Summary
Die AlPcS2a-vermittelte Chromophor-assistierte Laserinaktivierung (CALI) ist ein leistungsfähiges Werkzeug zur Untersuchung der raumzeitlichen Schädigung intrazellulärer Vesikel (IVs) in lebenden Zellen.
Abstract
Intrazelluläre Vesikel (IVs) werden durch Endozytose von Vesikeln in das Zytoplasma gebildet. Die IV-Bildung ist an der Aktivierung verschiedener Signalwege durch Permeabilisierung von IV-Membranen und die Bildung von Endosomen und Lysosomen beteiligt. Eine Methode namens Chromophor-assistierte Laserinaktivierung (CALI) wird angewendet, um die Bildung von Infusionen und die Materialien zur Steuerung der Infusionsregulation zu untersuchen. CALI ist eine bildgebende photodynamische Methode zur Untersuchung des durch Membranpermeabilisierung induzierten Signalwegs. Die Methode erlaubt es, die selektierte Organelle räumlich und zeitlich in einer Zelle zu permeabilisieren. Die CALI-Methode wurde angewendet, um bestimmte Moleküle durch die Permeabilisierung von Endosomen und Lysosomen zu beobachten und zu überwachen. Es ist bekannt, dass der Membranriss von IVs selektiv glykanbindende Proteine wie Galektin-3 rekrutiert. Hier beschreibt das Protokoll die Induktion einer IV-Ruptur durch AlPcS2a und die Verwendung von Galektin-3 als Marker zur Markierung beeinträchtigter Lysosomen, was nützlich ist, um die nachgeschalteten Effekte der IV-Membranruptur und ihre nachgeschalteten Effekte unter verschiedenen Situationen zu untersuchen.
Introduction
Endosomen, eine Art intrazellulärer Vesikel (IV), werden durch Endozytose gebildet und reifen dann zu Lysosomen heran. Verschiedene intrazelluläre Signalwege sind an der Bildung von Infusionen beteiligt; Darüber hinaus können unterschiedliche intrinsische und extrinsische Reize IVs schädigen (z. B. können Krankheitserreger während der Infektion aus der gebundenen Membran entweichen und in das Zytoplasma1 gelangen). Dies geht in der Regel mit der Ruptur endozytotischer Vesikeleinher 2. Daher können die Techniken zur gezielten und schädigenden Infusion in verwandten Studienverwendet werden 3.
Die Photodynamische Therapie (PDT) ist eine lichtabhängige Therapie zur Bekämpfung von Krankheiten durch Abtötung von Tumoren oder Krankheitserregern4. Bei der PDT werden die Zielzellen mit nicht-toxischen Chromophoren, sogenannten Photosensibilisatoren, markiert, die durch Lichtbeleuchtung lokal aktiviert werden können 5,6. Photosensibilisatoren absorbieren Energie aus Licht und wandeln sich in einen angeregten Singulett-Zustand um, was zum langlebigen angeregten Triplett-Zustand führt. Photosensibilisatoren des Triplett-Zustands können Elektronen- oder Energietransfer durchlaufen und in Gegenwart von Sauerstoff reaktive Sauerstoffspezies (ROS) bilden und markierte Zellen innerhalb des Beleuchtungsbereichs7 räumlich zerstören. Die Konsequenz variiert je nach Lichtstärke8. Durch die Kontrolle der Konzentration von Photosensibilisatoren und der Intensität der Lichtbeleuchtung können gezielte Biomoleküle selektiv inaktiviert werden, ohne dass eine Zelllyse erforderlich ist, was als chromophorgestützte Lichtinaktivierung (CALI) bezeichnet wird9. Mit der bedeutenden Entwicklung von Photosensibilisatoren, die verschiedene subzelluläre Ziele selektiv markieren können, ist CALI zu einem wertvollen Werkzeug geworden, um die lichtvermittelte Inaktivierung von Biomolekülen für kleine Biomoleküle wie Nukleotide und Proteine sowie von Organellen wie Mitochondrien und Endolysosomenzu kontrollieren 3,10,11,12,13.
Im Vergleich zu CALI werden auch chemische oder physikalische Methoden zur Schädigung von Membranen eingesetzt, wie z.B. bakterielles Toxin 14,15 und Leu-Leu-OMe16 Behandlung bei lysosomalen Schäden. Diese Methoden zeigen jedoch eine massive Beeinträchtigung der intravenösen Infusionen innerhalb der Zellen. Robuste Photosensibilisatoren (d. h. Al(III)-phthalocyaninchloriddisulfonsäure (AlPcS2a)) werden in CALI verwendet; AlPcS2a, das durch Endozytose auf die Lysosomen abzielt, wird verwendet, um Endosomen oder Lysosomen in einer kontrollierten Regionaufzubrechen 17. AlPcS2a ist ein Zellmembran-undurchlässiger Phthalocyanin-basierter Chromophor, der an Lipide auf der Plasmamembran bindet und durch Endozytose internalisiert wird und sich schließlich über den endozytären Weg im Lysosom anreichert18. Es absorbiert Licht in einem nahinfraroten Spektralbereich und erzeugt Singulett-Sauerstoff, eine wichtige ROS, die durch angeregtes AlPcS2a 18 erzeugt wird. Der schnelle Zerfall des Singulett-Sauerstoffs begrenzt seine Diffusion und Reaktionsdistanz innerhalb eines winzigen Bereichs in Zellen (ca. 10-20 nm)19. Durch die Anpassung der Dauer der AlPcS2a-Inkubation und der Lichtbeleuchtung wird eine raumzeitliche Kontrolle der Schädigung von IVs innerhalb eines subzellulären Bereichs ermöglicht. CALI wird daher zu einem mächtigen Werkzeug, um die Folgen von IV-Schäden sowie die Bildung und Regulation von IVs zu untersuchen.
In dieser Studie wird ein spezifisches CALI-Protokoll unter Verwendung von AlPcS2a als Photosensibilisator untersucht. Dieses Protokoll kann auf verschiedene Arten von Infusionen, einschließlich Endosomen und Lysosomen, angewendet und verwendet werden, um die Folgereaktionen nach einem Membranriss zu untersuchen. HeLa-Zellen, die Fluorophor-konjugiertes Galectin-3 16,20 exprimieren, das nach Lysosomenruptur sichtbar ist, werden verwendet, um dieses Protokoll zu demonstrieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. AlPcS2a Stoffaufbereitung
- 10 mg AlPcS2a werden in 400 μl 0,1 M NaOH gelöst. Um die Löslichkeit zu verbessern, erhitzen Sie die Lösung auf 50 °C und wirbeln Sie sie.
- Mischen Sie die Lösung mit 4 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS). Filtrieren Sie dann die Lösung mit einem 0,22-μm-Filter, um die unlöslichen Ausfällungen zu entfernen.
- Messen Sie die Konzentration der Lösung mit einem UV-Vis-Spektralphotometer. Der Extinktionskoeffizient von AlPcS2a bei 672 nm beträgt 4 x 104 cm-1 M-1. Verdünnen Sie die AlPcS2a-Lösung mit PBS, um eine 1-mM-Lösung herzustellen. 1 ml Aliquots herstellen und bei -20 °C lagern.
2. Transfektion
HINWEIS: Gal3-GFP wird als Indikator für die Lebendzellbildgebung der lysosomalen Ruptur verwendet.
- Aufrechterhaltung der HeLa-Zellkultur in DMEM, ergänzt mit 10 % fötalem Kälberserum (FBS). Nachdem Sie die Zellen mit PBS gewaschen haben, trypsinisieren Sie die Zellen und resuspendieren Sie die Zellen in DMEM, das mit 10% FBS ergänzt wird.
HINWEIS: Die Methode ist auf die meisten der angehängten Zelllinien anwendbar, einschließlich HeLa- und A549-Zelllinien. Obwohl keine Suspensionszellen getestet wurden, könnten CALI-Assays mit ihnen durchgeführt werden. - Verdünnen Sie 300 ng Gal3-GFP-Plasmid in 25 μl reduziertem Serummedium und fügen Sie dann 0,6 μl P3000-Reagenz hinzu. Vorsichtig mischen. Verdünnen Sie 0,45 μl Lipofectamin-3000-Reagenz in 25 μl reduziertem Serummedium. Vorsichtig mischen.
- 5 min bei Raumtemperatur inkubieren. Mischen Sie verdünnte DNA und verdünntes Lipofectamin 3000 und inkubieren Sie es dann 10 Minuten lang bei Raumtemperatur.
- Mischen Sie das DNA-Lipofectamin-Gemisch, 3 x 105 suspendierte HeLa-Zellen und 200 μl DMEM+10% FBS und säen Sie die Zellen dann auf den zentralen Glasbereich einer 35-mm-Glasknopfschale.
3. AlPcS2a-Färbung
- Um die Zellbindung zu ermöglichen, inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C im mit 5 % CO2 versorgten Inkubator für mindestens 4 h.
- Verdünnen Sie AlPcS 2a in DMEM, ergänzt mit 10 % FBS, um eine 1 μM AlPcS2a-Lösung herzustellen. Das AlPcS2a-haltige Medium wird im 37 °C warmen Wasserbad vorgewärmt. Ersetzen Sie das Nährmedium durch das AlPcS2a-haltige Medium.
- Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C im mit 5% CO2 versorgten Inkubator über Nacht (16-18 h).
- Waschen Sie die Zellen am nächsten Tag zweimal mit PBS, um extrazelluläres AlPcS2a zu entfernen. Ersetzen Sie das Medium durch frisches Medium und inkubieren Sie es dann 4 h lang bei 37 °C, damit sich der restliche Farbstoff entlang des endozytären Weges in den Lysosomen anreichern kann.
HINWEIS: Um Endosomen zu färben, inkubieren Sie Zellen in 1 μM AlPcS2a in DMEM, das 10 % FBS enthält, für 15 min bei 37 °C. Waschen Sie die Zellen anschließend zweimal mit PBS und inkubieren Sie sie vor der Bildgebung in einem vorgewärmten Medium.
Abbildung 1. Eine schematische Abbildung, die die selektive IV-Schädigung mit AlPcS2a darstellt. Die Abbildung zeigt die schematische Darstellung des selektiven IV-Schadens. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2. Lysosomale Färbung mit AlPcS2a. Lysosomen, die über Nacht mit 1 μM AlPcS2a in HeLa-Zellen markiert wurden, werden mit 50 nM grünem Fluoreszenzfarbstoff positiv gefärbt. Maßstabsleiste: 10 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
4. Probenbildgebung und Lichtbeleuchtung
HINWEIS: Eine intravenöse Schädigung innerhalb einer subzellulären Region einer einzelnen Zelle oder aller AlPcS2a-markierten Zellen in einer Kulturschale kann durchgeführt werden. Die Massenbeleuchtung der gesamten Kulturschale ermöglicht eine quantitative Untersuchung dieser Schäden, einschließlich biochemischer Untersuchungen.
- Manipulieren Sie einzelne Zellen, indem Sie Lysosomen innerhalb einer einzelnen Zelle beschädigen, wie unten beschrieben.
- Stellen Sie die Kulturschale auf den Tisch eines konfokalen Mikroskops. Verwenden Sie die 488-nm- und 561-nm-Laser für die Anregung von GFP bzw. AlPcS2a.
- Kreisen Sie eine 5 x 5μm2 große Region of Interest (ROI) auf den AlPcS2a-markierten Vesikeln ein, die zur Schädigung ausgewählt werden.
- Beleuchten Sie den ROI mit einem 633 nm Laser von 0,21 mW für 70 Wiederholungen. Beobachtung der Bildung von Gal3 puncta als Indikator für die Permeabilisierung der lysosomalen Membran.
- Beschädigen Sie alle markierten Zellen in einer Kulturschale wie unten beschrieben.
- Stellen Sie die Kulturschale auf eine Plattform. Beleuchten Sie die Schüssel mit 660 nm kollimiertem LED-Licht (Nahinfrarotlicht ist die ideale Basis für das Anregungsspektrum von AlPcS2a).
- Stellen Sie die Kulturschale auf das Mikroskop und überwachen Sie die Indikatoren für die Membranpermeabilisierung, wie in Schritt 4.1.3 beschrieben.
- Beurteilen Sie die Schädigung von Infusionen anhand der folgenden Indikatoren.
- Der Inhalt des Endosoms oder Lysosoms ist am stärksten glykosyliert, das bei einer IV-Ruptur dem Zytosol ausgesetzt ist. Markieren Sie diese schnell mit zytosolischen Glykan-bindenden Galektinen, einschließlich Galektin-1, Galektin-3, Galektin-8 und Galektin-916,20.
- Die Größe der Wunde kann durch die Freisetzung von membranundurchlässigem Farbstoff bestimmt werden, wie in21 beschrieben.
- Der Unterschied zwischen Endosomen und Lysosomen liegt in ihrem luminalen pH-Wert. Die lysosomale Ruptur stört den luminalen pH-Wert, der mit pH-empfindlichen Farbstoffen wie FITC-Dextran3 gemessen werden kann.
Abbildung 3. AlPcS2a-vermitteltes CALI induziert die lokale Rekrutierung von TagRFP-Galectin-3 (Gal3) an die Lysosomen innerhalb der Beleuchtungsregion. Lysosomen in TagRFP-Galektin-3-exprimierten HeLa-Zellen wurden über Nacht mit 1 μM AlPcS2a gefärbt, gefolgt von fokussierender Beleuchtung mit Nahinfrarotlicht (633 nm) innerhalb des gelben Quadrats. Das AlPcS2a-Signal innerhalb des gelben Quadrats wird photogebleicht, begleitet von der Bildung von TagRFP-Galectin-3-Puncta. Maßstabsleiste: 10 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Eine schematische Abbildung, die die AlPcS 2a-induzierte Schädigung von IV, einschließlich Endosom und Lysosom, darstellt, wurde gezeigt (Abbildung 1).
Kommerziell erhältliche Marker können verwendet werden, um die AlPcS 2a-Färbebedingungen zu bestimmen. Zum Beispiel die Kolokalisation von AlPcS 2aPuncta und grünem Fluoreszenzfarbstoff22 (Abbildung 2).
Fluorophor-markiertes Galectin-3 kann als Indikator für die Überwachung von IV-Schäden verwendet werden (Abbildung 3). Darüber hinaus konnte auch die Lokalisation von Gal3 puncta verfolgt werden, um den nachgeschalteten Signalweg, einschließlich Lysosomenreparatur und Lysophagie, zu untersuchen 3,23. Die schnelle Akkumulation von Gal3 aus dem Zytosol in die beschädigte IV würde die Intensität von Gal3 signifikant erhöhen, was die Intensität der Gal3-Puncta gesättigt machen würde, wenn der Kontrast der Bilder so angepasst wird, dass zytosolisches Gal3 angezeigt wird. Tatsächlich zeigten die Bilder auch eine leichte Abnahme des zytosolischen Gal3.
Zusammenfassend deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass AlPcS2a-basiertes CALI in der Lage ist, lokale lysosomale Rupturen innerhalb des ROI zu kontrollieren, während der Rest der Lysosomen intakt bleibt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
AlPcS2a bindet an die Plasmamembran, wird dann durch Endozytose internalisiert und reichert sich schließlich in Lysosomen an. AlPcS2a kann somit durch Anpassung der Inkubationsdauer in den subzellulären Kompartimenten lokalisiert werden. Eine Einschränkung dieser Methodik besteht darin, dass nur eine Subpopulation von IVs durch Endozytose durch AlPcS2a markiert werden konnte, da es viele andere Membranquellen für IVs gibt, wie z.B. ER- und Golgi-Apparate. Darüber hinaus wäre die selektive Markierung von AlPcS2a in frühe oder späte Endosomen eine Herausforderung, jedoch können Fluoreszenzmarker verwendet werden, um früh gebildete Endosomen während der subzellulären Bildgebung von spät gebildeten zu unterscheiden. CALI-induzierte IV-Schäden können mit einer Vielzahl von Farbstoffen induziert werden 3,24.
Die Intensität der Schädigung kann durch die Leistung und Beleuchtungsdauer des Lichts gesteuert werden. Eine höhere Intensität der Schädigung kann zu Zellschrumpfung oder Nekrose führen. Hier wurden mehrere Indikatoren für IV-Schäden gezeigt, die zur Bestimmung der Versuchsbedingungen herangezogen werden konnten. Darüber hinaus können diese Indikatoren auch als Marker für geschädigte Infusionen dienen und Informationen über ihre subzelluläre Verteilung im Laufe der Zeit liefern.
Klinisch wurde AlPcS2a entwickelt, um die Abgabe von therapeutischen Wirkstoffen orts- und zeitspezifisch durch photochemische Internalisierung (PCI) zu verbessern25. Aber auch unvermeidbare Nebenwirkungen, wie Zellapoptose oder -differenzierung, können mit der PCI-Behandlung einhergehen26. Da solche Effekte die Folge der Induktion lysosomaler Schäden sein können, stellen die bereitgestellten Assays ein potenzielles Werkzeug für den präklinischen Einsatz dar.
In dieser Studie beschreiben die AlPcS2a-vermittelten CALI-Protokolle die selektive Kontrolle der Schadensgröße (lokal und ein Teil von Endosomen oder Lysosomen). Wissenschaftler können ihr subzelluläres Verhalten überwachen, während der Rest der Infusionen intakt bleibt und als Kontrolle behandelt werden könnte. Diese Methodik wurde in mehreren Studien angewendet. Zum Beispiel werden beschädigte Lysosomen sequenziell mit Ubiquitin und Mikrotubuli-assoziiertem Protein Light Chain 3 (LC3) markiert und durchlaufen eine autophagische Clearance3. Darüber hinaus wird die Markierung von Galektin-3 und Galectin-8 auf geschädigten Endosomen durch das Glykan27 der Zelloberfläche gesteuert. Da AlPcS2a in vivo für PCI eingesetzt wurde, könnte AlPcS2a-vermitteltes CALI auch in vivo eingesetzt werden. Dieses Protokoll bietet ein robustes Werkzeug zur Untersuchung der Zellbiologie mit AlPcS2a-vermitteltem CALI. Diese Studien unterstreichen, dass das AlPcS2a-vermittelte CALI ein robustes Werkzeug für zellbiologische Studien ist.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.
Acknowledgments
Die Autoren danken der Academia Sinica Inflammation Core Facility, IBMS, für die Unterstützung bei der Forschung. Die Core Facility wird durch das Academia Sinica Core Facility and Innovative Instrument Project (AS-CFII-111-213) finanziert. Die Autoren danken der Common Equipment Core Facility des Institute of Biomedical Sciences (IBMS), Academia Sinica (AS) für die Unterstützung bei der Bildaufnahme.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagent | |||
| Al(III) Phthalocyanine Chloride Disulfonic acid (AlPcS2a) | Frontier Scientific | P40632 | |
| Culture dish | ibidi | 812128-200 | |
| Culture Medium | DMEM supplemented with 10% FBS and 100 U/mL penicillin G and 100 mg/mL Streptomycin | ||
| DMEM | Gibco | 11965092 | |
| FBS | Thermo Fisher Scientific | A4736301 | |
| Gal3-GFP plasmid | addgene | ||
| Lipofectamine 3000 kit | Thermo Fisher Scientific | L3000008 | |
| LysoTracker Green DND-26 | Thermo Fisher Scientific | L7526 | green fluorescent dye |
| Multiwall plate | perkinelmer | PK-6005550 | |
| NaOH | Thermo Fisher Scientific | Q15895 | |
| OptiMEM | Thermo Fisher Scientific | 31985070 | |
| Penicillin-streptomycin | Gibco | 15140163 | |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Gibco | 21600-069 | 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10mM Na2HPO4, 1.8 mM KH2PO4 |
| Cell line | |||
| HeLa Cell Line | ATCC | CCL-2 | The methods are applicable for most of the attached cell lines. Conditions must be determined individually. |
| Equipments | |||
| 0.22 µm Filter | Merck | SLGV013SL | |
| Collimated LED Light (660nm) | Thorlabs | M660L3-C1 and DC2100 | Near-infared light is ideal base on the excitation spectrum of AlPcS2a. |
| Confocal microscopy | Carl Zeiss | LSM 780 | An incubation system is required for long-term imaging. |
| NanoDrop 2000/2000c Spectrophotometers | Thermo Fisher Scientific | ||
| Red LED light | Tholabs | M660L4-C1 |
References
- Cossart, P., Helenius, A.
- Daussy, C. F., Wodrich, H. 34;Repair me if you can": membrane damage, response, and control from the viral perspective. Cells. 9 (9), 2042 (2020).
- Hung, Y. H., Chen, L. M., Yang, J. Y., Yang, W. Y. Spatiotemporally controlled induction of autophagy-mediated lysosome turnover. Nature Communications. 4, 2111 (2013).
- Sharma, S. K., et al. Photodynamic therapy for cancer and for infections: what is the difference. Israel Journal of Chemistry. 52 (8-9), 691-705 (2012).
- Kübler, A. C.
- De Rosa, F. S., Bentley, M. V. Photodynamic therapy of skin cancers: sensitizers, clinical studies and future directives. Pharmaceutical Research. 17 (12), 1447-1455 (2000).
- Hamblin, M. R. New photosensitizers for photodynamic therapy. Biochemical Journal. 473 (4), 347-364 (2016).
- Lavie, G., et al. A photodynamic pathway to apoptosis and necrosis induced by dimethyl tetrahydroxyhelianthrone and hypericin in leukaemic cells: possible relevance to photodynamic therapy. British Journal of Cancer. 79 (3-4), 423-432 (1999).
- Jay, D. G. Selective destruction of protein function by chromophore-assisted laser inactivation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 85 (15), 5454-5458 (1988).
- Grate, D., Wilson, C. Laser-mediated, site-specific inactivation of RNA transcripts. Proceedings of the National Academy of Sciences. 96 (11), 6131-6136 (1999).
- Lin, J. Y., et al. Optogenetic inhibition of synaptic release with chromophore-assisted light inactivation (CALI). Neuron. 79 (2), 241-253 (2013).
- Hsieh, C. W., Yang, W. Y.
- Yang, J. Y., Yang, W. Y. Spatiotemporally controlled initiation of Parkin-mediated mitophagy within single cells. Autophagy. 7 (10), 1230-1238 (2011).
- Molinari, M., et al. Vacuoles induced by Helicobacter pylori toxin contain both late endosomal and lysosomal markers. Journal of Biological Chemistry. 272 (40), 25339-25344 (1997).
- Prince, L. R., et al. Subversion of a lysosomal pathway regulating neutrophil apoptosis by a major bacterial toxin, pyocyanin. Journal of Immunology. 180 (5), 3502-3511 (2008).
- Aits, S., et al. Sensitive detection of lysosomal membrane permeabilization by lysosomal galectin puncta assay. Autophagy. 11 (8), 1408-1424 (2015).
- Prasmickaite, L., Hogset, A., Berg, K. Evaluation of different photosensitizers for use in photochemical gene transfection. Photochemistry and Photobiology. 73 (4), 388-395 (2001).
- Berg, K., et al. Photochemical internalization: a novel technology for delivery of macromolecules into cytosol. Cancer Research. 59 (6), 1180-1183 (1999).
- Moan, J., Berg, K. The photodegradation of porphyrins in cells can be used to estimate the lifetime of singlet oxygen. Photochemistry and Photobiology. 53 (4), 549-553 (1991).
- Thurston, T. L., Wandel, M. P., von Muhlinen, N., Foeglein, A., Randow, F. Galectin 8 targets damaged vesicles for autophagy to defend cells against bacterial invasion. Nature. 482 (7385), 414-418 (2012).
- Repnik, U., et al. L-leucyl-L-leucine methyl ester does not release cysteine cathepsins to the cytosol but inactivates them in transiently permeabilized lysosomes. Journal of Cell Science. 130 (18), 3124-3140 (2017).
- Griffiths, G., Hoflack, B., Simons, K., Mellman, I., Kornfeld, S. The mannose 6-phosphate receptor and the biogenesis of lysosomes. Cell. 52 (3), 329-341 (1988).
- Jia, J., et al. Galectin-3 Coordinates a cellular system for lysosomal repair and removal. Developmental Cell. 52 (1), 69-87 (2020).
- Chu, Y. P., Hung, Y. H., Chang, H. Y., Yang, W. Y.
- Nguyen, L., Madsen, S. J., Berg, K., Hirschberg, H. An improved in vitro photochemical internalization protocol for 3D spheroid cultures. Lasers in Medical Science. 36 (8), 1567-1571 (2021).
- Daugelaviciene, N., et al. Lysosome-targeted photodynamic treatment induces primary keratinocyte differentiation. Journal of Photochemistry and Photobiology. B, Biology. 218, 112183 (2021).
- Hong, M. H., et al. Intracellular galectins control cellular responses commensurate with cell surface carbohydrate composition. Glycobiology. 30 (1), 49-57 (2019).
