenta um protocolo modificado para o bioensaio de aplicação tópica que permite exposições de maior rendimento, ao mesmo tempo em que corrige a variação da massa de insetos, parâmetro que se correlaciona com alterações na suscetibilidade de inseticida12. A redução do ruído e da variação de massa nos dados de mortalidade por exposição variável a inseticidas permitiria uma vigilância de resistência técnica mais precisa11,15. Esses dados poderiam ser usados para associar com mais precisão a resistência fenotípica com marcadores genéticos, parâmetros de aptidão e/ou competência vetorial. Além disso, demonstramos como este ensaio poderia ser facilmente adaptado a outras espécies de insetos usando o bioensaio de aplicação tópica em moscas frutíferas, uma espécie de inseto de menor corpo.
A principal limitação das aplicações de contato residual acima mencionadas é que a exposição a inseticidas pode variar de espécime para espécime dentro do mesmo ensaio. No caso de bioensações de garrafas CDC e do método de contato, a exposição a inseticidas pode variar entre as réplicas do mesmo ensaio. Os insetos são expostos a inseticida que é distribuída no interior de uma garrafa de vidro (bioensaio de garrafa CDC e método de contato) ou em papéis impregnados (teste de tubo da OMS). A concentração de inseticida em ambas as superfícies (vidro e papel) é conhecida e predeterminada pela triagem de diferentes espécies de genótipos conhecidos. No entanto, a quantidade disponível para potencialmente ser absorvida pelo inseto pode variar muito dependendo da superfície utilizada, dos componentes da mistura de inseticidas e de quão homogêneo o inseticida é distribuído através do material superficial16,17. No bioensaio da garrafa CDC, o revestimento de inseticida no interior da garrafa depende dos procedimentos empregados por cada laboratório e usuário. No teste do tubo da OMS, os papéis tratados com inseticida são produzidos centralmente e, portanto, provavelmente bastante homogêneos entre os laboratórios. No entanto, no teste do tubo da OMS, o tubo de exposição permite que as amostras aterrissem e repousem sobre a malha metálica não exposta a inseticidas, levando a uma exposição potencial heterogênea de inseticida entre as amostras dentro de cada teste. A quantidade real de inseticida captada e absorvida por espécimes através de cada método ainda precisa ser explorada mais18.
Além disso, o bioensaio de garrafa CDC, o teste do tubo da OMS e o método de contato são mais comumente usados como ensaios limiares testando apenas uma concentração de inseticida pré-determinada. Essa abordagem pode detectar com precisão a presença de resistência e é valiosa para a vigilância de resistência (especialmente quando a resistência está se espalhando). No entanto, os ensaios limiares não podem quantificar a força da resistência, o que pode ser mais preditivo da eficácia das ferramentas de intervenção. Se múltiplas concentrações de inseticidas forem usadas com esses métodos, elas podem ser usadas como ensaios de intensidade. Ensaios de intensidade para o bioensaio de garrafas CDC e o teste do tubo da OMS foram introduzidos através do teste de 5x e 10x as doses discriminantes predeterminadas para resolver essa lacuna na vigilância 6,19. Ao mesmo tempo em que proporciona maior capacidade de diferenciar entre populações resistentes, as doses de 3-5 (predeterminadas) fornecem resolução limitada para calcular concentrações letais. Além disso, mosquitos de vários tamanhos são usados em tais ensaios. No entanto, a massa é importante de medir, pois espécimes maiores podem precisar de uma dose maior para serem mortos, pois a dose eficaz por unidade de massa será muito menor do que a de um organismo menor12. Calcular uma dose letal relativizada em massa (quantidade de inseticida por massa de insetos) seria uma métrica mais útil do que a concentração letal mais comum (por exemplo, quantidade de inseticida por área de superfície) pois considera a variação da massa de insetos entre sexos, populações e genótipos. Tais dados ajudariam a preencher a lacuna entre a resistência genotípica e fenotípica dentro do laboratório e do campo e também poderiam fornecer uma maneira fácil de calcular a concentração de aplicação necessária para tratar uma população de insetos de uma massa média conhecida.
O uso de doses letais relativizadas em massa que matam 50% dos espécimes (LD50) também incorpora vários outros benefícios. A avaliação da toxicidade de um composto específico em mg/kg (= ng/mg) é padrão na toxicologia humana e veterinária14, e os valores de LD50 são encontrados nas folhas de dados de segurança do material. As doses letais também permitem a comparação direta da toxicidade entre diferentes produtos químicos em relação a uma determinada espécie ou o mesmo produto químico para diferentes espécies20, bem como avaliação de alta qualidade de novos inseticidas e produtos químicos13. Além disso, o LD50 pode fornecer razões de resistência mais significativas e precisas do que aquelas derivadas dos resultados de mortalidade por dose diagnóstica, o que pode resultar em uma superestimação do nível de resistência presente em uma população. Portanto, este ensaio seria adequado para programas de vigilância de rotina, fornecendo um monitoramento de resistência mais rigoroso com base em doses letais relativizadas em massa derivadas de mais espécimes do que o recomendado para outros bioensasseos21.
O método de aplicação tópica tem sido usado na vigilância de suscetibilidade de inseticidas para mosquitos e moscas como alternativa para os bioensitárias de suscetibilidade de inseticidas padrão quando a resistência já é conhecida ou suspeitade 22,23, bem como para vigilância em alguns insetosde pragas 24 para avaliar com mais precisão perfis de resistência e toxicidade intrínseca intrínsecnica21 . Em bioensações de aplicação tópica, o inseticida é aplicado a cada organismo, resultando em variação mínima na exposição a inseticidas. Este artigo apresenta um método ligeiramente adaptado e aprimorado que permite que a exposição a inseticidas seja aplicada a um grande número de insetos em um curto período, ao mesmo tempo em que controla a massa de insetos22. Este método de maior rendimento com bons níveis de replicabilidade pode ser uma ferramenta adicional útil para a vigilância de suscetibilidade de inseticidas de rotina.
Protocol
NOTA: Inseticidas podem causar riscos humanos, animais e ambientais25. Cuidados, treinamento e equipamentos de proteção individual são altamente aconselhados. Certifique-se de seguir as folhas de dados de segurança do material para todos os inseticidas e solventes utilizados.
1. Espécimes traseiros
- Mosquitos adultos de 3 a 5 dias.
NOTA: O protocolo abaixo reflete as condições para a criação do Aedes aegypti , seguindo de perto a Organização das Nações Unidas para a Alimentação e a Agricultura das Diretrizes26.- Mosquitos traseiros de todas as etapas da vida a 27 ± 1 °C e 75 ± umidade relativa de 5% com 12:12 h de ciclismo claro e escuro.
- Eclode os ovos do mosquito submergindo-os em água deionizada e adicionando levedura26, ou coloque os ovos submersos dentro de uma câmara de vácuo por 30 minutos.
NOTA: Ambos os métodos diminuem o teor de oxigênio dentro da água e aumentam a eclosão27. - Alimente os alimentos de peixes larvas recém-eclodidos (ou uma dieta equivalente, como kibble de gato moído) dentro de bandejas e mantenha a densidade larval o mais semelhante possível entre bandejas como a densidade larval impacta o desenvolvimento12 (por exemplo, 200-250 larvas por bandeja contendo um total de 1,5 L de água).
- Alimente as larvas a cada dois dias até chegarem ao estágio pupal (aproximadamente 7-10 dias), aumentando a quantidade de comida conforme necessário.
NOTA: Quando alimentados muito pouco, o crescimento larval será atrofiado, e as larvas podem comer umas às outras. Quando alimentadas demais, as larvas podem morrer, fazendo com que a água se esvaa. - Uma vez que as pupas se desenvolvam, transfira-as diariamente para uma bacia de água em gaiolas de mosquitos adultos e forneça 10% de solução de sacarose ad libitum.
- Regisso primeiro dia de emergência adulta. Remova as pupas restantes da gaiola 2 dias após o início do surgimento.
NOTA: Mosquitos machos emergem mais rápido. Observe o surgimento de machos e fêmeas separadamente e garanta que machos e fêmeas suficientes estejam disponíveis para cada teste. - Aguarde 3 dias depois de remover a pupa para alcançar mosquitos de 3 a 5 dias para testes.
- Moscas de frutas traseiras (seguindo livremente protocolos da Universidade de Zurique28).
- A Drosophila traseira se esforça em garrafas de caldo a 23 ± 1 °C e 60 ± umidade relativa de 5% com 12:12 h de ciclismo claro e escuro.
NOTA: As garrafas de caldo de drosophila devem conter 75 mL de um meio de mosca padrão, que é primeiro derramado como um líquido no fundo das garrafas e, em seguida, permitido solidificar durante a noite. - Transfira colônias para novas garrafas de estoque com alimentos frescos a cada duas semanas para evitar a superpopulação e o crescimento do molde. Para fazer isso, derrube moscas usando um distribuidor de dióxido de carbono portátil (CO2), transfira as moscas anestesiadas para um papel de pesagem em uma bolsa de gelo ou mesa de frio, e escove as moscas em uma garrafa de estoque fresco usando um pincel de ponta fina. Certifique-se de manter as garrafas em seus lados durante este processo para evitar que moscas caiam na comida e se afogem.
- A Drosophila traseira se esforça em garrafas de caldo a 23 ± 1 °C e 60 ± umidade relativa de 5% com 12:12 h de ciclismo claro e escuro.
2. Prepare formulações de inseticidas usando a abordagem gravimétrica
- Faça a primeira solução de estoque seguindo a abordagem gravimétrica usando uma escala analítica com precisão de 0,1 mg dentro de um capô de fumaça.
NOTA: A abordagem gravimétrica utiliza massa para medir as quantidades de inseticida e solvente adicionados. A prática padrão (abordagem volumétrica) exigirá uma escala analítica para medir a quantidade de inseticida (sólido) adicionada quando a primeira solução de estoque for preparada; no entanto, a quantidade de solvente adicionado e todas as diluições seguintes são medidas apenas pelo volume. A abordagem gravimétrica tem um nível mais alto de precisão e, portanto, é preferida.- Determine a concentração de inseticida alvo e o volume alvo (no máximo 10 mL é recomendado se usar tubos cônicos de 15 mL para evitar derramamento ao armazenar em um congelador) para a primeira solução de estoque e calcular quanto ingrediente ativo de inseticida (IA) adicionar usando Eq (1):
(1) - Prepare um tubo de armazenamento (tubo cônico de 15 mL recomendado para volumes maiores, tubos de tampa de parafuso microcentrifuuge de 1,5 mL recomendados para volumes de 1 mL ou menos) e rotule com inseticida e nome de solvente, concentração de alvo e data de preparação. Coloque o tubo e a tampa na balança dentro de um rack ou suporte e coloque a balança.
- Pese a quantidade desejada de inseticida sólida ou líquida AI determinada a partir da etapa 2.1.1. (por exemplo, deltametrina usada para os dados representativos) no tubo e registro da massa.
- Coloque a balança e adicione o volume desejado de solvente (equivalente ao volume de destino) ao tubo, feche a tampa imediatamente e grave a massa. Feche a tampa do tubo imediatamente após adicionar o solvente (acetona usado aqui) para evitar a evaporação e misture a solução.
- Registo da temperatura ambiente. Alguns solventes, como a acetona, podem ter mudanças significativas no volume (e consequentemente densidade) dependendo da temperatura.
- Se armazenar imediatamente, enrole a tampa do tubo em parafilme (para reduzir a evaporação), coloque-a em um rack/suporte de tubo (para manter a vertical e evite vazamentos), cubra em papel alumínio (para evitar a exposição uv), coloque-a em um saco plástico ressealável (para reduzir a evaporação) e coloque o saco em um congelador de -20 °C. Se não for armazenado imediatamente, certifique-se de que a tampa está presa e cubra em papel alumínio ou em um recipiente protegido pela luz.
- Calcule a concentração real da solução de estoque (mg/mL) dividindo a massa de IA inseticida adicionada pelo volume de solvente adicionado (e o volume de inseticida adicionado se em forma líquida). Para calcular o volume de solvente adicionado (ou inseticida líquido), divida a massa adicionada pela densidade conhecida que é apropriada para a temperatura registrada.
- Calcule a densidade (g/mL) da solução de estoque dividindo a massa total adicionada (inseticida e solvente) pelo volume total adicionado (solvente e inseticida, se em forma líquida). Consulte o passo 2.1.7 para converter massa líquida em volume.
- Determine a concentração de inseticida alvo e o volume alvo (no máximo 10 mL é recomendado se usar tubos cônicos de 15 mL para evitar derramamento ao armazenar em um congelador) para a primeira solução de estoque e calcular quanto ingrediente ativo de inseticida (IA) adicionar usando Eq (1):
- Diluir em série a solução inicial de ações através de diluições de 10%. Se necessário, use essas diluições seriais para criar uma curva inicial de dose-resposta para identificar a faixa de alvo de concentrações de inseticidas para o bioensaio.
- Calcule o volume de solução de estoque de inseticidas e o solvente para adicionar a cada tubo (por exemplo, 1 mL de solução de estoque de inseticida diluída em 9 mL de solvente para uma diluição de 10 mL de 10% da concentração anterior).
- Vortex a solução de ações para 10 s. Tare um primeiro tubo de diluição pré-rotulado na escala. Adicione o volume necessário de solução de estoque ao primeiro tubo de diluição usando uma pipeta. Feche imediatamente a tampa de ambos os tubos e grave a massa no primeiro tubo de diluição.
- Regue novamente o primeiro tubo de diluição e adicione o volume necessário de solvente. Feche a tampa imediatamente, registe a massa do solvente adicionado e o vórtice a primeira diluição para 10 s.
- Repita as etapas 2.2.2 e 2.2.3 para as diluições restantes.
- Armazene todas as diluições descritas acima na etapa 2.1.6.
- Calcule as concentrações reais das diluições seguindo o passo 2.1.7.
- Calcule a densidade de cada diluição de inseticida dividindo a massa total adicionada (solução de inseticida e solvente) pelo volume total adicionado (solução de inseticida e solvente). Para cada diluição serial, use a densidade de diluição do estoque de inseticidas anterior para calcular a densidade da nova diluição após eq (2):
(2)
- Opcional: Criar diluições de inseticidas com incrementos menores por diluição serial.
- Selecione as concentrações e volumes de cada nova solução a fazer com o auxílio de uma curva dose-resposta das diluições seriais iniciais, ensaios anteriores ou literatura publicada.
NOTA: As concentrações escolhidas devem resultar em uma faixa de mortalidade de 0 a 100%, com um mínimo de três concentrações dessa faixa para permitir a análise do Probit. - Use as diluições seriais como soluções de estoque para fazer cada nova diluição e siga o passo 2.2 para criar as novas diluições entre as diluições de 10 vezes.
- Selecione as concentrações e volumes de cada nova solução a fazer com o auxílio de uma curva dose-resposta das diluições seriais iniciais, ensaios anteriores ou literatura publicada.
- Opcional: Aliquot a solução de inseticida. Se forem feitos volumes maiores das soluções de inseticida, aconteça as soluções em tubos de tampa de parafuso de 1,5 mL para evitar contaminação, evaporação e degradação das soluções de estoque de manuseio frequente e exposição à luz.
- Alíquotar as soluções, partindo da menor concentração e trabalhar para a maior concentração para reduzir a contaminação potencial. Misture cada solução de estoque por vórtice por 10 s antes de abrir e encanar o volume desejado (por exemplo, 0,5 mL) em um tubo de tampa de parafuso pré-rotulado.
- Guarde as alíquotas em um recipiente resistente à luz em um congelador de -20 °C.
NOTA: Recomenda-se substituir regularmente (mensalmente) as alíquotas por pequenas alíquotas novas retiradas diretamente das diluições de pesticidas. Isso limitará o potencial de contaminação a ser transportada para outros experimentos ou alterações devido à evaporação ou degradação uv enquanto as amostras são usadas no banco. O protocolo pode ser pausado aqui e reiniciado mesmo anos depois, desde que as soluções de inseticida sejam armazenadas adequadamente (ver passo 2.1.6) e mantidas no congelador de -20 °C.
- Use uma caneta marcadora permanente para marcar o menisco antes de armazenar para monitorar a evaporação do solvente. Ao remover a solução de inseticidas para fazer alíquotas, marque o menisco toda vez que a solução for removida.
(1)
(2)3. Prepare o espaço de trabalho de bioensa de ensaio de aplicação tópica
NOTA: Recomenda-se trabalhar em uma tenda de manuseio de insetos no topo do banco para facilitar a captura de mosquitos ou moscas que escapam. Consulte Figura Suplementar S1 para imagens de uma tenda de manuseio de insetos.
- Remova as soluções de inseticidas necessárias do congelador, vórtice imediatamente, e coloque-as em um recipiente resistente à luz à temperatura ambiente para deixar os inseticidas aquecerem à temperatura ambiente antes de usar.
NOTA: As IA de inseticida podem separar-se do solvente a temperaturas mais frias. Além disso, o volume de acetona muda com a temperatura, o que pode alterar a dose de inseticida aplicada. Misturar as soluções e permitir que elas aqueçam à temperatura ambiente ajuda a garantir consistência ao usar as soluções de inseticidas. - Coloque todas as ferramentas e materiais necessários para o ensaio de aplicação atual na tenda de manuseio de insetos como referenciado na Tabela de Materiais.
- Limpe o barril de seringa e a agulha com acetona de grau analítico completando 5 lavagens por alíquota de acetona. Complete isso com 5 alíquotas separadas para um total de 25 lavagens. Consulte figura suplementar S2 para obter peças de tubulação de seringa e repetição.
- Coloque 5 tubos de microcentrífuga com 0,5 mL de acetona cada.
- Encha o barril de seringa com 0,025 mL de acetona do primeiro tubo e, em seguida, expulse a acetona em um recipiente de resíduos empurrando rapidamente para baixo no êmbolo. Repita mais quatro vezes para completar um total de cinco lavagens de acetona da mesma alíquota de acetona. Em seguida, encha o barril de seringa completamente com ar e expulse o ar e potenciais restos de acetona para dentro do recipiente de resíduos. Repita mais duas vezes para completar três "lavagens" com ar.
- Repita o passo 3.3.2 para os 4 tubos restantes de acetona.
- Crie um bolsão de ar dentro do cano entre o êmbolo da seringa e o topo da agulha puxando o êmbolo ligeiramente para dentro do barril (~5 mm).
NOTA: Esta bolsa de ar protege o êmbolo de entrar em contato com as soluções de inseticida e reduz a transferência de inseticidas. - Reserve a seringa até estar pronta para uso para aplicação atual.
- Crie uma chave contendo as doses a serem aplicadas e atribua identidades aleatórias seguindo geradores de números aleatórios ou letras (consulte Arquivo Suplementar 1).
- Rotule os copos de plástico com a ID aleatória para avaliação de mortalidade cega.
NOTA: Se necessário, o protocolo pode ser pausado aqui e reiniciado em um dia e hora posteriores. Se mais de algumas horas passarem durante a pausa, é encorajado a repetir o passo 3.3 para garantir que a seringa esteja limpa e colocar as soluções de inseticida de volta no congelador até cerca de uma hora antes de dosar os insetos e, em seguida, repetir o passo 3.1.
4. Prepare os espécimes para o bioensaio tópico. Consulte a Figura 1 para uma visão geral processual
- Classificar e pesar os mosquitos
- Usando um aspirador alimentado por sucção por inalação, aspire o número desejado de mosquitos adultos de 3 a 5 dias de idade necessários para o ensaio, incluindo um excesso para contabilizar indivíduos danificados. Transfira os mosquitos para um tubo cônico (até 100 mosquitos por tubo) colocando a ponta do aspirador no tubo com algodão enrolado na ponta e exale suavemente e bata no aspirador. Use o algodão para tampar o tubo quando a ponta do aspirador for removida e, em seguida, tampar com a tampa. Evite encher o aspirador e os tubos com muitos mosquitos ao mesmo tempo, pois isso adiciona estresse adicional aos mosquitos e pode causar a morte.
- Derrube brevemente os mosquitos nos tubos, colocando-os por um mínimo de 10 min a 4 °C ou enterrando-os sob gelo em uma bandeja de gelo.
NOTA: Os mosquitos podem ser mantidos a 2 °C por várias horas com mortalidade mínima29; no entanto, é melhor minimizar a duração para a qual os mosquitos estão no gelo para reduzir potenciais efeitos negativos. - Transfira os mosquitos derrubados para a tenda de manuseio de insetos e coloque cuidadosamente os mosquitos em uma bandeja de plástico (por exemplo, placa de Petri) colocada no gelo. Despeje apenas cerca de 50 mosquitos por vez para garantir que cada um toque na bandeja fria abaixo dela e permaneça derrubado.
- Classifique os mosquitos por sexo, pegando-os suavemente pelas pernas (ou asas) com fórceps e coloque cada sexo em um copo de retenção separado. Conte o número de mosquitos de cada sexo durante a triagem e pare quando o número desejado for atingido. Durante a triagem, remova todos os mosquitos que estejam feridos (por exemplo, pernas faltando) ou sejam extra-grandes (por exemplo, abdômen anormalmente aumentado) ou pequenos (facilmente distinguidos a olho nu como menores do que o tamanho médio do mosquito dessa população).
NOTA: O manuseio dos mosquitos pelos apêndices reduz os danos estruturais aos seus corpos primários macios (por exemplo, abdômen). - Registo o peso de cada xícara de mosquitos utilizando uma escala analítica com precisão de 0,1 mg.
- Coloque um copo vazio com uma placa de Petri como uma tampa na balança e renas na balança. Despeje os mosquitos no recipiente, coloque a tampa em cima e coloque o recipiente na balança.
- Registo o peso combinado e o número de espécimes na folha de pontuação (ver Arquivo Suplementar 2). Coloque imediatamente a xícara de espécimes de volta no gelo para mantê-los imobilizados.
- Repetição de passos 4.1.5.1-4.1.5.2 até que todas as xícaras de espécimes sejam pesadas.
- Divida os mosquitos preparados em grupos de 20-25 em copos separados colocados no gelo rotulados com as identidades aleatórias. Ao transferir mosquitos, procure reduzir o estresse e os danos físicos causados pelas fórceps. Idealmente, pegue os mosquitos usando fórceps apenas 1-2 vezes: uma para classificação/pesagem e uma segunda vez potencial para transferência para os copos experimentais.
NOTA: Um número ideal de mosquitos por xícara é de 20-25, o que é suficiente para uma replicação, é razoável para avaliar a mortalidade, e não deve resultar em estresse/morte induzidos por densidade no copo.
- Classificar e pesar as moscas das frutas
- Anestesiar as moscas usando CO2 por 7 s.
NOTA: Se as moscas forem expostas ao CO2 por mais de 7 s, elas podem ter problemas para rastejar e voar quando acordarem30. - Despeje as moscas em uma bolsa de gelo embrulhada em papel de banco e use um pincel fino para separar e contar os machos e fêmeas.
- Use o pincel para pegar suavemente as moscas escolhidas e colocá-las em uma garrafa de estoque limpa e vazia. Escolha o mesmo número de moscas de frutas machos e fêmeas (por exemplo, 15 machos e 15 fêmeas) e rotule as garrafas de caldo com o nome da cepa e o total da mosca-das-frutas (por exemplo, Canton-S, 30 moscas).
NOTA: É importante ter um número igual de moscas fêmeas e fêmeas de frutas, pois moscas de frutas machos podem experimentar maior agressividade uns contra os outros após serem removidas da presença de fêmeas31. Portanto, para evitar mortalidade ou lesões por não inseticidas, é melhor ter um número igual de machos e fêmeas (ou omitir moscas de frutas machos completamente). - Registo o peso de cada garrafa de moscas de frutas usando uma escala analítica.
- Coloque um frasco vazio (rotulado com um ID aleatório, consulte a etapa 3.4) com uma placa de Petri como tampa na balança e tare a balança.
NOTA: Os frascos de vidro são recomendados para uso com moscas frutíferas, pois reduzem significativamente a estática. - Anestesiar a garrafa de moscas de frutas correspondente ao ID aleatório do frasco usando CO2 para 7 s.
- Despeje as moscas das frutas sobre o papel de pesagem e use o papel como funil para introduzir as moscas no frasco. Coloque a tampa da placa de Petri em cima do frasco de moscas de frutas e coloque-a na balança.
- Regissuço o peso combinado e o número de espécimes na folha de pontuação e, em seguida, coloque imediatamente o frasco de moscas de frutas em uma bandeja de gelo, com a tampa ainda em cima para evitar que as moscas escapem.
- Repita os passos 4.2.4.1-4.2.4.4 para cada garrafa de moscas de frutas.
- Coloque um frasco vazio (rotulado com um ID aleatório, consulte a etapa 3.4) com uma placa de Petri como tampa na balança e tare a balança.
- Anestesiar as moscas usando CO2 por 7 s.
- Quando as etapas acima estiverem completas, passe imediatamente para a próxima seção.
5. Amostras de dose
- Carregue a seringa com a concentração adequada de inseticida. Comece com a dose menos concentrada e trabalhe para a dose mais concentrada com cada grupo de organismos. Para evitar desperdícios, carregue somente a seringa com o volume necessário de inseticida mais um extra recomendado de 2 μL.
- Coloque os espécimes sobre papel de pesagem em cima de uma bandeja no gelo. Separe os espécimes que estão próximos usando um pincel limpo, sem inseticidas ou um cotonete de algodão para permitir fácil acesso a cada espécime para dosagem. Para mosquitos, use o pincel também para garantir que cada espécime esteja deitado em seu dorso e sua superfície ventral esteja virada para cima.
- Utilizando a seringa, aplique uma gota de solução de inseticida (ou acetona para o controle) na área do tórax e abdômen ventral para mosquitos e o dorso para moscas frutíferas. Aplique uma gotícula de 0,2 μL (que requer uma seringa de 10 μL) para insetos de tamanho menor, como moscas de frutas e uma gotícula de 0,5 μL (que requer uma seringa de 25 μL) para mosquitos.
NOTA: A sensibilidade ao inseticida não difere significativamente entre partes primárias do corpo (como cabeça, tórax e abdômen) em comparação com apêndices (como asas, pernas ou proboscis)32. Portanto, o local de aplicação não precisa ser exato, desde que a gota de dose seja aplicada ao corpo primário. O tórax ventral e a área do abdômen são escolhidos para mosquitos porque muitas vezes se deitam em seu lado dorsal quando derrubados, enquanto o dorso é escolhido para moscas frutíferas porque muitas vezes deitam em seu lado ventral quando derrubados. Essa diminuição da especificidade do site de aplicação ajuda a aumentar o throughput deste método. - Despeje imediatamente os espécimes de volta no copo de plástico rotulado e cubra o copo com redes e um elástico. Coloque o copo em uma bandeja de retenção e note no copo quaisquer espécimes que foram mortos, danificados ou escaparam neste processo (para excluí-los na contagem final de espécimes naquele copo). Para a primeira xícara, registo o tempo em que a dosagem é concluída.
- Substitua os papéis de pesagem sobre os quais as amostras são colocadas para evitar a contaminação por inseticidas entre as doses.
- Repita a dosagem para cada xícara até que todos os espécimes tenham sido dosados com as concentrações adequadas de inseticidas e regise o tempo final quando todos os espécimes tiverem sido dosados.
- Forneça 10% de solução de sacarose para cada xícara através de uma bola de algodão encharcada e reserve os copos até que a mortalidade seja avaliada no dia seguinte. Armazene os mosquitos a 27 ± 1 °C com 75 ± 5% de umidade relativa5 e a fruta voa a 23 ± 1°C com 60 ± 5% de umidade relativa.
NOTA: Tenha cuidado ao apertar as bolas de algodão para evitar a sobresaturação ou subsaturação. As bolas de algodão devem estar úmidas, mas não pingando. O gotejamento de água de açúcar no copo pode levar à mortalidade dos espécimes e, assim, impactar a avaliação da mortalidade do inseticida.
6. Avaliar a mortalidade
- Recorde de mortalidade por espécimes às 24h após o início da exposição a inseticidas. Classificar os mosquitos como vivos se eles podem voar e se segurar em pé; como mortos se eles são imóveis ou ataxicos (incapazes de ficar em pé ou decolar para voar), como descrito pela OMS6. Siga a mesma avaliação de mortalidade para moscas-das-frutas 8,33.
NOTA: Para avaliar a mortalidade retardada, a mortalidade pode ser avaliada adicionalmente após 48 e 72 h com alterações diárias de água açucarada. - Após o registro da mortalidade, coloque todos os copos de espécimes em um saco contido em um congelador por pelo menos 1h para garantir que todas as amostras estejam mortas antes do descarte ou uso subsequente (por exemplo, análise molecular ou química).
7. Executar réplicas
- Repita as etapas 3-6 em um novo conjunto de espécimes, tomando o cuidado de realizar réplicas ao mesmo tempo todos os dias, pois a suscetibilidade de inseticidas pode mudar dependendo da hora do dia34.
- Assegure-se de um mínimo de 3 réplicas para cada concentração para uma estimativa precisa da dose letal que mata 50% dos espécimes (LD50). Inclua mais réplicas se um alto nível de variabilidade for observado.
- Complete a análise após a coleta de todos os dados.
8. Analisar os resultados
- Registo dados em um programa de planilha e use a chave de ID aleatória para desmascarar os dados (etapa de referência 3.4). Salve os dados como um arquivo de texto (veja os dados do exemplo no Arquivo Suplementar 3) para análise no programa estatístico R35 (ver código R exemplo no Arquivo Suplementar 4) ou outro software de escolha36.
- Dentro do programa de software, complete a seguinte análise. Consulte o Arquivo Suplementar 4 para obter um código R de exemplo.
- Calcule a dose de inseticida (ng) por massa de espécime (mg) seguindo Eq (3) abaixo:
(3) - Calcule a mortalidade e aplique a fórmula37 de Abbott para corrigir a mortalidade em relação à mortalidade observada em cada controle37. Alternativamente, use a fórmula Schneider-Orelli (1947) para corrigir a mortalidade38. Com qualquer fórmula, aplique a correção a todos os dados, independentemente da mortalidade em cada controle, como descrito anteriormente37 e implementado39, a menos que os dados de controle sejam extraordinariamente altos (ver discussão abaixo).
NOTA: A fórmula de Abbott e alternativas equivalentes, como a fórmula Schneider-Orelli, ajustam os valores de mortalidade proporcionalmente à medida da mortalidade não observada nos controles e não causarão uma diminuição da mortalidade por copos que tiveram 100% de mortalidade. Para obter mais informações, consulte as referências citadas para essas fórmulas. - Transformar dados de mortalidade corrigidos em valores de probit (unidade de probabilidade)40 e realizar regressão linear entre a dose de inseticida e os dados de mortalidade transformados. Use um teste qui-quadrado para avaliar o ajuste do modelo linear(s).
NOTA: Os valores de mortalidade de 0 (0% de mortalidade) ou 1 (100% de mortalidade) são retirados dos dados antes de completar a transformação do próbit. Isso é necessário devido à natureza da transformação do próbit. Como tal, os dados gráficos não incluirão controles positivos ou negativos ou quaisquer outros dados que resultaram em mortalidade de 0% ou 100% (após a aplicação da correção de Abbott). - Calcular os intervalos de confiança deLD 50 e 95% (CIs) por cepa, população e/ou sexo após métodos publicados anteriormente 39,41,42.
- NOTA: Se os 95% de CIs de duas cepas não se sobreporem, as cepas têm respostas de dose significativamente diferentes.
- Se aplicável, calcule as razões de resistência (RRs) dividindo o LD50 da tensão de juros pelo LD50 da cepa de referência/controle.
- Calcule a dose de inseticida (ng) por massa de espécime (mg) seguindo Eq (3) abaixo:
(3)
Figura 1: Diagrama do protocolo de ensaio de aplicação atual. O protocolo de ensaio de aplicação tópica começa com (A) triagem de espécimes no gelo, seguido por (B) amostras de pesagem em escala analítica, (C) amostras de dosagem com solução de inseticida(s) e (D) período de espera de 24 horas pós exposição a inseticidas com acesso a 10% de solução de sacarose ad libitum (através de uma bola de algodão encharcada), seguida de avaliação de mortalidade. As setas vermelhas indicam o local de aplicação de inseticida alvo para mosquitos (esquerda) e moscas frutíferas (direita). Note que a imagem não é para escalar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Representative Results
Estes resultados representativos apresentam duas cepas diferentes de Ae. aegypti, Rockefeller (ROCK), e uma cepa de campo isolada da Flórida com mutações conhecidas de resistência ao knockdown F1534C e V1016I (genótipo IICC). Além disso, drosophila melanogaster (cepa Canton: S) é destaque.
As figuras 2 e figura 3 ilustram a resposta da dose de cada organismo por cepa e sexo testados seguindo o protocolo acima. Como não foram observadas diferenças entre as curvas dose-resposta dos mosquitos machos e fêmeas dentro de cada cepa (t = 1,70, p = 0,098 para ROCHA e t = 0,64, p = 0,527 para IICC), foram agrupados dados de ambos os sexos dentro de cada cepa de mosquito. Os LD50 relativizados em massa para ROCK e IICC são de 0,008 ng/mg (IC 95%: 0-0,104) e 0,336 ng/mg (IC 95%: 0,235-0,438), respectivamente. Os 95% de CIs desses valores não se sobrepõem, indicando respostas de dose significativamente diferentes das cepas. A RR da cepa IICC (em relação à cepa ROCK) é de 41,7, que segundo a OMS, é considerada altamente resistente5. Para as moscas de frutas Canton-S, o LD50 relativizado em massa é de 0,213 ng/mg (IC 95%: 0-0,490).
Figura 2: Dados representativos de mosquitos utilizando bioensaio de aplicação tópica. Dados representativos de dose-resposta do bioensaio de aplicação tópica seguindo o protocolo acima utilizando deltametrina e mosquitos: (A) fêmea Ae. aegypti ROCK (n = 880) e IICC (n = 550) cepas, (B) variedades macho Ae. aegypti ROCK (n = 880) e IICC (n = 569). As concentrações de teste de deltametrina variaram de 0,00075 ng/μL a 9,68705 ng/μL, e a dose de deltametrina aplicada (ng) por massa média de mosquito (mg) é refletida no eixo x. A mortalidade é mostrada como proporção no eixo y. A linha preta através de cada cluster de ponto de dados representa a tensão e a regressão linear específica do sexo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Dados representativos de moscas-das-frutas usando bioensaio de aplicação tópica. Dados representativos de dose-resposta do bioensaio de aplicação tópica seguindo o protocolo acima usando deltametrina e moscas de frutas: cepa D. melanogaster Canton-S (n = 1014). As concentrações de teste de deltametrina variaram de 0,00499 a 5,02876 ng/μL, e a dose de deltametrina aplicada (ng) por massa média de mosca de fruta (mg) é refletida no eixo x. A mortalidade é mostrada como proporção no eixo y. A linha preta representa a regressão linear. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura suplementar S1: Tenda de manuseio de insetos benchtop. A tenda de manuseio de insetos benchtop é usada para facilitar a captura de mosquitos ou moscas durante o ensaio de aplicação atual. Estrutura é fechada em A e aberta em B. Esta estrutura foi construída com tubo de PVC e tecido de malha fina. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Figura Suplementar S2: Unidade aplicadora de seringa e repetidor. Unidade aplicadora de seringa e repetidor usada para dosar insetos. As peças principais incluem agulha 1), 2) cano de seringa, 3) êmbolo, 4) repetidor e 5) botão repetidor. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo suplementar 1: script de randomização: Script de randomização para criar rótulos não tendenciosos para todas as xícaras de cada experimento. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo Suplementar 2: Folha de pontuação de mortalidade: Folha de pontuação de mortalidade para auxiliar na avaliação da mortalidade. A folha também inclui locais para registrar todas as outras informações importantes para registrar, como referenciado no protocolo, como o início e o fim da aplicação de inseticida. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo suplementar 3: Exemplos de dados de mortalidade: Exemplo arquivo de dados usado para criar Figura 2. As descrições de títulos da coluna são as seguintes: "id" = código de identificação de cada ponto de dados; "espécies" = nome da espécie (por exemplo, Aedes aegypti); "inseticida" = nome do inseticida topicamente aplicado (por exemplo, Deltametrina); "cepa" = nome da cepa de mosquito (por exemplo, ROCK); "data" = aplicação atual da data de início; "sexo" = sexo de mosquitos; "idade" = idade dos mosquitos (jovem = 3-5 dias de idade; velho = 4 semanas de idade); "total.mosq" = número total de mosquitos pesados em lote; "peso" = peso (mg) de todos os mosquitos dentro do lote; "concentração" = concentração de inseticida (μg/mL); "seringa" = volume de gotícula (mL) de seringa; "dose" = quantidade de ingrediente ativo de inseticida aplicado a cada mosquito (ng); "total" = número de mosquitos em cada xícara; "morto" = número de mosquitos mortos em cada xícara. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo suplementar 4: Código de análise R: Exemplo R código que pode ser usado para completar a análise Probit (conforme descrito na etapa 8 do protocolo). Os resultados representativos (acessíveis através do arquivo de dados de exemplo suplementar) podem ser usados com este código R. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Discussion
Este artigo apresenta um protocolo adaptado para o ensaio de aplicação tópica para mosquitos e moscas-das-frutas. Este procedimento poderia ser facilmente adaptado para ser utilizado no campo e com outros organismos, pois requer equipamentos especializados mínimos. Abordados abaixo estão as etapas críticas deste protocolo, modificações potenciais, aconselhamento de solução de problemas, limitações do método e significância deste método.
Passos críticos no protocolo: Existem três etapas críticas no protocolo que, se concluídas incorretamente, podem impactar drasticamente os resultados do bioensaio: precisão de concentração de inseticidas, knockdown de amostras e avaliação da mortalidade.
Precisão de concentração de inseticidas:
É extremamente importante ter soluções precisas de inseticidas para obter curvas de dose-resposta replicáveis e resultados significativos. A abordagem volumosa para a preparação da solução de inseticidas é mais comum dentro da literatura tanto para o bioensaio de garrafas CDC7 quanto para aplicações tópicas 13,14,43. No entanto, a abordagem gravimétrica descrita aqui é inerentemente mais precisa devido à consideração da temperatura através da inclusão da densidade (específica da temperatura), levando a uma preparação de formulação mais precisa.
Knockdown de espécimes:
Derrubar os espécimes é um componente crítico deste método e permite a administração precisa das medidas de inseticida e de peso. No entanto, derrubar organismos inevitavelmente contém o risco de estresse físico e danos, como demonstrado anteriormente30. Portanto, tenha cuidado e cuidado ao derrubar os espécimes para garantir que i) cada espécime seja derrubado por uma duração semelhante, ii) o comprimento do knockdown é mantido ao mínimo, e iii) o método de knockdown é mantido consistente em todos os espécimes. Além disso, é aconselhável testar o método knockdown separadamente, antes da aplicação de inseticidas, para garantir que o método seja bem sucedido e não induza a mortalidade por controle superior a 10%. O teste inicial pode levar mais tempo para um usuário inexperiente, levando a tempos de knockdown mais longos. Portanto, tenha cuidado ao interpretar os resultados dos primeiros ensaios.
Avaliação de mortalidade:
Avaliar a mortalidade pode ser desafiador, especialmente quando o inseticida não mata completamente, mas apenas derruba ou mutila o mosquito ou voa. Portanto, é importante estar ciente de como o inseticida impacta o organismo alvo e ter uma definição clara para organismos "mortos" (ou derrubados) antes de começar. Além disso, recomenda-se que a mesma pessoa avalie a mortalidade entre doses e réplicas para reduzir a variação.
Modificações de protocolo: Várias modificações descritas abaixo podem ser aplicadas a este protocolo para melhorar sua versatilidade e acessibilidade.
Adaptando o ensaio a insetos menores ou de maior porte:
Ao usar espécimes menores ou maiores, é aconselhável aplicar uma dose menor ou maior de inseticida, respectivamente. Como exemplo, adaptamos o protocolo do mosquito para moscas frutíferas reduzindo a dose de 0,5 μL para uma dose de 0,2 μL. Certifique-se de que o tamanho correto da seringa é escolhido para o volume de dose escolhido.
Adaptando o ensaio aos insetos de campo:
Ao usar insetos de campo, pode haver mais variação no tamanho dos insetos. Portanto, pesar os insetos em grupos menores (por exemplo, por xícara) seria recomendado em vez de como um grande grupo (por exemplo, todos os insetos usados para um experimento). Isso pode ajudar a capturar a variação potencial da suscetibilidade de inseticidas associada às diferenças na massa de insetos de campo.
Modificações do equipamento:
Tenda de manuseio de insetos: A dosagem do espécime pode ser concluída sob uma tenda de manuseio de insetos que é simplesmente construída com tubo de PVC e rede de mosquitos. Esta pode ser uma alternativa a uma sala fechada (por exemplo, inseticária) e ajudar a eliminar a contaminação potencial de inseticidas em áreas onde a criação de insetos pode ocorrer. Esta tenda de manuseio de insetos é fácil de construir e de baixo custo (~$70). Alternativamente, uma gaiola de manuseio de insetos poderia ser comprada (~$425).
Mesa de frio: Blocos de gelo ou bandejas de gelo podem ser usados para derrubar o espécime e/ou manter o espécime derrubado.
Incubadora: As incubadoras são recomendadas para a criação da amostra e a realização da amostra por 24 h após o tratamento do inseticida. Se uma incubadora não estiver disponível, ela pode ser construída. Os equipamentos necessários para a construção da incubadora incluem um recipiente isolado, umidificador, cabos de calor, umidade e controlador de temperatura, e uma luz, que deve somar um custo total de ~$170, seguindo e expandindo sobre os métodos anteriores44.
Segurando copos: Embora os copos de plástico sejam usados para classificar e segurar o espécime tratado, copos de papel forrados de cera ou recipientes de vidro seriam alternativas adequadas.
Modificação do organismo e da fase de vida:
Este método é muito adaptável para uso com outros vetores, insetos e/ou artrópodes como mosquitos Culex quinquefasciatus 32, moscas da casa32 e baratas45, bem como estágios de vida não adultos, como larvasde mosquitos 46.
Modificação de localização de aplicativo tópico:
Este método descreve a aplicação do inseticida no tórax ventral e região do abdômen para mosquitos (e o dorso para moscas frutíferas). No entanto, outros locais de aplicação podem ser usados desde que o local de exposição seja consistente. A consistência é importante porque a sensibilidade ao inseticida pode variar de acordo com o localda aplicação 32.
Conselhos de solução de problemas: Este método tem vários passos que são inicialmente desafiadores. Descritos abaixo são alguns dos problemas mais comuns que se pode encontrar.
Soluções de inseticida de vazamento/evaporação:
Inseticidas são comumente dissolvidos em acetona, um composto altamente volátil. Isso significa que a acetona evapora rapidamente à temperatura ambiente, aumentando as concentrações de inseticidas ao longo do tempo. Se as soluções de inseticida parecerem estar vazando ou evaporando, refaça as soluções, certifique-se de que a tampa do tubo está bem ligada e verifique duas vezes se os protocolos de armazenamento estão sendo seguidos corretamente (por exemplo, o parafilme está sendo usado e os tubos estão armazenados na vertical). Se o vazamento persistir, tente encher os tubos com um volume menor para permitir mais espaço para a mudança de volume que a acetona experimenta em diferentes temperaturas. Além disso, se usar acetona como solvente, certifique-se de que os tubos são classificados para armazenamento de acetona (por exemplo, plásticos FEP, TFE e PFA). Se utilizar inseticidas hidrofóbicos, armazene as soluções em frascos de vidro (como inseticidas hidrofóbicos aderem ao vidro menor que o plástico). Também é uma boa prática marcar o menisco da solução antes de armazenar para monitorar a evaporação.
Peso à deriva no microequilípmo ao pesar organismos:
Se a leitura de peso na escala estiver à deriva (subindo ou descendo lentamente), isso pode ser devido à estática. A deriva ocorre mais frequentemente quando pesam organismos em itens plásticos, pois o plástico pode facilmente conter uma carga estática. Para evitar isso, um papel de pesagem pode ser colocado sob o recipiente plástico que está sendo pesado, ou um recipiente não plástico, como o vidro, pode ser usado.
Resultados de mortalidade anormal:
Há muitas maneiras pelas quais os resultados da mortalidade podem parecer anormais, como observar alta mortalidade nos controles ou alta/baixa mortalidade em todas as doses de inseticida. Revise os seguintes casos para solucionar problemas em cada cenário.
Mortalidade de alto controle
Se houver alta mortalidade no grupo controle (10% ou mais), avalie o método de knockdown e o tempo de queda dos espécimes. Se possível, encurte o tempo para o qual os espécimes são derrubados. Outros fatores potenciais a considerar para a alta mortalidade nos controles incluem i) verificar se as configurações da incubadora estão corretas — temperaturas anormais e/ou umidade podem levar ao aumento da mortalidade. Temperatura e umidade devem ser verificadas com um data logger independente. ii) Avaliação do manuseio de insetos. Manusear insetos demais ou muito grosseiramente pode levar à alta mortalidade. iii) Verificar se não há contaminação por inseticidas na acetona 100% utilizada para tratar o grupo controle ou na instrumentação. Substitua a acetona e limpe todos os instrumentos com acetona ou etanol. Evite a contaminação substituindo frequentemente luvas, evitando derramamentos e instrumentos de limpeza. Note que no Arquivo Suplementar 3, um máximo de dois mosquitos morreram dentro dos copos de controle (somente acetona). Esse nível de mortalidade não é considerado alto (é inferior a 10%), e, portanto, não houve motivo para preocupação.
Alta mortalidade em todos os grupos expostos (mas não em grupos de controle)
Use concentrações de inseticidas mais baixas ou volumes menores de dose para testes. As doses utilizadas podem estar acima da dose mínima que não induzirá a mortalidade. Use várias diluições de 10 vezes para identificar a faixa de dose correta e descartar a contaminação. Para evitar contaminação, comece a dosar com a menor concentração e trabalhe para a maior concentração. Além disso, certifique-se de que todos os equipamentos utilizados sejam regularmente limpos com acetona e/ou etanol, as doses aplicadas à amostra são muito pequenas, e mesmo a menor contaminação cruzada pode impactar os resultados.
Baixa mortalidade em todos os grupos expostos
Use maiores concentrações de inseticidas. As doses utilizadas podem ser muito baixas para causar mortalidade na população. Para identificar a faixa de dose correta, exponha as amostras a várias doses concentradas de 10 vezes mais. Certifique-se de que as soluções de inseticida não tenham expirado ou degradadas (potencialmente devido à alta temperatura ou exposição à luz). Se as soluções expiraram ou são suspeitas de terem degradado, refaça as soluções e garanta que as condições adequadas de armazenamento sejam seguidas.
Mortalidade inconsistente entre réplicas/dias
A hora do dia em que os insetos são expostos ao inseticida pode afetar o nível de resistência expresso, especialmente para a resistência metabólica34. Repita este protocolo durante a mesma janela de tempo todos os dias para evitar o tempo do dia como uma variável potencial contribuindo para mudanças na mortalidade. Outros fatores potenciais que contribuem para a mortalidade inconsistente entre as réplicas incluem i) espécimes sendo criados diferencialmente entre experimentos. Certifique-se de que todos os espécimes são da mesma faixa etária, criados na mesma temperatura e densidades semelhantes e disponibilidade de alimentos. ii) concentrações de inseticidas degradantes ao longo do tempo ou se tornando mais concentradas devido à evaporação de acetona. Refaça as soluções e garanta condições adequadas de armazenamento. iii) Pontuação de mortalidade inconsistente. Certifique-se de que a mesma pessoa escore a mortalidade ou desenvolva um protocolo claro para ser usado consistentemente em toda a equipe. Use pontuação cega para reduzir o viés na pontuação de mortalidade.
Insetos grudados na superfície da bandeja de classificação:
A acetona reage a plásticos usados neste protocolo, como placas de Petri. O espécime provavelmente aderirá à superfície se usar acetona em placas de Petri ou superfícies plásticas similares. Esta adesão pode ser evitada forrando a bandeja de classificação com papel de pesagem ou usando uma bandeja de triagem não plástica. Além disso, a condensação na superfície do plástico na bandeja de classificação ou copos de retenção pode levar a insetos que aderirem à condensação, ou o espécime pode ser muito frio e potencialmente congelar à superfície. Ajuste o método de knockdown para reduzir a condensação, evitando que as amostras fiquem muito frias/congeladas (por exemplo, coloque papel de pesagem entre os espécimes e a bandeja de triagem de plástico).
Erros de análise r:
Uma vez coletados os dados de mortalidade, uma variedade de complicações pode ocorrer durante a análise. A razão mais comum de um código R não conseguir concluir as ações do arquivo de dados é que o formato de dados não corresponde ao código (por exemplo, títulos de coluna e/ou células vazias). Se surgirem complicações mais graves, consulte as páginas de ajuda R incorporadas ao Rstudio35.
Limitações do método de aplicação tópico acima descrito:
A absorção de inseticidas através do método de aplicação tópica não imita a exposição natural:
A aplicação atual no corpo primário não é a maneira natural de absorção de inseticidas. No campo, os insetos absorvem principalmente inseticidas através de suas pernas ao longo do tempo em que estão em contato com a superfície tratada com inseticida ou em suas asas através de pequenas partículas de aerossol47,48, em vez de uma exposição rápida na superfície ventral. No entanto, a aplicação direta de uma dose conhecida de inseticida estabelecerá com precisão uma resposta fenotípica aos inseticidas, necessária para estudos genéticos e evolutivos ou comparações de suscetibilidade de inseticidas através do espaço ou do tempo. Portanto, essa abordagem é benéfica para testar a resistência técnica, mas não medirá diretamente a resistência prática (a eficácia da ferramenta de intervenção real em um ajuste de campo15). No entanto, é importante notar que os métodos padrão atuais (por exemplo, testes de tubos da OMS e bioensasseções de garrafas CDC) também não podem capturar ou imitar a exposição de aerossol (ou seja, por embacmento) no campo.
Ensaios de aplicação tópicos só podem avaliar inseticidas de absorção de contato:
Este método destina-se a inseticidas que trabalham através do contato e absorção do inseticida e não para uso com inseticidas orais, como o ácido bórico comumente usado em iscas de açúcar tóxico atraentes49.
Significado do método:
O método de aplicação tópico expande-se em padrões bem estabelecidos para bioensaio de inseticida, calculando a dose letal (não concentração) e medindo a resistência técnica (não prática)15. Dado abaixo estão as vantagens e desvantagens deste método em relação aos ensaios de suscetibilidade de inseticida existentes.
Cálculo da dose letal:
Este método determina a dose letal do inseticida, em vez da concentração letal que os bioensatórios do CDC e da OMS usam para estabelecer a dose discriminante11. A dose letal é mais significativa porque é uma quantidade quantificada de inseticida conhecida por provocar mortalidade. Em contraste, a concentração letal não considera quanto inseticida o organismo realmente adquire. Ao utilizar o cálculo da dose letal, as diferenças entre perfis de suscetibilidade de sexo ou tamanho dependente podem ser observadas e quantificadas com mais precisão, tornando essa medida ainda mais versátil.
Resistência técnica:
Este método avalia a resistência técnica, que é a resistência medida em ambientes padronizados e controlados. Tais medidas são adequadas para a vigilância da propagação da resistência a inseticidas e ligando resistência fenotípica com marcadores potenciais15. Devido à diminuição da variação da mortalidade decorrente do bioensaio de aplicação tópica, permite uma melhor identificação de novos marcadores de resistência. No entanto, devido à exposição não natural de inseticidas ao mosquito, este ensaio não é adequado para a estimativa de eficácia de uma intervenção específica em uma população específica. Outros ensaios são necessários para medições de tal resistência prática15.
Adaptabilidade do espécime:
Este método pode ser praticado em outros artrópodes importantes, como pragas de cultura (por exemplo, besouro de batata colorado), pragas de casa (por exemplo, baratas e percevejos), ou polinizadores (por exemplo, abelhas) com alterações simples na abordagem de knockdown e/ou dose de inseticida, volume e/ou concentração (como descrito acima). A facilidade de adaptabilidade pode ajudar a analogizar a pesquisa de resistência a inseticidas em diferentes campos de pesquisa. O uso de um valor LD50 em vez de uma concentração letal que mata 50% dos espécimes (LC50) permite uma comparação precisa entre as espécies.
Custar:
Semelhante aos bioensatos de garrafas CDC e testes de tubos da OMS, os custos para executar o ensaio de aplicação tópico são mínimos (veja a Tabela de Materiais). Os equipamentos essenciais são a seringa (aproximadamente US$ 70) e o dispensador (aproximadamente US$ 100), que são reutilizáveis em ensaios.
Número de espécimes necessários:
Um mínimo de 20-25 espécimes devem ser usados por copo de ensaio de aplicação tópica. Recomenda-se um mínimo de cinco concentrações de inseticidas para serem testadas por experimento, com um mínimo de três réplicas recomendadas para o procedimento. No geral, isso resulta em um mínimo de 300-375 amostras necessárias para um teste completo, comparável ao número de amostras necessárias para realizar testes de intensidade de resistência usando testes de tubo da OMS ou bioensatos de frascos CDC. No entanto, se a variabilidade reduzida for alcançada com o bioensaio de aplicação tópica, o mesmo número de espécimes pode levar a mais poder estatístico para comparar dados de suscetibilidade através do espaço ou do tempo.
Disclosures
Os autores não declaram conflitos de interesse.
Acknowledgments
Esta pesquisa foi apoiada por um prêmio CAREER da National Science Foundation para sh sob o número de premiação 2047572. Agradecemos a Damien Rivera por sua ajuda na criação e preparação de moscas-de-frutas para o ensaio de aplicação atual, Dr. Ganetzky da Universidade de Wisconsin-Madison por compartilhar sua cepa de mosca-de-frutas Canton-S, os Centros de Controle e Prevenção de Doenças para compartilhar a cepa Rockefeller, e o Centro de Agricultura Médica agrícola e veterinária dos Estados Unidos para compartilhar a cepa isolina do IICC. A Figura 1 foi criada com BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tubes | Thomas Scientific | 20A00L068 | Acetone aliquot storage |
| 1.5 mL screw cap tubes | Thomas Scientific | 1182K23 | Insecticide dilution storage |
| 15 mL conical tubes | VWR | 339651 | Insecticide dilution storage |
| 20 mL glass scintillation vials | Fisher Scientific | 0334125D | Fruit fly weighing |
| 25 μL syringe | Fisher Scientific | 14815288 | Topical applicator |
| Acetone | Fisher Scientific | AC423240040 | ACS 99.6%, 4 L |
| Aedes aegypti (IICC strain) | USDA CMAVE | NA | Insecticide resistant |
| Aedes aegypti (Rockefeller strain) | CDC | NA | Insecticide susceptible |
| Analytical scale | Fisher Scientific | 14-557-409 | Precision up to 0.1 mg |
| Aspirator | Amazon | 6.49986E+11 | Mosquito collection device |
| Bench paper | VWR | 89126-794 | Place under workspace |
| Cotton swabs | Amazon | B092S8JVQN | Use for sorting insects |
| Cotton wool balls | Amazon | B0769MKZWT | Use for sucrose solution |
| Dispenser | Fisher Scientific | 1482225 | Repeater pipettor |
| Drosophila melanogaster (Canton-S strain) | University of Wisconsin-Madison | NA | Insecticide susceptible |
| Fine-tipped paint brushes | Amazon | B07KT2X1BK | Use for sorting insects |
| Fruit fly stock bottles | Fisher Scientific | AS355 | Use for rearing and sorting fruit flies |
| Hand-held CO2 dispenser | Fisher Scientific | NC1710679 | Use for knocking down insects |
| Holding cups | Amazon | B08DXG7V1S | Clear plastic |
| Ice pack | Amazon | B08QDWMMW5 | Use for knocking down fruit flies |
| Ice trays | Amazon | 9301085269 | Use for knocking down insects |
| Insect forceps | Amazon | B07B4767WR | Insect forceps |
| Insecticide | Sigma-Aldrich Inc | 45423-250MG | Deltamethrin |
| Labeling stickers | Amazon | B07Q4X9GWX | 3/4" Color dot stickers |
| Labeling tape | Amazon | B00X6A1GYK | White tape |
| Netting | Amazon | B07F2PHHWV | Use for covering holding cups and insect handling tent |
| Petri dishes | Fisher Scientific | FB0875712H371 | 100 mm x 15 mm |
| PVC Pipe | Lowe’s | 23971 | Insect handling tent materials |
| Rubber bands | Amazon | B00006IBRU | Use for securing mesh/net on cups |
| Sucrose | Amazon | B01J78INO0 | Granulated White Sugar |
| Weighing paper | VWR | 12578-165 | 4" x 4" |
References
- World Health Organization. Vector-borne diseases. World Health Organization. , https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/vector-borne-diseases (2020).
- World Health Organization. Global plan for insecticide resistance management in malaria vectors. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/44846 (2012).
- Liu, N. Insecticide resistance in mosquitoes: impact, mechanisms, and research directions. Annual Review of Entomology. 60 (1), 537-559 (2015).
- Hemingway, J., Ranson, H. Insecticide resistance in insect vectors of human disease. Annual Review of Entomology. 45 (1), 371-391 (2000).
- World Health Organization. Monitoring and managing insecticide resistance in Aedes mosquito populations. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/204588 (2016).
- World Health Organization. Test procedures for insecticide resistance monitoring in malaria vector mosquitoes (Second edition). World Health Organization. , http://www.who.int/malaria/publications/atoz/9789241511575/en/ (2016).
- McAllister, J. C., Scott, M. CONUS manual for evaluating insecticide resistance in mosquitoes using the CDC bottle bioassay kit. Centers for Disease Control and Prevention. , https://www.cdc.gov/zika/pdfs/CONUS-508.pdf (2020).
- Duneau, D., et al. Signatures of insecticide selection in the genome of Drosophila melanogaster. G3: Genes, Genomes, Genetics. 8 (11), 3469-3480 (2018).
- Pittendrigh, B., Reenan, R., ffrench-Constant, R. H., Ganetzky, B. Point mutations in the Drosophila sodium channel gene para associated with resistance to DDT and pyrethroid insecticides. Molecular & General Genetics: MGG. 256 (6), 602-610 (1997).
- Rinkevich, F. D., Du, Y., Dong, K. Diversity and convergence of sodium channel mutations involved in resistance to pyrethroids. Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 93-100 (2013).
- Lissenden, N., et al. Review and meta-analysis of the evidence for choosing between specific pyrethroids for programmatic purposes. Insects. 12 (9), 826 (2021).
- Owusu, H. F., Chitnis, N., Müller, P. Insecticide susceptibility of Anopheles mosquitoes changes in response to variations in the larval environment. Scientific Reports. 7 (1), 3667 (2017).
- Brito-Sierra, C. A., Kaur, J., Hill, C. A. Protocols for testing the toxicity of novel insecticidal chemistries to mosquitoes. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (144), e57768 (2019).
- Burgess, E. R., King, B. H., Geden, C. J. Oral and topical insecticide response bioassays and associated statistical analyses used commonly in veterinary and medical entomology. Journal of Insect Science. 20 (6), 1-9 (2020).
- Namias, A., Jobe, N. B., Paaijmans, K. P., Huijben, S. The need for practical insecticide-resistance guidelines to effectively inform mosquito-borne disease control programs. eLife. 10 (1), 65655 (2021).
- Zhu, X., et al. Manipulating solid forms of contact insecticides for infectious disease prevention. Journal of the American Chemical Society. 141 (1), 16858-16864 (2019).
- Dang, K., Singham, G. V., Doggett, S. L., Lilly, D. G., Lee, C. Y. Effects of different surfaces and insecticide carriers on residual insecticide bioassays against bed bugs, Cimex spp. (Hemiptera: Cimicidae). Journal of Economic Entomology. 110 (2), 558-566 (2017).
- Spielmeyer, A., Schetelig, M. F., Etang, J. High-throughput analysis of insecticides on malaria vectors using liquid chromatography tandem mass spectrometry. PLoS ONE. 14 (2), 0211064 (2019).
- Bagi, J., et al. When a discriminating dose assay is not enough: measuring the intensity of insecticide resistance in malaria vectors. Malaria Journal. 14 (1), 210 (2015).
- Pridgeon, J. W., Becnel, J. J., Clark, G. G., Linthicum, K. J. Permethrin induces overexpression of multiple genes in Aedes aegypti. Journal of Medical Entomology. 46 (3), 1-8 (2009).
- World Health Organization. Guidelines for efficacy testing of insecticides for indoor and outdoor ground-applied space spray applications. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/70070 (2009).
- Estep, A. S., et al. Quantification of permethrin resistance and kdr alleles in Florida strains of Aedes aegypti (L.) and Aedes albopictus (Skuse). PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (10), 0006544 (2018).
- Waits, C. M., et al. A comparative analysis of resistance testing methods in Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) from St. Johns County, Florida. Florida Entomologist. 100 (3), 571-577 (2017).
- Kostromytska, O. S., Wu, S., Koppenhöfer, A. M. Diagnostic dose assays for the detection and monitoring of resistance in adults from Listronotus maculicollis (Coleoptera: Curculionidae) populations. Journal of Economic Entomology. 111 (5), 2329-2339 (2018).
- Aktar, W., Sengupta, D., Chowdhury, A. Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdisciplinary Toxicology. 2 (1), 1-12 (2009).
- Maïga, H., et al. Guidelines for routine colony maintenance of Aedes mosquito species. IAEA Physical and Chemical Sciences. , http://www-naweb.iaea.org/nafa/ipc/public/guidelines-for-routine-colony-maintenance-of-Aedes-mosquito-species-v1.0.pdf (2017).
- Gjullin, C. M., Hegarty, C. P., Bollen, W. B. The necessity of a low oxygen concentration for the hatching of aedes mosquito eggs. Journal of Cellular Physiology. 17 (2), 193-202 (1941).
- Stocker, H., Gallant, P. Getting started: an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420 (1), 27-44 (2008).
- Jass, A., Yerushalmi, G. Y., Davis, H. E., Donini, A., MacMillan, H. A. An impressive capacity for cold tolerance plasticity protects against ionoregulatory collapse in the disease vector Aedes aegypti. Journal of Experimental Biology. 222 (1), 214056 (2019).
- Bartholomew, N. R., Burdett, J. M., Vandenbrooks, J. M., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Scientific Reports. 5 (1), 15298 (2015).
- Jung, Y., Kennedy, A., Chiu, H., Mohammad, F., Claridge-Chang, A., Anderson, D. J. Neurons that function within an integrator to promote a persistent behavioral state in Drosophila. Neuron. 105 (2), 322-333 (2020).
- Aldridge, R. L., Kaufman, P. E., Bloomquist, J. R., Gezan, S. A., Linthicum, K. J. Impact of topical application site on the efficacy of permethrin and malathion to Culex quinquefasciatus. Journal of the American Mosquito Control Association. 32 (4), 300-307 (2016).
- Rinkevich, F. D., et al. Distinct roles of the DmNav and DSC1 channels in the action of DDT and pyrethroids. Neuro Toxicology. 47 (1), 99-106 (2015).
- Balmert, N. J., Rund, S. S. C., Ghazi, J. P., Zhou, P., Duffield, G. E. Time-of-day specific changes in metabolic detoxification and insecticide resistance in the malaria mosquito Anopheles gambiae. Journal of Insect Physiology. 64 (1), 30-39 (2014).
- R Core Team. R: a language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. R Core Team. , https://www.r-project.org/ (2021).
- Ritz, C., Baty, F., Streibig, J. C., Gerhard, D. Dose-response analysis using R. PLoS ONE. 10 (12), 0146021 (2015).
- Abbott, W. S. A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of the American Mosquito Control Association. 3 (2), 302-303 (1987).
- Ravichandran, S. Data analysis through SAS with special emphasis on Probit analysis. National Academy of Agricultural Research Management (NAARM). , https://naarm.org.in/VirtualLearning/vic/e-chapters/Probit_Analysis-ravichandran.pdf (2021).
- Smith, L. B., et al. CYP-mediated resistance and cross-resistance to pyrethroids and organophosphates in Aedes aegypti in the presence and absence of kdr. Pesticide Biochemistry and Physiology. 160 (1), 119-126 (2019).
- Finney, D. J. Probit Analysis. , Cambridge University Press. Cambridge, England. (1971).
- Silva, J. J., Kouam, C. N., Scott, J. G. Levels of cross-resistance to pyrethroids conferred by the Vssc knockdown resistance allele 410L+1016I+1534C in Aedes aegypti. PLOS Neglected Tropical Diseases. 15 (7), 0009549 (2021).
- Fan, Y., Scott, J. G. The F1534C voltage-sensitive sodium channel mutation confers 7- to 16-fold resistance to pyrethroid insecticides in Aedes aegypti. Pest Management Science. 76 (1), 2251-2259 (2020).
- Miller, A. L. E., Tindall, K., Leonard, B. R. Bioassays for monitoring insecticide resistance. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (46), e2129 (2010).
- Glunt, K. D., et al. Long-lasting insecticidal nets no longer effectively kill the highly resistant Anopheles funestus of southern Mozambique. Malaria Journal. 14 (1), 298 (2015).
- ffrench-Constant, R. H., Roush, R. T. Resistance detection and documentation: the relative roles of pesticidal and biochemical assays. Pesticide Resistance in Arthropods. Roush, R. T., Tabashnik, B. E. , Springer. Boston, MA. (1990).
- Akdag, K., et al. Synthesis and larvicidal and adult topical activity of some hydrazide-hydrazone derivatives against Aedes aegypti. Marmara Pharmaceutical Journal. 18 (1), 120-125 (2014).
- Richards, S. L., Byrd, B. D., Reiskind, M. H., White, A. V. Assessing insecticide resistance in adult mosquitoes: perspectives on current methods. Environmental Health Insights. 14 (1), (2020).
- Cooperband, M., Golden, F., Clark, G., Jany, W., Allan, S. Prallethrin-induced excitation increases contact between sprayed ultra-low volume droplets and flying mosquitoes (Diptera: Culicidae) in a wind tunnel. Journal of Medical Entomology. 47 (1), 1099-1106 (2010).
- Barbosa, D. S., Rodrigues, M. M. S., Silva, A. A. E. Evaluation of attractive toxic sugar baits (ATSB) against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in laboratory. Tropical Biomedicine. 36 (2), 578-586 (2019).
