Summary
Usando a polietilenimina de polímero cônico de baixo custo (PEI), produzimos partículas lentivirais para expressão estável de shRNAs em células-tronco embrionárias humanas H9 (hESCs) e células progenitoras neurais derivadas de H9 (NPCs) com alta eficiência.
Abstract
O protocolo atual descreve o uso de partículas lentivirais para a entrega de RNAs (shRNAs) de grampos curtos (shRNAs) tanto para células-tronco embrionárias humanas (hESCs) quanto células progenitoras neurais (NPCs) derivadas de hESCs com alta eficiência. As partículas lentivirais foram geradas pela co-transfecção de células HEK293T usando vetores de entrada (carregando shRNAs) juntamente com plasmídeos de embalagem (pAX e pMD2.G) usando a polietilenimina de polímero cônico de baixo custo (PEI). As partículas virais foram concentradas usando ultracentrifugação, o que resultou em titulações médias acima de 5 x 107. Tanto os hESCs quanto os NPCs poderiam ser infectados em alta eficiência usando essas partículas lentivirais, como mostra a seleção de puramicina e expressão estável em hESCs, bem como expressão de GFP transitória em NPCs. Além disso, a análise de manchas ocidentais mostrou uma redução significativa na expressão de genes visados por shRNAs. Além disso, as células mantiveram sua pluripotência, bem como potencial de diferenciação, evidenciado por sua subsequente diferenciação em diferentes linhagens de CNS. O protocolo atual trata da entrega de shRNAs; no entanto, a mesma abordagem poderia ser usada para a expressão ectópica de cDNAs para estudos de superexpressão.
Introduction
As células-tronco embrionárias humanas (hESCs) derivadas da massa celular interna blastocisto são pluripotentes e podem ser diferenciadas em diferentes tipos de células, dependendo de fatores externos em condições in vitro 1,2. Para aproveitar totalmente o potencial dos hESCs, é imprescindível ter métodos rápidos e confiáveis de entrega de genes para essas células. Convencionalmente, as técnicas utilizadas podem ser amplamente classificadas em dois tipos: sistemas de entrega de genes não-virais e virais 3,4. Os sistemas de entrega de genes não-virais mais usados são lipofecção, eletroporação e nucleofeipulação. Os sistemas de entrega não-virais são vantajosos devido à menor inserção de mutações e uma diminuição geral da imunogenicidade 5,6. No entanto, esses métodos resultam em baixa eficiência de transfecção e curta duração da expressão genética transitória, o que é uma grande limitação para estudos de diferenciação de longo prazo7. A eletroporação resulta em melhores eficiências de transfecção em comparação com a lipofecção; no entanto, resulta em mais de 50% de morte celular 8,9,10. Usando nucleofecção, a eficiência de sobrevivência celular e transfecção pode ser melhorada combinando lipofecção e eletroporação, mas a abordagem precisa de tampões específicos de células e equipamentos especializados e, assim, torna-se bastante cara para aplicações dimensionadas11,12.
Em contraste, os vetores virais têm mostrado melhores eficiências de transfecção, bem como baixa citotoxicidade geral, após a transdução. Além disso, os genes entregues são expressos de forma estável e, portanto, tornam este método ideal para estudos de longo prazo13. Entre os vetores virais mais utilizados para a entrega de genes em hESCs estão vetores lentivirais (LVS), que podem dar mais de 80% de eficiência de transdução usando partículas virais de alta titer14,15. Lipofecção e precipitação de CaPO4 estão entre os métodos mais usados para transfectar transitóriamente células HEK293T ou seus derivados com vetores de transferência genética, juntamente com plasmídeos de embalagem para produzir partículas lentivirais16. Embora a lipofecção resulte em boa eficiência de transfecção e baixa citotoxicidade, a técnica é prejudicada pelo seu custo, e escalar para obter partículas lentivirais de alto título seria muito caro. A precipitação de CaPO4 resulta em eficiências de transfecção relativamente semelhantes às obtidas por lipofecção. Embora econômica, a precipitação do CaPO4 resulta em morte celular significativa após transfecções, o que dificulta a padronização e a evitar variações em lote a lote17. Nesse cenário, desenvolver um método que dê alta eficiência de transfecção, baixa citotoxicidade e custo-benefício é crucial para a produção de partículas lentiviras de alto título para serem utilizadas em hESCs.
Polietilenimina (PEI) é um polímero cationico que pode transfetar células HEK293T em alta eficiência sem muita citotoxicidade e tem um custo insignificante em comparação com os métodos baseados em lipofecção18. Nesta situação, o PEI pode ser usado para aplicações dimensionadas de alta produção de LVS de titer através da concentração de partículas lentivirais de supernacantes culturais utilizando várias técnicas. O artigo apresentado descreve o uso de PEI para transfetar células HEK293T e concentração de vetores lentiviral usando ultracentrifugação através de uma almofada de sacarose. Usando este método, obtemos regularmente titers bem acima de 5 x 107 UI/mL com variações de lote a lote baixas. O método é simples, direto e econômico para aplicações dimensionadas para entrega de genes em células derivadas de hESCs e hESCs.
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Protocol
1. Transfecção de células HEK293T usando pei ou lipofectamina 3000 reagente
- Cultura HEK293T células em DMEM + 10% FBS + 1x penicilina/estreptomicina a 37 °C em uma incubadora umidificada com atmosfera de 5% DE CO2 e 21% O2 até que sejam 90% confluentes antes de semear para transfecção. Use um número de passagem relativamente baixo de células para alta produção de vírus titer (idealmente menos que P30).
- Semente 4 x 106 células em 10 mL de meio de crescimento completo em uma placa de cultura de tecido de 100 mm e crescer durante a noite em uma incubadora de cultura tecidificada com uma atmosfera de 5% DE CO2 e 21% O2.
- Para cada transfecção, diluir o DNA plasmídeo (1 mg/mL estoques) em 1 mL de mídia DMEM livre de soro em tubos de centrífugas de 1,5 mL usando a seguinte proporção de plasmídeos de entrada e embalagem:
Vetor de entrada = 10 μg
psPAX2,0 = 7,5 μg
pMD2.G = 5 μg - Vórtice para 10 s e gire o tubo a 10.000 x g por 30 s à temperatura ambiente para coletar.
- Adicione 70 μL de PEI (solução de estoque de 1 mg/mL) ao tubo, e vórtice e gire brevemente conforme descrito acima para coletar. O volume de PEI utilizado baseia-se em uma razão de 1:3 de DNA total (μg):P EI (μg).
- Para transfecção à base de lipofectamina, diluir os vetores acima em 500 μL de mídia DMEM sem soro contendo 45 μL de reagente P fornecido no kit e incubar à temperatura ambiente por 5 min.
- Diluir 70 μL de reagente L fornecido no kit usando 500 μL de mídia DMEM sem soro e incubar em temperatura ambiente por 5 minutos.
- Combine o conteúdo de ambos os tubos e incubar os tubos à temperatura ambiente por 20 minutos para permitir uma formação complexa.
- Adicione dropwise 1 mL de DNA/PEI ou 1 mL de complexos de DNA/lipofectamina à placa contendo células e incubar por 6h a 37 °C em uma incubadora umidificada com atmosfera de 5% de CO2 e 21% O2.
- Após 6h, mude para nova mídia de crescimento completo (10 mL) e retorne as células à incubadora umidificada com atmosfera de 5% de CO2 e 21% O2.
2. Coleção LVS e ultracentrifugação
- Após 2 dias de transfecção, colete a mídia contendo vírus e sobreponha as células novamente com 10 mL de mídia de crescimento completa fresca.
- Após 3 dias de transfecção, colete as mídias contendo vírus e combine-as com as mídias contendo vírus coletadas no ponto de hora de 2 dias.
- Centrifugar o supernante viral a 2.000 x g por 10 min a 4 °C para pelotas de detritos celulares.
- Filtre o supernatante usando um filtro de ligação de proteína de baixo tamanho de 0,45 μm (PES ou SFCA) e armazene a 4 °C até estar pronto para a ultracentrifugação. O supernanato filtrado contendo partículas lentivirais pode ser armazenado a 4 °C por 5 dias sem uma perda significativa em virais.
- Esterilize os tubos ultracentrífugas segurando copos lavando-os com 70% de etanol por 10 minutos, ar seco, feche e mantenha a 4 °C.
- Adicione 36 mL de mídia filtrada contendo partículas lentivirais a um tubo ultracentrífuga estéril.
- Encha 5 mL de uma stripette estéril com 4 mL de solução estéril de 20% de sacarose (preparada em PBS) e dispense-a até a parte inferior do tubo ultracentrífuga (UC) contendo LVS. É importante que a solução de sacarose não seja misturada com a mídia e faça um gradiente na parte inferior do tubo.
- Equilibre todos os tubos de ultracentrifuuge usando mídia DMEM sem soro, coloque no tubo de ultracentrifusagem fria segurando copos e feche as tampas.
- Gire os tubos a 125.000 x g por 2 h a 4 °C.
- Após o giro, descarte cuidadosamente o supernasce, invertendo o conteúdo do tubo em um recipiente contendo alvejante sem perturbar a pelota. Marque a pelota se for visível.
- Coloque o tubo ultracentrífuga em um tubo estéril de 50 mL e adicione 200 μL de DPBS estéreis exatamente na parte superior da pelota. Mantenha-se a 4 °C durante a noite sem ser incomodado.
- No dia seguinte, misture suavemente por pipetting para cima e para baixo 40x.
- Gire brevemente a 13.000 x g em uma centrífuga de mesa para pelotar quaisquer detritos.
- Transfira o supernatante para um novo tubo e aliquot a preparação do vírus como 20 μL alíquotas. Armazenar a −80 °C.
- Reserve 5 μL da preparação para medidas de titer virais.
3. Medição de titer LVS para vetores baseados em pLKO.1
- Determine o título de partículas lentiviras usando um qPCR seguindo as recomendações do fabricante.
- Para uma curva padrão, prepare cinco diluições seriais de 10 vezes do DNA de Controle Padrão (fornecidas no kit) diluindo 5 μL de DNA em 45 μL de H2O livre de nuclease em cada passo. Use diluições de 1:100 a 1:100.000 para gerar uma curva padrão.
- Configure reações no gelo em duplicatas da seguinte maneira:
2x qPCR master mix 10 μL
Mix de primer 2 μL
Amostra ou DNA padrão 2 μL
H2O 6 μL sem nuclease - Realizar qPCR utilizando as condições de ciclismo mencionadas no manual do kit para um total de 35 ciclos.
- Valores do limiar do ciclo de enredo (Ct) no eixo Y vs. titulante do vírus no eixo X.
- Gerar uma regressão logarítmica usando quatro diluições de DNA de controle padrão (1:100 a 1:100.000) para determinar o titer amostrado do vírus desconhecido usando uma equação de linha de tendência.
4. Medição de titer LVS para vetores pll3.7 baseados
- Semente 1 x 105 células HEK293T em cada poço de uma placa de P12-well em 1 mL de mídia de crescimento completo 24 h antes de infecções.
- Suplemente a mídia com 8 μg/mL de polibrene e adicione 1 mL em cada tubo estéril de 1,5 mL.
- Diluir as partículas virais usando 4 μL, 2 μL, 1 μL, 0,5 μL e 0,1 μL de partículas lentiviras concentradas em cada um dos 1 mL de mídia contendo polibrena.
- Substitua a mídia das células HEK293T pelas mídias que contêm quantidades indicadas de partículas lentiviras, juntamente com 8 μg/mL de polibrene e incubar por 24 h a 37 °C em uma incubadora umidificada com uma atmosfera de 5% de CO2 e 21% de O2.
- No dia seguinte, mude para mídia fresca e continue a cultura por 72 h a 37 °C em uma incubadora umidificada com atmosfera de 5% de CO2 e 21% O2.
- Após 72 h, lave as células com PBS, tente 37 °C de acordo com o protocolo do fabricante e resuspenda em 1 mL de PBS.
- Realize a classificação de células FACS usando um classificador de células, seguindo as recomendações do fabricante. Defina o portão para células positivas de 0% GFP usando células HEK293T não infectadas e conte 50.000 eventos para cada amostra para determinar a porcentagem de células positivas para cada diluição viral.
- Use apenas os volumes de partículas lentivirais que dão células positivas %GFP na faixa de 2%-20% para calcular o título de partículas lentivirais.
5. Infecção de hESCs e seleção estável
- Lave as células com 2 mL de PBS crescendo em cada poço de uma placa multiwell de cultura celular de 6 poços.
- Retire as células da placa de cultura celular usando 1 mL de reagente de dissociação celular 1x por incubação a 37 °C por 5 min.
- Colete as células em mídia DMEM/F12 e centrífuga a 1.500 x g por 5 min a temperatura ambiente para coletar a pelota celular.
- Aspirar, resuspensar as células em 1 mL, e contar usando um hemótmetro.
- Faça uma suspensão celular com 2 x 105 células/mL de mídia de crescimento completo contendo mTeSR1 suplementado com 10 ng/mL fator de crescimento do fibroblasto básico (bFGF), penicilina/estreptomicina (P/S) e 10 μM fator de crescimento rock (RI).
- Semente 1 x 105 células em 50x diluídas placas p24-well revestidas de matriz de porão em 500 μL de mídia de crescimento completo e cultura as células a 37 °C em uma incubadora umidificada com uma atmosfera de 5% CO2 e 21% O2.
- No dia seguinte, infecte os hESCs em uma multiplicidade de infecção (MOI) de 10 com polibrene de 8 μg/mL e incubar a 37 °C por 8h.
- Depois de 8h, substitua a mídia contendo vírus por novas mídias de crescimento (-RI) e continue a cultura até que as células sejam 90% confluentes.
- Inicie a seleção de domicina (0,8 μg/mL) quando as células atingirem 90% de confluência, que geralmente é 48-72 h pós-infecção.
- Após a seleção ser concluída (geralmente de 4 a 6 dias), divida as células estáveis (1:4) e expanda as células para criopreservação e análises posteriores.
6. Transdução de células progenitoras neurais derivadas de H9 (NPCs)
NOTA: Os NPCs foram derivados de células H9 usando um protocolo de inibição dual-Smad, como descrito anteriormente19.
- Brevemente, trate as células H9 com reagente de dissociação celular a 37 °C por 5 min para gerar células únicas e resuspensar em meios de crescimento completo contendo mTeSR1 complementado com 10 ng/mL fator de crescimento do fibroblasto básico (bFGF), penicilina/estreptomicina (P/S) e 10 μM fator de inibidor de ROCHA (RI). Semente em 1:50 diluído Matrigel revestido de 6 poços pratos de cultura celular com uma densidade de 60.000 células/cm2 (dia 0).
- Inicie a diferenciação quando as células atingirem 95%-100% de confluência alterando para mídia 100% KSR contendo LDN193189 (200 nM) e SB431542 (10 μM) (dia1).
- No dia 2, mude a mídia novamente com 100% KSR complementado com LDN193189 (200 nM), SB431542 (10 μM) e XAV939 (5 μM).
- No dia 4 de diferenciação, mude para uma mistura de média KSR (75%) e N2 médio (25%) com LDN193189 (200 nM), SB431542 (10 μM) e XAV939 (5 μM).
- Do dia 6 ao dia 12, mude gradualmente a mídia para 100% N2 complementada com LDN193189 (200 nM), SB431542 (10 μM) e XAV939 (5 μM) aumentando a mídia N2 em 25% a cada dia e mudando a mídia a cada 2 dias.
- Dia de cultura 12 NPCs em N2:B27 mídia suplementada com 20 ng/mL bFGF.
- Semente 2 x 105 células em cada poço de uma membrana de porão diluída matriz de porão de matriz de porão revestida P6-placa em 2 mL de mídia de cultura NPCs e incubar para permitir que as células se conectem.
- No dia seguinte, infecte as células com partículas lentivirais em um MOI 6 na presença de 8 μg/mL de polibrene.
- Após 8h, substitua a mídia contendo vírus por uma nova mídia de crescimento de NPC.
- No dia seguinte, repita as infecções e mude a mídia às 8h.
- Mantenha as células na cultura por 72 h antes de colher para análise suplementar.
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Representative Results
Após a transferência genética, a alta viabilidade dos hESCs é inevitavelmente necessária. Apesar dos esforços e otimização dos protocolos para reduzir a morte celular após a eletroporação de hESCs, mais de 50% da morte celular ainda é observada após a eletroporação dessas células, juntamente com baixa eficiência de transfecção20. A transferência de genes mediada pela Lentiviral não só resulta em alta eficiência da transferência genética, mas também demonstra altos níveis de viabilidade celular após a transdução. Os resultados abaixo apresentam duas abordagens: uma utilizando GFP como repórter e expressão transitória em NPCs derivadas de hESCs e outra usando puramicina para a seleção estável de hESCs para experimentos de diferenciação de longo prazo.
No primeiro conjunto de experimentos, as partículas lentivirais foram produzidas por shRNAs co-transfeturantes que carregavam o vetor pll3.7 com o GFP como repórter, juntamente com plasmídeos de embalagem lentiviral de segunda geração psPAX2.0 e pMD2.G. As partículas lentivirais foram coletadas após a transfecção pós-transfecção de 48 h e 72 h e concentradas por ultracentrifugação. A Figura 1A mostra a abundante expressão GFP em células HEK293T após 72 h de transfecção. A expressão das proteínas virais também resultou na formação de sincronia de células HEK293T onde células únicas são fundidas, como mostrado por setas na Figura 1A. Os títulos foram determinados por meio da análise FACS. Também comparamos os títulos lentivirais usando o reagente PEI e Lipofectamina 3000 de baixo custo e não encontramos diferença significativa entre os dois em termos de titulações virais (Figura 2A). Em seguida, os NPCs derivados do H9 hESCs foram infectados duas vezes com essas partículas lentiviras contendo GFP em um MOI de 6 e colhidos para análise pós 72 h. A Figura 1B mostra expressão marcada de GFP em NPCs após a infecção. Como discutido acima, para experimentos de diferenciação de longo prazo, é imperativo ter hESCs que expressem de forma estável shRNAs. Na tentativa de criar linhas celulares estáveis expressando shRNA para vários genes, usamos vetores plKO.1 e shRNAs clonados de acordo com as recomendações do fabricante. Em seguida, as partículas lentivirais foram produzidas como descrito acima, e os títulos foram determinados usando um kit comercial de medição de titer lentiviral usando métodos baseados em qPCR (Figura 2B). hESCs foram infectados com partículas lentivirais em um MOI de 10 e selecionados por seleção de puramicina. A Figura 3 mostra os resultados da seleção estável de esCs após a transdução. Após 5 dias de seleção com 0,8 μg/mL puramicina, as células transfetificadas lentiviral mostraram mais de 80% de viabilidade celular em comparação com células não transduzidas, onde nenhuma célula sobreviveu ao tratamento. Após a seleção, as células H9 transduzidas foram expandidas, criopreservadas e analisadas usando a mancha ocidental para avaliar o impacto eficiente do gene.
Em nosso laboratório, criamos múltiplas linhas de células estáveis de H9 hESCs expressando shRNAs para diferentes genes usando a abordagem acima. Aqui, apresentamos os resultados de um deles, que é o gene L-2-hidroxiglutarate desidrogenase (L2HGDH) usando a análise de manchas ocidentais. A expressão abundante de L2HGDH é observada em células transduzidas com espinha dorsal vetorial vazia. No entanto, nenhuma expressão de L2HGDH é observada em células transduzidas com um vetor portador de shRNAs para L2HGDH, mostrando a eficácia da geração estável de uma linha celular H9 hESCs com expressão reduzida de L2HGDH, que pode ser usada para estudos de diferenciação adicional (Figura 4).
Figura 1: A expressão do GFP em células HEK293T e os NPCs infectados pelo viral( A) foram clonados em um vetor pll3.7 que transporta GFP como repórter e co-transtrava com plasmídeos de embalagem em células HEK293T usando PEI. A alta expressão GFP mostra eficiência de transfecção eficiente após 72 h de transfecção. Setas indicam formação de sincronia nas células HEK293T, onde grupos de células HEK293T individuais se fundiram devido à expressão de proteínas virais. (B) Os NPCs derivados de H9 foram infectados duas vezes em um MOI de 6 com partículas lentiviras contendo GFP como repórter, e a expressão GFP foi observada em 72 h de infecção pós.. Barra de escala = 50 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: As medidas de titer LVS. (A) Os títulos virais para vetores pll3,7 foram medidos utilizando-se a análise FACS quantificando as células positivas %GFP para aquelas diluições virais que deram células positivas de 2%-20% GFP. (B) Os títulos virais para vetores baseados em pLKO.1 foram determinados pelo uso de um kit comercial de titulação de lentivírus qPCR, seguindo as recomendações do fabricante. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Estabelecimento de linhas H9 hESC expressas por shRNA estáveis. shRNAs foram clonadas em vetores lentiviras baseados em pLKO.1 que carregam o gene de seleção de puramicina. H9 hESCs foram infectados com partículas lentivirais em um MOI de 10 e selecionados usando puromicina. Usando 0,8 μg/mL puramicina durante 5 dias, 100% das células não infectadas foram mortas, enquanto a maioria das células sobreviveu ao tratamento no grupo infectado pelo viral. Essas células foram expandidas sem seleção clonal para criopreservação e análise posterior. Barra de escala = 50 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Uma análise representativa da mancha ocidental para derrubada estável do gene L2HGDH em H9 hESCs. As células totais de controle negativo (H9, puro sem cortes), bem como células expressando shRNAs contra L2HGDH (H9, sh-L2HGDH) foram submetidas a manchas ocidentais usando o anticorpo anti-L2HGDH. Como mostrado na figura, nenhuma expressão de L2HGDH foi observada em H9 hESCs expressando stably shRNAs para L2HGDH. Uma banda não específica foi observada logo acima da banda específica correspondente ao peso molecular correto de 46-48 kDa (indicado por um triângulo) para o anticorpo L2HGDH. Anti-GAPDH foi usado como controle de carregamento. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
A capacidade de modificar geneticamente células-tronco para estudo ou fins clínicos é limitada tanto pela tecnologia quanto pela compreensão básica da biologia dos hESCs. Técnicas que têm mostrado potencial significativo em ESCs de camundongos, como lipofecção e eletroporação, não são altamente eficientes para os hESCs, que são notoriamente difíceis para a entrega de genes pelos métodos convencionais20. Essa noção levou não só à otimização das técnicas existentes, mas também ao desenvolvimento de novos métodos para o aumento da eficiência de transfecção nos hESCs. O foco desses novos desenvolvimentos tem sido a entrega de genes eficiente e estável aos hESCs, mantendo o efeito mínimo sobre o crescimento, pluripotência e potencial de diferenciação dos CESCs em períodos prolongados. Entre os diversos novos desenvolvimentos que atendem a esses critérios rigorosos está a transferência de genes mediada lentiviral para o HESCs21,22. Para a produção de partículas lentiviras expressando um determinado gene, o gene desejado é clonado em um dos vetores de transferência e é transfectado em células HEK293T, juntamente com plasmídeos de embalagem para colher um supernatante de cultura celular contendo partículas lentivirais. Para ser usado em hESCs, é essencial concentrar essas partículas virais usando várias técnicas para produzir altas de vírus pelo menos na faixa de 1 x 107-1 x 108 UI/mL. Em geral, grandes volumes de LVS estão concentrados de 200x-500x o volume original para alcançar esses títulos. Isso significa que o uso de um método altamente econômico sem comprometer a eficiência de transfecção em células HEK293T é um pré-requisito para que esses métodos sejam usados rotineiramente em laboratório. O presente método descreve o uso do polímero cationico PEI como um método econômico para produzir grandes volumes de LVS com uma eficiência de transfecção semelhante aos métodos baseados em lipofecção, que são considerados padrão-ouro. Usando o método apresentado, podemos obter titulações lvs médias bem acima de 5 x 107 UI/mL após um fator de concentração de 200x o volume original. Usando essas partículas LVS, conseguimos estabelecer várias linhas celulares estáveis de H9 hESCs expressando shRNAs para vários genes infectando as células em MOIs elevados. O método aqui apresentado ignora o uso de métodos tediosos e demorados de seleção e expansão clonal, enquanto ainda recebe eficiências de knockdown perto de 100%, como mostra um dos resultados representativos da mancha ocidental para o knockdown genético L2HGDH na Figura 4. A seguir estão algumas das recomendações para uma abordagem bem sucedida.
É necessário o uso de um baixo número de passagens de células HEK293T (idealmente abaixo de 30) para títulos virais elevados. A confluência das células HEK293T é outro fator importante nesse sentido. As células HEK293T devem ser pelo menos 80% confluentes antes da transfecção, pois o contato celular reduz muito a citotoxicidade e melhora a produção de vírus. Os vetores utilizados devem ser preparados utilizando kits de isolamento plasmídeo sem endotoxinas seguidos de precipitação de etanol e reconstituídos a uma concentração mínima de 1mg/mL antes do uso para transfecção. Pode haver variações em lote de soluções PEI preparadas em diferentes datas. Por essa razão, cada lote de solução PEI deve ser testado primeiro para o desempenho usando vetores GFP, e a solução deve ser armazenada a −20 °C em alíquotas de uso único para evitar ciclos repetidos de congelamento. Para os títulos altos, a coleção de LVS pós 72 h de transfecção de células HEK293T só é recomendada desde que as células sejam saudáveis e anexadas. A filtragem do supernante contendo LVS aumenta muito a solubilidade da ultracentrifugação pós-LVS. Não é aconselhável armazenar o supernanato LVS a 4 °C por mais de 5 dias, pois resultará em uma redução significativa dos títulas do vírus. O gradiente de sacarose durante a ultracentrifugação é necessário para os tituladores ideais. As temperaturas devem ser mantidas perto de 4 °C durante todas as etapas de ultracentrifugação. A incubação noturna de partículas LVS concentradas em DPBS é necessária para a ressuspensão completa. A centrifugação após a ressuspensão do LVS remove detritos celulares (se houver) pois pode causar citotoxicidade quando usado em células-alvo. Após a infecção das células H9, é importante substituir a mídia contendo vírus por novas mídias de crescimento após 8h, pois a incubação prolongada com o vírus resultaria em morte celular significativa dos H9 hESCs. A seleção de puromicina só deve ser iniciada quando a confluência for superior a 80%.
O método descrito acima foi originalmente adaptado para a expressão de shRNAs. Uma abordagem semelhante poderia ser usada para que a expressão ectópica de cDNAs fosse clonada em vetores de expressão. No entanto, uma grande limitação da entrega de genes mediados lentiviral é a restrição de tamanho. À medida que o tamanho aumenta, a embalagem de vetores lentivirais não é a ideal, o que resulta em redução dos títulos virais23. Pesquisas futuras devem ser direcionadas para otimizar o protocolo para superar essas restrições.
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Disclosures
Os autores declaram que não há conflito de interesses.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado por bolsas de pesquisa da Universidade dos Emirados Árabes Unidos (UAEU), subvenção # 31R170 (Zayed Center for Health Sciences) e # 12R010 (bolsa uaeu-aua). Agradecemos ao Prof Randall Morse (Wadsworth Center, Albany, NY) por nos ajudar a editar o manuscrito para estilo e gramática.
Todos os dados estão disponíveis mediante solicitação.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Mercaptoethanol | Invitrogen | 31350010 | |
| 38.5 mL, Sterile + Certified Free Open-Top Thinwall Ultra-Clear Tubes | Beckman Coulter | C14292 | |
| Accutase | Stem Cell Technologies | 7920 | |
| bFGF Recombinant human | Invitrogen | PHG0261 | |
| Bovine serum albumin FRAC V | Invitrogen | 15260037 | |
| Corning Matrigel Basement Membrane Matrix, LDEV-free | Corning | 354234 | |
| Cyclopamine | Stem Cell Technologies | 72074 | |
| DMEM media | Invitrogen | 11995073 | |
| DMEM Nutrient mix F12 | Invitrogen | 11320033 | |
| DPBS w/o: Ca and Mg | PAN Biotech | P04-36500 | |
| Fetal bovie serum | Invitrogen | 10270106 | |
| GAPDH (14C10) Rabbit mAb Antibody | CST | 2118S | |
| Gentle Cell Dissociation Reagent | Stem Cell Technologies | 7174 | |
| HyClone Non Essential Amino Acids (NEAA) 100X Solution | GE healthcare | SH30238.01 | |
| L Glutamine, 100X | Invitrogen | 2924190090 | |
| L2HGDH Polyclonal antibody | Proteintech | 15707-1-AP | |
| L2HGDH shRNA | Macrogen | Seq: CGCATTCTTCATGTGAGAAAT | |
| Lipofectamine 3000 kit | Thermo Fisher | L3000001 | |
| mTesR1 complete media | Stem Cell Technologies | 85850 | |
| Neurobasal medium 1X CTS | Invitrogen | A1371201 | |
| Neuropan 2 Supplement 100x | PAN Biotech | P07-11050 | |
| Neuropan 27 Supplement 50x | PAN Biotech | P07-07200 | |
| Penicillin streptomycin SOL | Invitrogen | 15140122 | |
| pLKO.1 TRC vector | Addgene | 10878 | |
| pLL3.7 vector | Addgene | 11795 | |
| pMD2.G | Addgene | 12259 | |
| Polybrene infection reagent | Sigma | TR1003- G | |
| Polyethylenimine, branched | Sigma | 408727 | |
| psPAX2.0 | Addgene | 12260 | |
| Purmorphamine | Tocris | 4551/10 | |
| Puromycin | Invitrogen | A1113802 | |
| ROCK inhibitor Y-27632 dihydrochloride |
Tocris | 1254 | |
| SB 431542 | Tocris | 1614/10 | |
| Trypsin .05% EDTA | Invitrogen | 25300062 | |
| XAV 939 | Tocris | 3748/10 |
References
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