Summary
Dieses Protokoll beschreibt ein konfokales Bildgebungsverfahren zum Nachweis von drei Fusionsmodi in rindischen Nebennierenchromaffinzellen. Diese Fusionsmodi umfassen 1) Close-Fusion (auch Kiss-and-Run genannt), bei der sich die Fusionspore öffnet und schließt, 2) Stay-Fusion, bei der die Fusionspore geöffnet und die geöffnete Pore erhalten bleibt, und 3) Shrink-Fusion, einschließlich der Schrumpfung der fusionierten Vesikel.
Abstract
Dynamische Fusionsporenöffnung und -verschluss vermitteln Exozytose und Endozytose und bestimmen deren Kinetik. Hier wird detailliert demonstriert, wie die konfokale Mikroskopie in Kombination mit der Patch-Clamp-Aufzeichnung eingesetzt wurde, um drei Fusionsmodi in Primärkultur-Rindernebennieren-Chromaffinzellen nachzuweisen. Die drei Fusionsmodi umfassen 1) Close-Fusion (auch Kiss-and-Run genannt) mit Fusionsporenöffnung und -verschluss, 2) Stay-Fusion, bei der die Fusionspore geöffnet und die geöffnete Pore erhalten bleibt, und 3) Shrink-Fusion, bei der das fusionserzeugte Ω-Form-Profil geschrumpft wird, bis es vollständig an der Plasmamembran verschmilzt.
Um diese Fusionsmodi nachzuweisen, wurde die Plasmamembran durch Überexpression von mNeonGreen markiert, das mit der PH-Domäne der Phospholipase C δ (PH-mNG) verbunden ist, die an Phosphatidylinositol-4,5-bisphosphat (PtdIns(4,5)P2) an der Zytosol-zugewandten Packungsbeilage der Plasmamembran bindet; Vesikel wurden mit dem fluoreszierenden falschen Neurotransmitter FFN511 beladen, um die Freisetzung von vesikulärem Inhalt nachzuweisen; und Atto 655 wurde in die Badlösung aufgenommen, um einen Fusionsporenverschluss zu erkennen. Diese drei fluoreszierenden Sonden wurden gleichzeitig mit ~ 20-90 ms pro Bild in lebenden Chromaffinzellen abgebildet, um die Öffnung der Fusionsporen, die Freisetzung von Inhalten, den Fusionsporenverschluss und die Änderung der Fusionsvesikelgröße zu erkennen. Die Analysemethode wird beschrieben, um drei Fusionsmodi von diesen Fluoreszenzmessungen zu unterscheiden. Das hier beschriebene Verfahren kann prinzipiell auf viele sekretorische Zellen jenseits von Chromaffinzellen angewendet werden.
Introduction
Die Membranfusion vermittelt viele biologische Funktionen, einschließlich synaptischer Übertragung, Blutzuckerhomöostase, Immunantwort und viralem Eintritt 1,2,3. Exozytose, bei der die Vesikelfusion an der Plasmamembran stattfindet, setzt Neurotransmitter und Hormone frei, um viele wichtige Funktionen wie neuronale Netzwerkaktivitäten zu erreichen. Fusion öffnet eine Pore, um vesikulären Inhalt freizusetzen, wonach sich die Pore schließen kann, um das fusionierende Vesikel zu erhalten, das als Kiss-and-Run 1,4 bezeichnet wird. Sowohl irreversible als auch reversible Fusionsporenöffnung können mit zellgebundenen Kapazitätsaufzeichnungen in Kombination mit Fusionsporenleitfähigkeitsaufzeichnungen der Einzelvesikelfusion gemessen werden.
Dies wird oft so interpretiert, dass es die vollständige Kollapsfusion widerspiegelt, bei der die Fusion bis zur Abflachung des Schmelzvesikels dilatiert wird, und Kiss-and-Run, bei dem die Fusionsporen geöffnet und geschlossen werden, bzw. 5,6,7,8,9,10,11,12,13 . Jüngste konfokale und stimulierte Emissionsdepletionsstudien (STED) in chromaffinen Zellen beobachteten direkt die Öffnung und den Verschluss der Fusionsporen (Kiss-and-Run, auch Close-Fusion genannt), die Fusionsporenöffnung, die lange Zeit eine Ω-Form mit einer offenen Pore beibehält, die als Stay-Fusion bezeichnet wird, und das Schrumpfen des Fusionsvesikels, bis es vollständig mit der Plasmamembran verschmilzt, die die vollständige Kollapsfusion für die Verschmelzung von Fusionsvesikeln mit der Plasmamembran4 ersetzt. 8,14,15,16,17.
In Neuronen wurde die Öffnung und der Verschluss der Fusionsporen mit Bildgebung nachgewiesen, die die Freisetzung von Quantenpunkten zeigt, die in Vesikeln vorgeladen sind, die größer als die Fusionspore sind, und mit Fusionsporenleitfähigkeitsmessungen an der Freisetzungsfläche von Nerventerminals 5,18,19. Nebennierenchromaffinzellen werden häufig als Modell für die Untersuchung von Exo- und Endozytoseverwendet 20,21. Obwohl Chromaffinzellen große Vesikel mit dichtem Kern enthalten, während Synapsen kleine synaptische Vesikel enthalten, sind die Exozytose- und Endozytoseproteine in chromaffinen Zellen und Synapsen ziemlich analog 10,11,12,20,21,22,23.
Hier wird ein Verfahren beschrieben, um diese drei Fusionsmodi mit einem konfokalen Bildgebungsverfahren in Kombination mit Elektrophysiologie in Rindernebennieren-Chromaffinzellen zu messen (Abbildung 1). Diese Methode beinhaltet das Laden von fluoreszierenden falschen Neurotransmittern (FFN511) in Vesikel, um Exozytose zu erkennen; Zugabe von Atto 655 (A655) in der Badlösung, um das fusionserzeugte Ω-Form-Profil zu füllen, und Markierung der Plasmamembran mit der PH-Domäne der Phospholipase C δ (PH), die an PtdIns(4,5)P2 an der Plasmamembran 8,15,24 bindet. Die Dynamik der Fusionsporen kann durch Änderungen verschiedener Fluoreszenzintensitäten nachgewiesen werden. Obwohl für Chromaffinzellen beschrieben, kann das hier beschriebene Prinzip dieser Methode weit über Chromaffinzellen hinaus auf viele sekretorische Zellen angewendet werden.
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Protocol
HINWEIS: Das Tierverwendungsverfahren entsprach den NIH-Richtlinien und wurde vom NIH Animal Care and Use Committee genehmigt.
1. Rinderchromaffin-Zellkultur
- Bereiten Sie Lockes Lösung (Tabelle 1) und Autoklavwerkzeuge 1 Tag vor der Chromaffin-Zellkultur vor.
- Erhalten Sie am Kulturtag Rindernebennieren von einem lokalen Schlachthof und halten Sie sie vor der Dissektion in eiskalte Locke-Lösung getaucht.
HINWEIS: Nebennieren sind von 21-27 Monate alte, gesunde, schwarze Angus beiderlei Geschlechts (hauptsächlich männlich) mit einem Körpergewicht von etwa 1.400 Pfund (~ 635 kg). - Vor der Dissektion werden 30 ml (für 3 Nebennieren) frische Enzymlösung mit Kollagenase P, Trypsininhibitor und Rinderserumalbumin (Tabelle 1) hergestellt und bei Raumtemperatur aufbewahrt.
- Wählen Sie 3 intakte Drüsen ohne Schnitte oder Blutungen an der Oberfläche und entfernen Sie das Fettgewebe mit einer Schere (Abbildung 1A). Waschen Sie die Drüsen durch Durchblutung mit Lockes Lösung, bis kein Blut mehr herauskommt. Um dies zu erreichen, blähen Sie die Drüse durch die Nebennierenvene auf (Abbildung 1B) mit einer 30-ml-Spritze, die mit einem 0,22-μm-Filter verbunden ist, so oft wie nötig25.
HINWEIS: Ungefähr 150 ml Lockes Lösung werden normalerweise benötigt, um 3 Drüsen zu waschen. - Zur Verdauung injizieren Sie die Enzymlösung durch die Nebennierenvene mit einer 30-ml-Spritze, die mit einem 0,22-μm-Filter verbunden ist, bis die Drüse anschwillt. Dann lassen Sie die Drüsen bei 37 ° C für 10 Minuten. Noch einmal injizieren und die Drüsen weitere 10 min bei 37 °C stehen lassen.
HINWEIS: Ungefähr 30 ml Enzymlösung werden benötigt, um 3 Drüsen zu verdauen. - Nach der Verdauung schneiden Sie die Drüse längs von der Vene bis zum anderen Ende mit einer Schere, um die Drüse zu entfalten (Abbildung 1C). Isolieren Sie die Medullae, indem Sie die weiße Medulla in eine 10 cm große Petrischale mit Lockes Lösung zünden.
HINWEIS: Der Vergleich des Inneren der Drüse vor und nach der Verdauung ist in Abbildung 1C dargestellt. Die Details der Verdauung und der Medullae-Isolierung werden zuvorberichtet 23,25. - Schneiden und zerkleinern Sie das Markbild mit einer Schere in kleine Stücke (Abbildung 1D). Filtern Sie die Medulla-Suspension mit einem 80-100 μm Nylonnetz in ein Becherglas. Dann das Filtrat zur Zentrifugation bei 48 × g, Raumtemperatur, für 3 min mit einer Verzögerung von 3 min in ein 50 ml konisches Röhrchen geben.
HINWEIS: Das Hacken der Medullae dauert normalerweise ~ 10 min. Um eine gute Ausbeute an Zellen zu erhalten, müssen die gehackten Stücke sehr klein sein, bis sie nicht aufgepeppt werden können. - Entfernen Sie nach der Zentrifugation den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet mit Lockes Lösung durch Pipettieren. Filtern Sie die Zellsuspension mit einem 80-100 μm Sieb und zentrifugieren Sie bei 48 x g, Raumtemperatur, für 3 min mit einer Verzögerung von 3.
- Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet mit 30 ml Kulturmedium (Tabelle 1). Bestimmen Sie die Zellzahl mit Hämacytometer-Zählkammern25.
2. Transfektion mit Elektroporation
- Übertragen Sie 2,8 ×10 6 Zellen in eine 15-ml-Röhre. Pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation bei 48 × g für 2 min mit einer Verzögerung von 3. Geben Sie 100 μL Transfektionspuffer (siehe Materialtabelle), den der Hersteller dem Zellpellet zur Verfügung stellt, und fügen Sie dann 2 μg des PH-mNG-Plasmids hinzu.
HINWEIS: Das PH-mNG-Plasmid wurde durch Ersetzen des Enhanced Green Fluorescent Protein (EGFP) durch mNG in PH-EGFP15 erzeugt (siehe Materialtabelle). - Mischen Sie die Suspension vorsichtig, indem Sie die Lösung nach oben und unten pipettieren, und übertragen Sie die Mischung unverzüglich in eine Elektroporationsküvette (Abbildung 1E). Übertragen Sie die Küvette sofort auf den Elektroporator (siehe Materialverzeichnis), wählen Sie das O-005-Programm in der Bildschirmliste aus und drücken Sie die Eingabetaste , um die Elektroporation durchzuführen.
HINWEIS: Bereiten Sie die Zellsuspension für die Transfektion in einer Zellkulturhaube vor. Während des Mischschritts keine Luftblasen in die Suspension einbringen. Fahren Sie ohne Verzögerung mit dem nächsten Schritt fort. - Nach der Elektroporation sofort 1,8 ml Medium in die Küvette geben und vorsichtig mit einem Mikropipettor mischen, der mit einer sterilen Spitze ausgestattet ist. Fügen Sie dann 300 μL der Suspension der elektropolierten Zellen auf das Deckglas (siehe Materialtabelle) in jede Schale und plattieren Sie insgesamt 5-6 Schalen für eine Elektroporationsreaktion.
- Das Geschirr vorsichtig für 30 min in einen befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 9% CO 2 geben und nach 30 min vorsichtig2 ml vorerwärmtes Medium zu jedem Gericht geben.
- Halten Sie die transfizierten Zellen im befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 9% CO 2 für2-3 Tage vor dem Experiment.
HINWEIS: Die kultivierten Zellen halten eine Woche lang. Es ist am besten, kultivierte Zellen an den Tagen 2-3 zu verwenden.
3. Vorbereitung für Patch-Clamp-Recording und konfokale Bildgebung
HINWEIS: Dieses Protokoll wurde mit einem konfokalen Laserscanning-Mikroskop und einem Patch-Clamp-Verstärker mit Spannungs-Clamp-Aufzeichnung zusammen mit einem Lock-in-Verstärker für die Kapazitätsaufzeichnung durchgeführt. Eine konfokale Bildgebung der XY-Ebene an einer festen Z-Ebene (XY/Zfixed scanning) wurde verwendet, um alle drei fluoreszierenden Signale gleichzeitig abzubilden. Die Z-Ebene wurde auf den Zellboden fokussiert, wo die Plasmamembran an den Deckgläsern haftete.
- Beobachten Sie am Tag des Patch-Clamp- und Imaging-Experiments die Zellen unter einem Fluoreszenzmikroskop. Verwenden Sie Hellfeld, um sicherzustellen, dass die Zellkultur nicht kontaminiert ist (Abbildung 1F), und Epifluoreszenz, um die korrekte Expression des fluoreszierend markierten Proteins zu überprüfen.
HINWEIS: Zum Beispiel wird PH-mNG an der Plasmamembran von ~ 20-30% der Zellen exprimiert. - Bereiten Sie Patchpipetten aus Borosilikatglaskapillaren vor. Ziehen Sie dazu die Pipetten mit einem Pipettenzieher, beschichten Sie ihre Spitzen mit flüssigem Wachs und polieren Sie sie mit einer Mikroschmiede (siehe Materialtabelle).
- Schalten Sie den Patch-Clamp-Aufnahmeverstärker ein und starten Sie die Patch-Clamp-Aufnahmesoftware (siehe Materialtabelle). Stellen Sie die entsprechenden Parameter für die Calciumstrom- und Kapazitätserfassung in der Software ein (siehe Materialtabelle).
- Stellen Sie ein Aufzeichnungsprotokoll von insgesamt 60 s Dauer ein, wobei die Stimulation bei 10 s beginnt.
- Stellen Sie das Haltepotential für die Spannungsklemmaufzeichnung auf -80 mV ein. Stellen Sie eine 1 s Depolarisation von -80 mV auf 10 mV als Stimulus ein, um Kalziumeinstrom und Kapazitätssprung zu induzieren.
- Stellen Sie für Kapazitätsmessungen die Frequenz des sinusförmigen Reizes auf einen Bereich von 1.000-1.500 Hz mit einer Spitzenspannung von nicht mehr als 50 mV ein.
- Speichern Sie das Protokoll und erstellen Sie eine neue Datei für die Aufzeichnung.
- Schalten Sie das konfokale Mikroskopsystem ein und stellen Sie die entsprechenden Parameter in der Software ein (siehe Materialtabelle).
- Schalten Sie die Laser ein, einschließlich 458 nm, 514 nm und 633 nm, und stellen Sie den Emissionssammelbereich für jeden Laser entsprechend jeder Fluoreszenzsonde wie folgt ein. FFN511: Anregungswellenlänge (EX), 458 nm; Emissionswellenlänge (EM), 468-500 nm. mNG: EX, 514 nm; EM, 524-560 nm A655: EX, 633 nm; EM, 650-700 nm
- Verwenden Sie sequenzielle Bildgebung für FFN511 und mNG, um Übersprechen zwischen diesen beiden Sonden zu vermeiden. Legen Sie für die Bildaufzeichnung einen Zeitraffer von 1 Minute fest (Abbildung 1G).
4. Patch-Clamp-Aufnahme und konfokale Bildgebung
- Wählen Sie eine Schale mit gutem Zellzustand und richtiger Expression und geben Sie 2 μL fluoreszierenden falschen Neurotransmitters FFN511 (10 mM Stamm, 1:1.000 Arbeitslösung) in das Medium. Stellen Sie die Schale für 20 Minuten zurück in den Inkubator. Alternativ können Sie FFN511 nach Schritt 3.2 laden und die Schritte 3.3-3.5 ausführen, während Sie warten, um Zeit zu sparen.
- Nachdem die FFN511-Beladung abgeschlossen ist, bereiten Sie die Aufnahmekammer vor und geben Sie 2 μL Fluoreszenzfarbstoff A655 in 500 μL der Badlösung (Abbildung 2A und Tabelle 1). Übertragen Sie den Deckglas mit einer Pinzette von der Schale in die Aufzeichnungskammer (siehe Materialtabelle) und fügen Sie sofort eine A655-haltige Badelösung hinzu (Abbildung 2B).
HINWEIS: Der A655 wird in -20 °C mit einer Konzentration von 10 mM gehalten und die Arbeitskonzentration beträgt 40 μM.
ACHTUNG: Tragen Sie Handschuhe, um direkten Hautkontakt mit FFN511 oder A655 zu vermeiden. - Legen Sie einen Tropfen Öl (Brechungsindex: 1,518; siehe Materialtabelle) auf das 100-fache Öltauchobjektiv (numerische Apertur = 1,4). Montieren Sie die Kammer im Mikroskop und verwenden Sie den Einstellknopf, damit das Öl einfach den Boden des Deckglases berührt, und tauchen Sie dann die geschliffene Drahtspitze in die Badlösung ein (Abbildung 2C, D).
HINWEIS: Wählen Sie ein Tauchöl, das für die Arbeit bei Raumtemperatur geeignet ist. Ein Wechsel zwischen der Linse mit niedriger und hoher Vergrößerung ist nicht erforderlich. Die Raumtemperatur wird während der Aufnahme um 20-22 °C gehalten. - Bringen Sie die Zellen in den Fokus und verwenden Sie Hellfeld- und konfokale Bildgebung, um eine gute Zelle mit mNG-Expression zu finden. Vergrößern Sie die ausgewählte Zelle und passen Sie sie an die Mitte der Ansicht an, um leere Bereiche zu minimieren.
HINWEIS: Die schematische Zeichnung der Fluoreszenzmarkierung ist in Abbildung 3A dargestellt. Eine gute Zelle hat normalerweise eine glatte Membran und eine saubere Kante (Abbildung 3B). Bei Epifluoreszenz oder konfokaler Bildgebung scheint eine gute Zelle einen großen und flachen Boden mit heller mNG-Expression zu haben (Abbildung 3C).
Die Pixelgröße beträgt ~50 nm, in einem Bereich von ~40-80 nm je nach Zellgröße und Zoomfaktor. - Richten Sie Parameter für die konfokale Bildgebung der XY-Ebene bei einer festen Z-Ebene (XY/ZFixed Scanning) von FFN511, PH-mNG und A655 mit einem minimierten Zeitintervall ein. Stellen Sie den Fokus mit dem Feinjustierknopf auf die Unterseite der Zelle ein.
HINWEIS: PH-mNG signalisiert die Kontur der Zellplasmamembran am konfokalen XY-Ebenenquerschnitt (außer dem Zellboden). In der Nähe des Zellmembranbodens können A655-Flecken beobachtet werden, die Ω-förmige oder B-förmige Membraninvaginationen widerspiegeln. Wenn die Z-fokale Ebene niedriger ist als der Zellboden, wird die Intensität der gesamten Fluoreszenz schwächer. - Stellen Sie die Anregungslaserleistung in der Software ein, um eine Einstellung zu finden, um das beste Signal-Rausch-Verhältnis zu erhalten und eine signifikante Fluoreszenzbleiche zu vermeiden. Beginnen Sie dazu mit einem anfänglichen Testwert von 2,5 mW Leistung für FFN511 angeregt bei 458 nm und 1 mW für mNG angeregt bei 514 nm. Für A655, der mit einem HeNe-Laser bei 633 nm angeregt wird, verwenden Sie eine hohe Laserleistung, ~ 12-15 mW (dh 70% -80% des Maximums), die bei kontinuierlicher Anregung alle fluoreszierenden A655 in einem Ω-förmigen Profil bleichen kann, wenn seine Pore geschlossen ist.
HINWEIS: Wenn die Laserleistung zu hoch ist, wird die PH-mNG- und FFN511-Fluoreszenz schnell gebleicht. Wenn die Laserleistung zu niedrig ist, sind die Signale zu schwach oder verrauscht, um analysiert zu werden. - 9 μL interne Lösung (Tabelle 1) in eine Patchpipette geben und die Pipette an der Halterung in der Patch-Clamp-Verstärkerstufe befestigen (siehe Materialtabelle).
- Wenden Sie mit einer Spritze eine kleine Menge Überdruck an und bewegen Sie die Pipettenspitze, um die Badelösung mit einem Mikromanipulator zu berühren. Stellen Sie sicher, dass der Verstärker anzeigt, dass der Pipettenwiderstand ~ 2-4 MΩ mit einem Spannungsimpulstest beträgt. Drücken Sie LJ/Auto, um die Flüssigkeitsverbindung abzubrechen.
- Bewegen Sie die Pipette mit dem Mikromanipulator in Richtung der ausgewählten Zelle. Um einen zellgebundenen Modus zu bilden, bewegen Sie die Pipettenspitze, um die Zelle zu berühren (der Widerstand nimmt zu); Unterdruck sanft mit der Spritze ausüben (Widerstand erhöht sich auf mehr als 1 GΩ), Ändern Sie das Haltepotential von 0 auf -80 mV.
- Sobald der Widerstand 1 GΩ überschritten hat, warten Sie ~ 30 s, bis sich die Konfiguration stabilisiert hat. Drücken Sie C-fast/Auto, um die schnelle Kapazität zu kompensieren.
- Um einen Ganzzellenmodus zu bilden, wenden Sie einen gepulsten kurzen, aber starken Unterdruck mit der Spritze an, um die Membran zu reißen (die Form des Stromimpulses ändert sich mit einem geladenen und entladenen Membrankondensator). Drücken Sie C-slow/Auto, um die langsame Kapazität zu kompensieren.
- Passen Sie den Bildgebungsfokus leicht an, um sich auf den Zellboden zu konzentrieren. Starten Sie die konfokale Zeitrafferbildgebung und die Patch-Clamp-Aufzeichnung gleichzeitig, indem Sie gleichzeitig auf die Startschaltflächen in den beiden verschiedenen Softwareanwendungen klicken.
HINWEIS: Die konfokale Bildgebungssoftware macht einen Film mit einer Rate von ~ 20-90 ms / Bild. Die Patch-Clamp-Aufzeichnung umfasst den Ruhezustand für 10 s, die 1 s Depolarisationsstimulation und weitere 49 s nach der Stimulation. Die Patch-Clamp-Konfiguration ermöglicht die Aufzeichnung von Kalziumstrom, Kapazitätssprung und Zerfall, der durch die 1 s-Depolarisation von -80 bis +10 mV induziert wird (Abbildung 3D). - Sobald die Aufzeichnung abgeschlossen ist, stellen Sie sicher, dass die Daten gespeichert sind. Ändern Sie das Haltepotenzial wieder auf 0 mV. Bewegen Sie die Pipette aus der Badelösung und entsorgen Sie sie.
- Wiederholen Sie die Schritte 4.7-4.13, um eine weitere Zelle in der Schüssel aufzuzeichnen. Wechseln Sie nach 1 Stunde der Aufnahme zu einer anderen Schüssel.
HINWEIS: Nach 1 Stunde der Aufnahme nimmt die Erfolgsrate der Patch-Clamp-Aufnahme deutlich ab. Um die Effizienz der Datenerfassung zu erhöhen, wird die Aufzeichnung für nur 1 Stunde in jedem Gericht empfohlen.
5. Patch-Clamp-Datenanalyse
- Öffnen Sie die entsprechende Software (siehe Materialverzeichnis) für die Datenanalyse. Klicken Sie auf die PPT-| PULSE-Datei | laden Dateischaltflächen zum Laden der .dat Datei. Klicken Sie auf Ausführen , und vier Spuren werden automatisch in einem Diagramm dargestellt, einschließlich der Calciumstrom- und Kapazitätsspuren.
- Klicken Sie auf die Windows-| Neue Diagrammschaltflächen , wählen Sie die Pulse_1_1_1, die erste Welle in Y-Welle(n) aus und klicken Sie auf Ausführen , um das Kalziumstromdiagramm zu plotten. Klicken Sie auf die Windows-| Neue Tabellenschaltflächen , wählen Sie die Pulse_1_1_1 aus und klicken Sie auf Ausführen , um die Rohdaten des Kalziumstroms anzuzeigen, mit denen die gemittelte Spur mehrerer Zellen dargestellt werden kann.
- Zeichnen Sie ein Quadrat entsprechend im Kalziumstromdiagramm, klicken Sie mit der rechten Maustaste und erweitern Sie das Stromsignal, um die Basislinie und die Spitze des Kalziumstroms einzubeziehen. Klicken Sie auf Diagramm | Info anzeigen , um die Cursor A und B anzuzeigen und sie auf die Baseline bzw. den Peak zu verschieben. Die Diagramminformationen werden unten angezeigt und die Parameter können geschätzt werden.
- Wiederholen Sie Schritt 5.2, aber wählen Sie die Pulse_1_1_1_Cm, die zweite Welle in Y-Welle(n), um die Kapazitätsspur zu plotten. Wiederholen Sie Schritt 5.3, und platzieren Sie die A- und B-Cursor an der entsprechenden Position, um die Kapazitätsparameter wie Basislinie, Amplitude und Abklingrate zu messen.
- Kopieren Sie Rohdaten in Schritt 5.2 in eine Tabelle, berechnen Sie den Mittelwert und den Standardfehler des Mittelwerts für eine Gruppe aufgezeichneter Zellen und zeichnen Sie die gemittelten Spuren des Kalziumstroms und der Membrankapazität (Abbildung 3E) in einer geeigneten Software auf.
6. Konfokale Bilddatenanalyse
- Öffnen Sie die Rohbilddateien mit einer vom Hersteller bereitgestellten Software (siehe Materialverzeichnis).
HINWEIS: Einige andere kostenlose Programme, wie ImageJ oder Fiji, könnten für die Datenverarbeitung und Quantifizierung der in Abschnitt 4 erhaltenen Bilder verwendet werden. - Klicken Sie auf | verarbeiten ProcessTools und verwenden Sie die Tools, um gleitende Durchschnittsdateien (z. B. gleitender Durchschnitt für jeweils 4 Bilder) für jedes Zeitrafferbild zu generieren und diese Dateien zu speichern.
HINWEIS: Nach dem gleitenden Durchschnitt könnte eine entsprechende Anpassung der Helligkeit und des Hintergrunds vorgenommen werden, um die Fluoreszenzänderungen von drei Kanälen besser darzustellen, was zur Identifizierung von Fusionsereignissen beitragen kann. Überprüfen Sie die Fluoreszenzintensität in einigen Regionen ohne Fusionsereignis kann helfen, das fluoreszierende Signal von Fusionsereignissen von Hintergrundsignalen zu unterscheiden. - Klicken Sie auf die Schaltflächen | quantifizieren Tools | Stack Profile, überprüfen Sie die Zeitpunkte vor und nach der Stimulation, um Fluoreszenzänderungen in jedem Kanal zu identifizieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche Ellipse zeichnen , um die Regionen von Interesse (ROIs) für Fusionsereignisse einzukreisen. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Bild und klicken Sie auf ROIs speichern, um die ROIs zu speichern .
HINWEIS: Die Größe des ROI, der alle drei fluoreszierenden Signale abdeckt, war ähnlich wie die Vesikelgröße in Chromaffinzellen24. Für die Analyse wurden Rohdaten verwendet, während die rollierenden Mittelungsdaten, die das Signal-Rausch-Verhältnis erhöhen, zur Verfügung gestellt wurden, um die drei Signale deutlich zu zeigen. - Klicken Sie auf Projekte öffnen , um die RAW-Datei zu suchen, klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Bild und klicken Sie auf ROIs laden, um die ROI-Datei in die Rohbilddateien zu laden , um die Fluoreszenzintensitäten zu messen.
HINWEIS: Das rohe Fluoreszenzsignal wird verwendet, um Spuren verschiedener Kanäle darzustellen. Für jeden ROI wird die Baseline als die Intensität vor der Stimulation definiert, und die Intensitätsspuren können auf die Baseline normalisiert werden. - Klicken Sie | auf Extras Sortieren Sie ROIs in der Software und zeichnen Sie die Spuren für alle drei Kanäle jedes ROI. Klicken Sie auf Bericht , um die ROI-Daten, einschließlich digitaler Daten und Imaging-Traces für jeden ROI, in einem Dateiordner zu speichern.
- Identifizieren Sie ein Fusionsereignis durch die gleichzeitige Erhöhung der Intensität der PH-mNG (FPH) und A655 (F655) Spotfluoreszenz (innerhalb eines einzelnen Frames), begleitet von einer Abnahme der FFN511-Spotfluoreszenz (FFFN).
- Achten Sie auf das Auftreten von F PH und F 655, was auf die Bildung von PH-mNG / A655-Punkten aufgrund eines durch Fusion erzeugten Ω-Profils hinweist, das die Diffusion von PH-mNG aus der Plasmamembran und die anhaltende Diffusion vonA655 aus dem Bad ermöglicht.
- Achten Sie auf FFFN-Abnahme , was auf seine Freisetzung aus einem Vesikel aufgrund der Öffnung der Fusionsporen hinweist und die Möglichkeit ausschließt, dass das Aussehen von FPH und F655 von einer durch Endozytose verursachten Membraninvagination herrühren kann.
- Überprüfen Sie diefesten Zeitraffer-XY/Z-Bilder, die Fusionsereignisse auf dem Zellboden zeigen. Analysieren Sie drei Modi von Fusionsereignissen: 1) Close-Fusion, 2) Stay-Fusion und 3) Shrink-Fusion.
HINWEIS: Fusionsereignisse wurden selten vor der Depolarisation beobachtet, während Dutzende von Fusionsereignissen nach der Depolarisation beobachtet werden konnten. Nach der Fusion kann das Ω-Profil seine Pore schließen, seine offene Pore beibehalten oder schrumpfen, um mit der Plasmamembran zu verschmelzen.- Um eine enge Fusion zu identifizieren, suchen Sie nach einer Verdunkelung von F 655, da der Fusionsporenverschluss den Austausch von Bad A655 verhindert, während F PH anhält, was die fortgesetzte Umwandlung von PtdIns(4,5)P2 in PtdIns(4)P widerspiegelt, oder FPH zerfällt mit einer Verzögerung, die das Einklemmen des Vesikels widerspiegelt (Close-Fusion, Abbildung 4A,B).
- Suchen Sie nach anhaltenden FPH und F655, um die Stay-Fusion zu identifizieren (Abbildung 4C).
- Suchen Sie nach parallelen Abnahmen von FPH und F655, was auf eine Schrumpfung Ω-Profils hinweist, um die Schrumpffusion zu identifizieren (Abbildung 4D).
HINWEIS: Überprüfen Sie die ursprünglichen Imaging-Dateien, um die Imaging-Ablaufverfolgungen zu überprüfen, wenn der Ereignistyp nicht sicher ist. Die Überprüfung der Fluoreszenzintensität in einigen Regionen ohne Fusionsereignis kann helfen, das Fluoreszenzsignal von Fusionsereignissen von Hintergrundsignalen zu unterscheiden.
- Zeichnen Sie repräsentative Spuren von Intensitätsänderungen für diese drei Kanäle auf: FFN511, PH-mNG und A655. Quantifizieren Sie den Prozentsatz der verschiedenen Fusionsmodi in jeder Zelle und zeichnen Sie die Zahlen auf.
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Representative Results
Nach den in Abbildung 1 und Abbildung 2 gezeigten experimentellen Verfahren wurden chromaffine Zellen aus den Nebennieren der Rinder mit PH-mNG transfiziert, um die Plasmamembran zu markieren; A655 wurde der Badlösung hinzugefügt, um einen Fusionsporenverschluss zu erkennen; und der fluoreszierende falsche Neurotransmitter FFN511 wurde in Vesikel geladen, um die Freisetzung nachzuweisen. Als nächstes wurde die konfokale Zeitrafferbildgebung der XY-Ebene von FFN511, PH-mNG und A655 alle 20-90 ms am Zellboden (Z-fokale Ebene ~ 100-200 nm über der Zellmembran) durchgeführt. Es wurde eine Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnung und Anwendung einer 1 s Depolarisation von -80 bis +10 mV durchgeführt, um eine Exo- und Endozytose hervorzurufen (Abbildung 3A-C). Diese Depolarisation induzierte einen nach innen gerichteten Kalziumstrom, einen Kapazitätssprung, der auf Exozytose hinweist, und einen Kapazitätsabfall nach dem Sprung, der auf Endozytose hinweist (Abbildung 3D, E).
Mit derfixierten Zeitraffer-XY/Z-Bildgebung am Zellboden wurden viele einzelne Fusionsereignisse 8,24 nach der Depolarisation beobachtet (Abbildung 4A), während seltene Fusionsereignisse vor der Depolarisation beobachtet wurden. Fusionsereignisse, die durch das 1-s-Depolarisationsprotokoll induziert wurden, wurden als FFN511-Punktfluoreszenzabnahme (FFFN) identifiziert, die die FFN511-Freisetzung widerspiegelt, begleitet von F PH- und A655-Spotfluoreszenzzunahme (F655), die die PH-mNG- und A655-Diffusion von der Plasmamembran und der Badlösung in das Schmelzvesikel (das fusionserzeugteΩ-Profil) widerspiegelt15.
Nach der Fusion kann das Ω-Profil, das durch die Vesikelfusion mit der Plasmamembran erzeugt wird, 1) seine Pore schließen, was als Close-Fusion bezeichnet wird, 2) eine offene Fusionspore aufrechterhalten, die als Stay-Fusion bezeichnet wird, oder 3) schrumpfen, um mit der Plasmamembran zu verschmelzen, was als Schrumpffusion bezeichnet wird. Die enge Fusion wurde als F655-Dimmung identifiziert, während FPH mit einer Verzögerung anhielt oder abfiel (Abbildung 4B). Die Stay-Fusion wurde als anhaltendes Vorhandensein von PH-mNG- und A655-Spots nachgewiesen (Abbildung 4C). Die Schrumpffusion wurde als paralleler Zerfall von F PH und F655 nachgewiesen, begleitet von einer parallelen Größenreduktion des PH-mNG-Spots und des A655-Spots (Abbildung 4D) 8,15,16,24.
Abbildung 1: Schematische Darstellung des Versuchsprotokolls. (A, B) Rindernebennieren werden mit einer Schere getrimmt, um Fettgewebe zu entfernen (A), mit Lockes Lösung gespült und durch Nebennierenvene (B) verdaut. (C) Das Innere einer Nebenniere ohne Verdauung (links) oder nach richtiger Verdauung (rechts). (D) Nach dem Waschen und Verdauen werden die Medullen isoliert und in kleine Stücke zerkleinert, und die Chromaffinzellen werden nach dem Filtern und Zentrifugieren von den gehackten Medullen getrennt. (E) Chromaffinzellen werden elektroporatet und zur Inkubation auf Deckgläsern plattiert. (F) Überprüfen Sie an den Tagen 2-3 die Chromaffinzellen vor dem Experimentieren unter einem Mikroskop. (G) Die Zellprobe ist in die Kammer eingebettet, um die Patch-Clamp-Aufzeichnung und konfokale Bildgebung zu ermöglichen. Kalziumstrom- und Kapazitätsänderungen werden aufgezeichnet, verstärkt und auf dem Monitor angezeigt. Fluoreszenzänderungen bei der Stimulation werden erkannt und auf dem Monitor angezeigt. Maßstabsstäbe = 40 mm (A), 20 mm (B-D), 20 μm (F). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Patch-Clamp und konfokaler Aufbau . (A) Am Tag des Experimentierens werden die auf Deckgläsern gezüchteten Chromaffinzellen 20 min lang mit FFN511 inkubiert. Der Farbstoff A655 wird der Badelösung zugesetzt. (B) Chromaffinzellen auf dem Deckglas werden in eine Aufzeichnungskammer überführt, und die Badlösung mit A655 wird der Kammer zugegeben. (C) Nach Zugabe eines Tropfens Öl auf das 100x-Öltauchobjektiv wird die Kammer auf den Tisch eines invertierten konfokalen Mikroskops montiert. Die Spitze des Erdungsdrahtes ist in die Badlösung eingetaucht. Die Pipette wird nach dem Beladen mit Pipettenlösung in Position gebracht und von einem Pipettenhalter gehalten, der an einer Kopfstufe befestigt ist. Die Kopfstufe wird von einem motorisierten Mikromanipulator gesteuert. (D) Nachdem Sie eine gute Zelle gefunden haben, bewegen Sie die Pipettenspitze mit dem Mikromanipulator in die Badlösung, um mit der Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnung und konfokalen Bildgebung zu beginnen. Maßstabsstäbe = 10 mm (A), 5 mm (B). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Ganzzell-Spannungs-Clamp-Aufzeichnungen von Calciumströmen und Kapazitätsänderungen, die durch Depolarisation induziert werden. (A) Einrichten der Zeichnung von Chromaffinzellen während der Ganzzellen-Spannungsklemmaufzeichnung. Die Chromaffinzelle wird in A655-haltige Badelösung (rot) eingetaucht, und die Zellmembran und die Vesikel sind mit PH-mNG (grün) bzw. FFN511 (Cyan) markiert. Dieses Bild wurde mit Genehmigung von 24 geändert. (B) Ein repräsentatives Bild einer patchgeklemmten Chromaffinzelle, beobachtet durch Hellfeld. (C) Repräsentative Bilder von PH-mNG (grün), A655 (rot) und FFN511 (Cyan) in einer Zelle mit gutem Fokus auf den Zellfußabdruck. (D) Ein Beispiel für Calciumstrom- und Kapazitätsänderungen, die durch 1 s Depolarisation von -80 bis +10 mV induziert werden. (E) Die gemittelten Spuren von Calciumströmen (ICa) und Kapazitätsänderungen (Cm), die von 20 Chromaffinzellen gesammelt wurden. Dieses Bild wurde mit Genehmigung von 26 geändert. Maßstabsstäbe = 5 μm (B, C). Abkürzungen: ICa = Calciumstrom; cm = Kapazität; Depol = Depolarisation. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Visualisierung von Fusionsereignissen unter dem konfokalen Mikroskop. (A) Viele Fusionsflecken können mit konfokaler XY-Ebenenbildgebung von PH-mNG (grün), A655 (rot) und FFN511 (cyan) am Zellboden nachgewiesen werden. Die Fusion wurde durch eine 1 s Depolarisation von -80 bis +10 mV (Depol1s) hervorgerufen. FFN-Spots wurden veröffentlicht und nahe fusioniert (Kreise). Es werden Bilder vor (-1 s) und nach (+1 s und +10 s) Depolarisation gezeigt. (B) Ein Beispiel für eine enge Fusion. (C) Ein Beispiel für Stay-Fusion. (D) Ein Beispiel für Schrumpffusion. Dieses Bild wurde mit Genehmigung von 24 geändert. Maßstabsstäbe = 1 μm (A), 0,5 μm (B-D). Abkürzungen: Depol = Depolarisation; F = Fluoreszenzintensität. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Mittel/Lösung | Beschreibung | ||
| Lockes Lösung | 145 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 2,2 mM Na 2 HPO 4, 0,9 mM NaH2PO4,5,6 mM Glukose und 10 mM HEPES, pH 7,3, eingestellt mit NaOH | ||
| Enzymlösung | 1,5 mg/ml Kollagenase P, 0,325 mg/ml Trypsininhibitor und 5 mg/ml Rinderserumalbumin in Lockes Lösung | ||
| Nährmedium | DMEM-Medium ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum | ||
| Interne Lösung | 130 mM Cs-Glutamat, 0,5 mM Cs-EGTA, 12 mM NaCl, 30 mM HEPES, 1 mM MgCl 2, 2 mM ATP und 0,5 mM GTP, pH7,2, eingestellt mit CsOH | ||
| Badelösung | 125 mM NaCl, 10 mM Glukose, 10 mM HEPES, 5 mM CaCl 2, 1 mM MgCl2, 4,5 mM KCl und 20 mM TEA, pH 7,3, eingestellt mit NaOH | ||
Tabelle 1: Details zur Zusammensetzung von Kulturmedium und Lösungen.
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Discussion
Ein konfokales mikroskopisches Bildgebungsverfahren wird beschrieben, um die Dynamik der Fusionsporen- und Transmitterfreisetzung sowie drei Fusionsmodi, Close-Fusion, Stay-Fusion und Shrink-Fusion in bovinen Nebennieren-Chromaffin-Zellenzu erkennen 4,24. Es wird eine elektrophysiologische Methode beschrieben, um die Zelle zu depolarisieren und dadurch Exo- und Endozytose hervorzurufen. Die systematische konfokale Bildverarbeitung liefert Informationen über verschiedene Modi des Porenverhaltens für Fusions- und Spaltereignisse.
Die gleichzeitige Überwachung von Kalziumstrom- und Kapazitätsänderungen in derselben Zelle mit der Ganzzellkonfiguration liefert zusätzliche Informationen über Exo- und Endozytose, was das Verhältnis von Porenöffnung und -verschluss auf Ganzzellebene zu einem bestimmten Zeitpunkt impliziert. Diese Verfahren sind prinzipiell auf andere erregbare Zellen und nichtelektrisch erregbare Zellen in Primärkultur oder in Zelllinien mit Vesikeln von ~200-1.600 nm15 anwendbar. Zusätzlich zu den Chromaffinzellen wurde das hier beschriebene Verfahren auf eine pankreatische Betazelllinie der Ratte, INS-1-Zellen4, angewendet.
Prinzipiell kann die Methode auch auf sekretorische Zellen angewendet werden, die Vesikel kleiner als 200 nm enthalten. Da die Vesikelgröße jedoch verringert wird, kann das Signal-Rausch-Verhältnis für eine zuverlässige Detektion zu niedrig sein. Superauflösende Bildgebung anstelle von konfokaler Bildgebung kann notwendig werden. Bisher wurden die hier beschriebenen Verfahren nicht auf Synapsen angewendet, die ~40 nm synaptische Vesikel enthalten.
Die erfolgreiche Implementierung der hier beschriebenen Methode hängt entscheidend von mehreren allgemeinen Schritten ab, wie der Kulturzellqualität, der Plasmidtransfektionseffizienz und der elektrophysiologischen Aufzeichnungserfolgsrate. Erstens sind gesunde Zellen sowohl für die Patch-Clamp-Aufzeichnung als auch für die konfokale Bildgebung von entscheidender Bedeutung. Es wird nicht empfohlen, während der Kultur antibakterielle oder antimykotische Mittel zu verwenden, da diese Chemikalien die Erregbarkeit von Chromaffinzellen beeinträchtigen können. Daher sind sorgfältige Übung der sterilen Technik und die Verwendung von frisch zubereiteten Medien wichtig. Obwohl Primärkultur-Chromaffinzellen mindestens eine Woche25 in Schalen überleben können, ist es für neue Benutzer wichtig, Zellen an den Tagen 2 bis 3 für die Experimente zu verwenden. Wenn Fibroblasten allmählich wachsen, wird es schwieriger, die Ganzzell-Patch-Clamp-Konfiguration zu etablieren. Zweitens beträgt die Elektroporationseffizienz von Plasmiden in Chromaffinzellen etwa 20-30%. Die Elektroporationseffizienz muss optimiert werden, wenn sie zu niedrig ist oder die PH-mNG-Fluoreszenz zu schwach ist. Drittens wurden Zellen an ihren Böden mit einem 100-fachen Ölobjektiv abgebildet, um wesentliche Ereignisse zu erhalten, die durch Veränderungen in drei fluoreszierenden Sonden angezeigt werden: FFN511, PH-mNG und A655. Obwohl DIC bei der Einrichtung der Ganzzellenkonfiguration eine klarere Sicht als Hellfeld- oder Naked-Eye-Bilder bietet, ist jede Visualisierungstechnik, die es dem Benutzer ermöglicht, die Konfiguration einzurichten, ausreichend.
Eine angemessene Laserleistungsstärke ist entscheidend für die konfokale Bildgebung in lebenden Zellen. Da FFN511 und mNG durch hohe Laserleistung gebleicht werden können, ist es besser, vor der Visualisierung mit konfokalen Lasern nach einer guten Zelle mit Epifluoreszenz zu suchen. Für den A655 ist eine Hochleistungs-Laseranregung erforderlich, um den Farbstoff in den Vesikeln zu bleichen. Darüber hinaus ist der häufigste Grund, warum dieses Experiment nicht erfolgreich ist, ein Fehler bei der Patch-Clamp-Aufnahme. Eine saubere und polierte Pipettenspitze der richtigen Größe und die Praxis, die Ganzzellkonfiguration auf Chromaffinzellen zu erzeugen, sind Schlüsselfaktoren. Obwohl es einige Zeit und Mühe in Anspruch nehmen kann, um erfolgreich zu sein, liefern diese Experimente, sobald sie etabliert sind, umfangreiche Daten sowohl über Fusions- als auch über Spaltungsereignisse, die auf eine Öffnung und einen Verschluss der Membranporen auf einer einzigen Ereignisebene hinweisen.
Das hier beschriebene Protokoll kann mit einigen Modifikationen verwendet werden, um weitere verschiedene experimentelle Ziele zu erreichen. Unabhängig von experimentellen Zielen ist es jedoch ratsam, zuerst eine kaliumreiche Lösung (z. B. 70 mM KCl) als Stimulus zu verwenden, um die Veränderungen zu sehen, die die Membran bei der Depolarisation erfährt, um sicherzustellen, dass die Intensitätsänderungen in diesen drei Farbstoffen FFN, PH und A655 visualisiert werden können. Die Plasmamembran kann mit anderen membranbindenden Fluorophoren markiert werden, wie mCLING (membranbindende Fluorophor-Cystein-Lysin-Palmitoyl-Gruppe)4,27 oder CAAX (ein Proteinmotiv, das über die Cysteinrestisoprenylierung auf die Zytosol-Plasmamembran abzielt)4,28. A655 kann durch andere Farbstoffe mit unterschiedlichen Spektren wie Atto 532 (A532) ersetzt werden, abhängig von der Kombination fluoreszierender Moleküle, die in bestimmten Experimenten verwendetwerden 15. Neuropeptid Y kann anstelle von fluoreszierenden falschen Neurotransmitternverwendet werden 16.
FFN511 wurde in diesem Experiment bei 458 nm statt 405 nm angeregt, obwohl das maximale Anregungsspektrum von FFN511 etwa 405 nm beträgt. Eine Studie mit Kapazitätsaufzeichnung zeigte keinen signifikanten Unterschied in chromaffinen Zellen mit oder ohne PH-mNG, was darauf hindeutet, dass die Überexpression von PH-mNG die Exozytose und Endozytose nicht beeinflusst15,24. Ähnliche Prozentsätze für Fusionsereignisse wurden in Chromaffinzellen nachgewiesen, die nur mit PH-mNG und A532 oder mit FFN511 markiert waren, was zeigt, dass die Ladung von FFN511 in Chromaffinvesikel die Inhaltsfreisetzung und die verschiedenen Fusionsmodi nicht beeinflusst16. Die 1-s-Depolarisationsstimulation kann durch eine Lösung mit hohem Kaliumgehalt oder andere Depolarisationsmuster ersetzt werden. Diese Modifikationen können verwendet werden, um sich an verschiedene experimentelle Ziele anzupassen.
Trotz der Vorteile dieser leistungsstarken Methode hat sie einige Einschränkungen. Die größte Einschränkung hängt mit der beugungsbegrenzten Auflösung (~ 230 nm) der konfokalen Mikroskopie zusammen, die durch fortgeschrittenere hochauflösende Mikroskopietechnikenüberwunden werden kann 29. Der Granulatdurchmesser in Rinderchromaffinzellen beträgt ~300 nm6, was es ermöglicht, die Öffnung und den Verschluss der Membranporen innerhalb der räumlichen Auflösung der konfokalen Mikroskopie zu beobachten. Synaptische Vesikel sind jedoch ~ 30-60 nm30, was jenseits der konfokalen Auflösung liegt. Die Ausweitung dieser Lebendzellbildgebungsmessungen auf kleine synaptische Vesikel erweist sich bei der konfokalen Bildgebung als schwierig.
Live-Cell-Imaging-Verfahren mit besserer zeitlicher und/oder räumlicher Auflösung, wie STED-Mikroskopie, stochastische optische Rekonstruktionsmikroskopie (STORM), photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie (PALM), Total-Internal-Reflection-Fluoreszenzmikroskopie (TIRF) und minimale Photonenflüsse (MINFLUX) Nanoskopie wurden entwickelt und können auf diese Methodeangewendet werden 31,32,33,34 . Tatsächlich wurde die STED-Mikroskopie verwendet, um die Dynamik der Fusionsporen in chromaffinen Zellen aufzudecken. Die verschiedenen Modi von Fusionsereignissen und der vorgeformte Ω-Profil-Verschluss können durch hochauflösende Mikroskopie wie STED-Mikroskopie weiter verifiziert werden24. Weitere Einschränkungen sind Photobleichen und Zytotoxizität von fluoreszierenden Proteinen und Farbstoffen.
Diese Kombination aus Elektrophysiologie und konfokaler Mikroskopie kann weit verbreitet auf viele sekretorische Zellen angewendet werden. Die Kombination der hochauflösenden Mikroskopie mit den hier beschriebenen Methoden wäre in Zukunft ein wertvolles Werkzeug zur Messung der Fusionsporendynamik in neuronalen Schaltkreisen, sofern sich die hochauflösende Mikroskopie so weit entwickelt, dass sie die Fusionsporore an Nerventerminals auflösen kann.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Wir danken den NINDS Intramural Research Programs (ZIA NS003009-13 und ZIA NS003105-08) für die Unterstützung dieser Arbeit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adenosine 5'-triphosphate magnesium salt | Sigma | A9187-500MG | ATP for preparing internal solution |
| Atto 655 | ATTO-TEC GmbH | AD 655-21 | Atto dye to label bath solution |
| Basic Nucleofector for Primary Neurons | Lonza | VSPI-1003 | Electroporation transfection buffer along with kit |
| Boroscilicate capillary glass pipette | Warner Instruments | 64-0795 | Standard wall with filament OD=2.0 mm ID=1.16 mm Length=7.5 cm |
| Bovine serum albumin | Sigma | A2153-50G | Reagent for gland digestion |
| Calcium Chloride 2 M | Quality Biological | 351-130-721 | Reagent for preparing bath solution |
| Cell Strainers, 100 µm | Falcon | 352360 | Material for filtering chromaffin cell suspension |
| Cesium hydroxide solution | Sigma | 232041 | Reagent for preparing internal solution and Cs-glutamate/Cs-EGTA stock buffer |
| Collagenase P | Sigma | 11213873001 | Enzyme for gland digestion |
| Coverslip | Neuvitro | GG-14-Laminin | GG-14-Laminin, 14 mm dia.#1 thick 60 pieces Laminin coated German coverslips |
| D-(+)-Glucose | Sigma | G8270-1KG | Reagent for preparing Locke’s solution and bath solution |
| DMEM | ThermoFisher Scientific | 11885092 | Reagent for preparing culture medium |
| EGTA | Sigma | 324626-25GM | Reagent for preparing Cs-EGTA stock buffer for bath solution |
| Electroporation and Nucleofector | Amaxa Biosystems | Nucleofector II | Transfect plasmids into cells |
| Fetal bovine serum | ThermoFisher Scientific | 10082147 | Reagent for preparing culture medium |
| FFN511 | Abcam | ab120331 | Fluorescent false neurotransmitter to label vesicles |
| Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate | Sigma | G8877-250MG | GTP for preparing internal solution |
| HEPES | Sigma | H3375-500G | Reagent for preparing Locke’s solution |
| Igor Pro | WaveMetrics | Igor pro | Software for patch-clamp analysis and imaging data presentation |
| Leica Application Suite X software | Leica | LAS X software | Confocal software for imaging data collection and analysis |
| Leica TCS SP5 Confocal Laser Scanning Microscope | Leica | Leica TCS SP5 | Confocal microscope for imaging data collection |
| L-Glutamic acid | Sigma | 49449-100G | Reagent for preparing Cs-glutamate stock buffer for bath solution |
| Lock-in amplifier | Heka | Lock-in | Software for capacitance recording |
| Magnesium Chloride 1 M | Quality Biological | 351-033-721EA | Reagent for preparing internal solution and bath solution |
| Metallized Hemacytometer Hausser Bright-Line | Hausser Scientific | 3120 | Counting chamber |
| Microforge | Narishige | MF-830 | Polish pipettes to enhance the formation and stability of giga-ohm seals |
| Millex-GP Syringe Filter Unit, 0.22 µm | Millipore | SLGPR33RB | Material for glands wash and digestion |
| mNG(mNeonGreen) | Allele Biotechnology | ABP-FP-MNEONSB | Template for PH-mNeonGreen construction |
| Nylon mesh filtering screen 100 micron | EIKO filtering co | 03-100/32 | Material for filtering medulla suspension |
| Patch clamp EPC-10 | Heka | EPC-10 | Amplifier for patch-clamp data collection |
| PH-EGFP | Addgene | Plasmid #51407 | Backbone for PH-mNeonGreen construction |
| Pipette puller | Sutter Instrument | P-97 | Make pipettes for patch-clamp recording |
| Potassium Chloride | Sigma | P5404-500G | Reagent for preparing Locke’s solution and bath solution |
| Pulse software | Heka | Pulse | Software for patch-clamp data collection |
| Recording chamber | Warner Instruments | 64-1943/QR-40LP | coverslip chamber, apply patch-clamp pipette on live cells |
| Sodium chloride | Sigma | S7653-1KG | Reagent for preparing Locke’s solution, bath solution and internal solution |
| Sodium hydroxide | Sigma | S5881-500G | Reagent for preparing Locke’s solution |
| Sodium phosphate dibasic | Sigma | S0876-500G | Reagent for preparing Locke’s solution |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma | S8282-500G | Reagent for preparing Locke’s solution |
| Stirring hot plate | Barnsted/Thermolyne | type 10100 | Heater for pipette coating with wax |
| Syringe, 30 mL | Becton Dickinson | 302832 | Material for glands wash and digestion |
| Tetraethylammonium chloride | Sigma | T2265-100G | TEA for preparing bath solution |
| Trypsin inhibitor | Sigma | T9253-5G | Reagent for gland digestion |
| Type F Immersion liquid | Leica | 195371-10-9 | Leica confocal mounting oil |
References
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