Summary
Настоящий протокол описывает методы экспрессии трансгенов в сердцах крыс и мышей путем прямой интрамиокардиальной инъекции вируса под руководством эхокардиографии. Здесь также объясняются методы оценки восприимчивости сердца к желудочковым аритмиям путем запрограммированной электрической стимуляции изолированных, перфузированных Лангендорфом сердец.
Abstract
Болезни сердца являются основной причиной заболеваемости и смертности во всем мире. Благодаря простоте обращения и обилию трансгенных штаммов, грызуны стали важными моделями для сердечно-сосудистых исследований. Тем не менее, спонтанные летальные сердечные аритмии, которые часто вызывают смертность у пациентов с сердечными заболеваниями, редко встречаются у грызунов. Это в первую очередь связано с видовыми различиями в электрических свойствах сердца между человеком и грызунами и представляет собой проблему для изучения сердечных аритмий с использованием грызунов. Этот протокол описывает подход, обеспечивающий эффективную экспрессию трансгенов в желудочковом миокарде мышей и крыс с использованием внутримышечных инъекций рекомбинантного вируса (аденовируса и аденоассоциированного вируса) под управлением эхокардиографии). В этой работе также излагается метод, позволяющий достоверно оценить сердечную восприимчивость к аритмиям с использованием изолированных, перфузированных Лангендорфом мышечных и крысиных сердец как с адренергической, так и с запрограммированной электрической стимуляцией. Эти методы имеют решающее значение для изучения нарушений сердечного ритма, связанных с неблагоприятным ремоделированием сердца после травм, таких как инфаркт миокарда.
Introduction
Сердечно-сосудистые заболевания являются основной причиной смерти во всем мире, унося жизни 18 миллионов человек только в 2017 году1. Грызуны, особенно мыши и крысы, стали наиболее часто используемой моделью в сердечно-сосудистых исследованиях из-за простоты обращения и наличия различных трансгенных гиперэкспрессий или нокаутирующих линий. Модели грызунов были фундаментальными для понимания механизмов заболевания и для выявления потенциальных новых терапевтических целей при инфаркте миокарда2, гипертонии3,сердечной недостаточности 4 и атеросклерозе5. Однако использование грызунов в исследованиях сердечных аритмий ограничено их небольшим размером сердца и более быстрым сердечным ритмом по сравнению с человеческими или крупными животными моделями. Поэтому спонтанные летальные аритмии у мышей или крыс после инфаркта миокарда встречаютсяредко2. Исследователи вынуждены сосредоточиться на косвенных вторичных изменениях, которые могут отражать проаритмический субстрат, такой как фиброз или экспрессия генов, не показывая значимых изменений в бремени аритмии или проаритмических тенденциях. Для преодоления этого ограничения в настоящем протоколе описан метод, позволяющий достоверно оценить восприимчивость мышечных и крысиных сердец к желудочковым тахиаритмиям после генетической модификации 6,7 или инфаркта миокарда2. Этот метод сочетает в себе стимуляцию адренергических рецепторов с запрограммированной электрической стимуляцией для индуцирования желудочковых тахиаритмий в изолированных, перфузированных Лангендорфом8 мышечных и крысиных сердцах.
Стандартные подходы к переносу вирусных генов в ткани миокарда грызунов часто включают облучение сердца методом торакотомии 9,10,11, которая является инвазивной процедурой и связана с задержкой восстановления животных после процедуры. В данной статье описан метод прямой интрамиокардиальной инъекции вируса под руководством ультразвуковой визуализации для гиперэкспрессии трансгенов. Эта менее инвазивная процедура позволяет быстрее восстанавливаться животным после вирусной инъекции и меньше травмировать ткани, по сравнению с торакотомией, уменьшает послеоперационную боль и воспаление у животного и, таким образом, позволяет лучше оценить влияние трансгенных генов на функцию сердца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все описанные методы и процедуры были одобрены советом по этическому обзору исследований на животных в Университете Оттавы и комитетом по обзору биобезопасности в Институте сердца Университета Оттавы. Разработанные протоколы безопасности включают в себя то, что все процедуры, связанные с рекомбинантным аденовирусом или аденоассоциированным вирусом (AAV), выполнялись в кабинете биобезопасности уровня II. Все предметы, контактирующие с вирусом, были тщательно обеззаражены после эксперимента. Для настоящего исследования использовались мыши Ctnnb1flox/flox и αMHC-MerCreMer (8-12 недель, любого пола) и крысы Sprague-Dawley (200-250 г, самцы). Животные были получены из коммерческих источников (см. Таблицу материалов). Все процедуры, касающиеся животных, были выполнены персоналом, который был обучен и одобрен институциональными регулирующими комитетами. Во время всех процедур использовались соответствующие средства индивидуальной защиты.
1. Экспрессия вирусных трансгенов в желудочковых тканях грызунов
ПРИМЕЧАНИЕ: Храните рекомбинантный аденовирус или AAV, экспрессирующий ген-мишень и соответствующий контрольный вирус, такой как Ad-GFP (титр 1 x 1010 PFU/мл) или AAV9-GFP (титр 1 x 1013 GC/mL) (см. Таблицу материалов), в морозильной камере с температурой −80 °C.
- В день инъекции вируса разморозьте вирус на льду. Аспирировать вирус, экспрессирующий ген-мишень и контрольный вирус, в два отдельных шприца (объем = 50 мкл) с 30 г 1/2 игл и держать на льду до использования.
ПРИМЕЧАНИЕ: Любые пузырьки в шприце и игле должны быть аккуратно удалены. - Вводят бупренорфин крысам или мышам (0,05 мг/кг для крыс, 0,1 мг/кг для мышей, подкожно), через 1 ч индуцируют анестезию с использованием 3% изофлурана и поддерживают изофлуран на уровне 2% (в 100% кислорода при скорости потока 0,5-1,0 л/мин) для последующей процедуры.
- Осторожно ущипните тело животного (например, хвост) парой щипцов, и если животное не реагирует на ущемление какими-либо движениями тела, правильное обезболивание подтверждается.
- Поддерживайте температуру тела на уровне 37 °C с помощью электрической грелки. Сбрить волосы в области груди с помощью машинки для стрижки волос.
ПРИМЕЧАНИЕ: Следует соблюдать осторожность при использовании электрической грелки из-за потенциального неравномерного распределения тепла. - Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить пересыхание роговицы.
- Держите животное в лежачем положении и используйте доклиническую систему визуализации (см. Таблицу материалов) для ультразвуковой визуализации сердца животного в короткоосевой ориентации.
ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие этапы выполняются в шкафу биобезопасности уровня II, который обеспечивает стерильную среду. Применяются стандартные процедуры безопасности, в том числе с безопасным обращением с иглами. - Стерилизуйте левую нижнюю часть грудной клетки животного чередующимися раундами скраба на основе йода или хлоргексидина и спирта три раза круговыми движениями.
- Под руководством ультразвуковой визуализации вставьте иглу 30 г 1/2 шприца, содержащего вирус, как это было подготовлено на этапе 1.1. в грудь животного через левую нижнюю часть груди тела.
- Подойдите кончиком иглы к левой передней свободной стенке желудочка и медленно введите 10-15 мкл вируса. Убедитесь в успешной инъекции в ультразвуковых изображениях по усиленной яркости возле кончика иглы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Количество вируса, вводимого в каждый участок, составляет не более 15 мкл для предотвращения физического повреждения тканей миокарда. - Извлеките иглу из сердца и вставьте ее в другие области левого желудочка для второй и третьей инъекции того же количества вируса.
ПРИМЕЧАНИЕ: Общее количество мест инъекций определяется экспериментальным проектом. Если требуется фокальная трансгенная экспрессия, необходима только одна инъекция; если требуется более диффузионная трансгенная экспрессия, обычно требуется несколько мест инъекции (от трех до пяти). - После завершения инъекций верните животное в клетку.
- Внимательно следите за животным до тех пор, пока оно не придет в достаточное сознание, чтобы сохранить стернальное лежание и вернуть его в свою комнату.
- Вводят бупренорфин HCl (0,1 мг/кг, два раза в день для мышей, 0,05 мг/кг, два раза в день для крыс, подкожно) животному в течение следующих 2 дней. Верните животных в виварий и ежедневно следите за любыми необычными признаками боли или дистресса, и, если они обнаружены, лечите животных в соответствии с протоколами институционального комитета по уходу за животными.
2. Оценка восприимчивости к сердечной аритмии
ПРИМЕЧАНИЕ: Через 4-6 дней после инъекции аденовируса и через 1-2 недели после инъекции AAV оцените восприимчивость сердца животных к сердечным аритмиям, следуя шагам 2.1.-2.2.
- Выполняют перфузию Лангендорфа сердца крысы или мыши.
- Готовят раствор Тирода, добавляя в 1 л воды следующее: NaCl, 7,9 г (конечная = 135 мМ); KCl, 0,37 г (5,0 мМ); CaCl2, 0,27 г (1,8 мМ); MgCl2 - 0,24 г (1,2 мМ); HEPES, 2,38 г (10 мМ); и глюкозы , 1,8 г (10 мМ). Отрегулируйте pH до 7,40 с NaOH (см. Таблицу материалов).
- Фильтруйте раствор фильтром 0,2 мкм и пузырьком со 100% O2 непрерывно на этапах 2.1.6.-2.2.8.
- Вводят гепарин крысе или мыши (500 Ед/кг, внутрибрюшинная инъекция) и через 10 мин обезболивают животное 3% изофлураном. Обеспечьте адекватную анестезию с помощью мягкого защемления тела.
- С помощью скальпеля сделать вертикальный разрез 1-1,5 см по средней ключичной линии для левой торакотомии и обнажить сердце.
- Соберите сердце, разрезав ножницами на уровне дуги аорты, и сразу же поместите сердце в ледяной раствор Тирода.
ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдается осторожность, чтобы не повредить сердце во время сбора сердца. - Каннулировать аорту сердца тупой иглой (18 г для крыс; 23 г для мышей), подключенной к модифицированной перфузионной системе Лангендорфа (см. Таблицу материалов) в режиме постоянного расхода. Отрегулируйте расход, чтобы поддерживать давление перфузии на уровне 70-80 мм рт.ст.
ПРИМЕЧАНИЕ: Любые пузырьки в перфузионной игле должны быть удалены до канюляции аорты. Использование рассекающего микроскопа облегчает канюляцию. - Поместите канюлированное сердце в силиконовую пластиковую тарелку с покрытием эластомерами9, 10 см левой желудочкой вверх и перфузируйте сердце 9,12 раствором Тирода O2 при 37 °C.
- Проверьте правильность канюляции аорты в начале перфузии, наблюдая за вымыванием крови из сердца в течение первых двух-трех сердечных сокращений и изменением цвета сердца с красного на бледный.
- Поместите электроды системы ЭКГ маленького животного (см. Таблицу материалов) вокруг сердца, вставив их в силиконовое эластомерное покрытие в чашке (рисунок 1). Запись ЭКГ с помощью совместимого программного обеспечения.
- Выполняйте стимуляцию адренергических рецепторов и запрограммированную электрическую стимуляцию, чтобы вызвать желудочковые тахиаритмии.
- После успешной канюляции аорты продолжайте перфузить сердце раствором Тирода в течение 20 мин для стабилизации сердечного препарата.
- Добавьте 1 мкМ изопротеренола (см. Таблицу материалов) в раствор тирода, используемый для перфузии сердца на этапах 2.2.3.-2.2.8.
- После 10 мин перфузии изопротеренола стимулируют сердце на вершине двумя платиновыми электродами, подключенными к электростимулятору (см. Таблицу материалов).
- Начните с процедуры стимуляции (рисунок 2), которая включает в себя 10 последовательных стимулов (интервалы S1, 5 В, 100 мс), за которыми следует дополнительный стимул (S2) с начальным интервалом 80 мс. Многократно уменьшайте интервал S2 на 2 мс каждый раз, пока сердцебиение больше не может быть захвачено (т. Е. Достигнув эффективного рефрактерного периода сердца, ERP)13.
- Контролировать любые индуцированные желудочковые тахиаритмии (включая желудочковую тахикардию и фибрилляцию) с помощью ЭКГ.
- Если аритмии не вызваны вышеуказанной процедурой, добавьте еще один дополнительный стимул (S3) после S2 с теми же начальными (80 мс) и декрементными (на 2 мс) интервалами до тех пор, пока не будет достигнут ERP.
- Если желудочковые тахиаритмии все еще не индуцированы, добавьте еще один дополнительный стимул (S4) после S3 с теми же начальными и декрементными интервалами до тех пор, пока не будет достигнут ERP.
- Если желудочковые тахиаритмии все еще не вызваны (как ожидается в контроле здоровых сердец), прекратите протокол электрической стимуляции и считайте сердце неиндуцируемым.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
При перфузии в соответствии с протоколом, описанным здесь (рисунок 1), изолированное сердце крысы или мыши бьется ритмично и стабильно в течение не менее 4 ч. Если экспериментальная конструкция требует более длительного периода перфузии сердца, полезно добавить альбумин в перфузионный раствор, чтобы уменьшить возникновение отека миокарда после длительной перфузии14. Включение изопротеренола в перфузионный раствор имитирует активацию симпатической нервной системы, которая происходит при многих аритмогенных состояниях, таких как инфаркт миокарда и сердечная недостаточность. Во время запрограммированной электрической стимуляции успешная кардиостимуляция проверяется (1) захватом сердцебиения 1:1 во время последовательных стимулов S1 и (2) длительным (или более широким) комплексом QRS во время кардиостимуляции S1 (рисунок 3 и рисунок 4). Последнее связано с тем, что сердце движется на вершине, и более медленная проводимость активации в желудочковых тканях увеличивает продолжительность комплекса QRS.
Как показано в опубликованных данных 2,7 (рисунок 3 и рисунок 4), эти комбинированные адренергические и электрические стимуляции не вызывали желудочковых тахиаритмий (определяемых как по меньшей мере три последовательных преждевременных желудочковых комплекса, ПВХ) в здоровых сердцах мышей (фиктивные сердца дикого типа на рисунке 3) или в контрольных сердцах крыс (контрольные сердца крыс, введенные Ad-GFP на рисунке 4. ). Напротив, тот же протокол индуцировал желудочковые тахиаритмии в 77% мышечных сердец дикого типа после инфаркта миокарда (рисунок 3B) и в трех из четырех крысиных сердец после внутримиокардиальной инъекции Ad-Wnt3a (рисунок 4). Это демонстрирует высокую точность этого подхода, вызывающего желудочковую аритмию.
Успешная экспрессия трансгена внутримиокарда после инъекции вируса может быть подтверждена повышенными уровнями мРНК и белка трансгена в тканях миокарда, идентифицированными с помощью количественной ОТ-ПЦР в реальном времени, западного блоттинга или иммуногистохимии. Если вирус экспрессирует флуоресцентный репортерный ген, такой как GFP, успешная вирусная трансдукция также может быть проверена в изолированных, живых, одиночных кардиомиоцитах по их экспрессии GFP9.
Рисунок 1: Перфузия Лангендорфа изолированного сердца крысы. Сердце собирают у животного, а аорту канюлируют тупой иглой 18 Г. Иглу соединяют со шприцем объемом 10 мл, заполненным раствором тирода 37 °C при давлении 70-80 мм рт.ст. Сердце помещается в силиконовую пластиковую тарелку с покрытием эластомером, 10 см, левым желудочком вверх. Электроды (красного, зеленого и черного цветов) системы ЭКГ маленького животного размещаются вокруг сердца путем вставки их в силиконовое эластомерное покрытие в чашке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Адренергическая и электрическая стимуляция сердца, перфузированного Лангендорфом. (А) Сердце крысы или мыши перфузируется в системе Лангендорфа, как показано на рисунке 1, и 1 мкМ изопротеренола добавляют к перфузирующему раствору тирода для стимуляции β1 адренергических рецепторов сердца. Затем сердце стимулируется на вершине двумя платиновыми электродами, подключенными к стимулятору. (B) Представление запрограммированной электрической стимуляции. Дополнительные сведения см. в шаге 2.2. Рисунок изменен с разрешения Wang et al.2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Желудочковые тахиаритмии, индуцированные в сердцах мышей после инфаркта миокарда. (A) Репрезентативная ЭКГ ex vivo (Свинец II), показывающая программируемую электрическую стимуляцию (PES), индуцированную желудочковой тахикардией (VT, определяемая как три или более последовательных преждевременных желудочковых комплексов, ПВХ) в сердце мыши дикого типа (WT) (через 8 недель после инфаркта миокарда, MI) при стимуляции одним дополнительным стимулом (S2), но только одним ПВХ в сердечно-специфическом сердце β-катенин нокаут (KO) мышиного сердца (через 8 недель после ИМ) при стимуляции тремя дополнительными стимулами (S4). Изопротеренол (1 мкМ) включали в перфузионный раствор тирода во время стимуляции ПЭУ. Специфические для сердца мыши-β-катенин (Ctnnb1) были получены мышами ctnnb1flox/flox (с экзонами от 2 до 6 флоксов) с мышами αMHC-MerCreMer. В возрасте 8-12 недель Ctnnb1flox/flox;αMHC-MerCreMer+/− мыши (KO) и помет Ctnnb1flox/flox; Мыши αMHC-MerCreMer−/− (используемые в качестве контрольных мышей дикого типа) получали ежедневные подкожные инъекции тамоксифена (20 мг/кг/сут) в течение 5 дней подряд, прежде чем они были назначены либо в ИМ, либо в фиктивную группу. (B) Резюме ПЭУ-индуцированных ПВХ и ВТ в сердцах WT и KO через 1 неделю или 8 недель после ИМ. Каждому сердцу был присвоен балл аритмии в соответствии с критериями в левой таблице. Через 8 недель после ИМ ВТ был успешно индуцирован в 77% сердец WT, но только в 18% ко-сердец. Данные были проанализированы с помощью двустороннего сравнения ANOVA и Bonferroni post-hoc. Полосы ошибок обозначают стандартную ошибку (SE). Рисунок воспроизводится с разрешения Wang et al.2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Желудочковые тахиаритмии, индуцированные в сердцах крыс после внутримиокардиальной инъекции вируса, экспрессирующего Wnt3a. (A) PES-индуцированные желудочковыми аритмиями в сердцах крыс (200-250 г, самец, Sprague-Dawley) на 4-6 день после интрамиокардиальной инъекции аденовируса, экспрессирующего Wnt3a (Ad-Wnt3a, внизу), но не в сердцах, вводимых контрольным аденовирусом, экспрессирующим GFP (Ad-GFP, вверху). Сердца были изолированы и перфузированы по системе Лангендорфа. Изопротеренол (1 мкМ) включали в перфузионный раствор тирода во время стимуляции ПЭУ. Ex vivo ЭКГ непрерывно регистрировалась во время стимуляции ПЭС. Обратите внимание, что в этом эксперименте было использовано 11 последовательных стимулов S1 (синего цвета). (B) Резюме исследований в группе (A): Желудочковая тахикардия (VT) была вызвана PES в трех из четырех сердец с инъекцией Ad-Wnt3a, но ни в одном из четырех сердец с контрольным Ad-GFP. Рисунок воспроизводится с разрешения Lu et al.7. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Несколько шагов имеют решающее значение для успеха перфузионного, изолированного сердечного препарата Лангендорфа. Во-первых, важно избегать любого повреждения сердца во время сбора сердца (например, из-за случайного сдавливания или разрезания ножницами). Во-вторых, очень важно как можно скорее поместить собранное сердце в холодный раствор Тирода, потому что это остановит сердцебиение и уменьшит потребление кислорода сердцем. В-третьих, введение иглы в аорту не должно быть слишком глубоким — в идеале кончик иглы находится близко к уровню аортального клапана, чтобы сердце хорошо перфузировалось через коронарные артерии. Наконец, пузырьки в перфузионной игле должны быть удалены до канюляции аорты - обычно полезно включить насос на несколько секунд прямо перед канюляцией, чтобы удалить пузырь на кончике иглы.
Сердечный препарат с перфузией Лангендорфа имеет ряд преимуществ по сравнению с исследованиями in vivo на животных. Во-первых, можно точно контролировать концентрацию и продолжительность применения препаратов, применяемых к сердцу (например, изопротеренола, как используется в данном исследовании). Во-вторых, он обеспечивает легкий доступ к различным областям сердца либо для стимуляции (например, электрический темп на вершине в этой рукописи), либо для записи физиологического сигнала (например, оптического картирования желудочковых тканей после загрузки Ca2 + чувствительным или чувствительным к напряжению красителем, который здесь не описан). Кроме того, сердечная функция, такая как сократимость желудочков, может быть легко измерена путем введения баллона в левый желудочек и подключения баллона к преобразователю давления8. В-третьих, внутренние свойства сердца, такие как частота сердечных сокращений и сократимость желудочков, могут быть исследованы без осложняющих факторов в исследованиях in vivo, таких как вегетативная нервная система и циркулирующие гормоны. Тем не менее, ограничение сердца с перфузией Лангендорфа заключается в том, что ему не хватает перекрестных помех между различными органами или тканями in vivo 15,16,17 через циркулирующие факторы или вегетативную нервную систему, которые могут быть критическими игроками в некоторых исследованиях.
Запись ЭКГ ex vivo сердца с перфузией Лангендорфа, описанная здесь и в предыдущих публикациях 2,6,7,9, имеет преимущество бесконтактной записи и не нарушает функцию сердца по сравнению с другими подходами, такими как оптическое картирование, которое требует нагрузки Ca2+ -чувствительные или чувствительные к напряжению красители и использование разъединителя возбуждения-сокращения для уменьшения механического движения сердца (например, блеббистатин)12,18. Тем не менее, оптическое картирование имеет преимущество в предоставлении более подробной информации об электрической активности сердца, такой как происхождение сердцебиения, паттерн активации миокарда и скорость проводимости миокарда.
Способ прямой интрамиокардиальной инъекции вируса, описанный здесь, также может быть использован для доставки других терапевтических материалов 19,20,21,22,23,24, таких как биоматериалы, экзоны, модифицированные мРНК и кардиомиоциты, полученные из стволовых клеток. Интрамиокардиальная инъекция под ультразвуковой визуализацией имеет ряд преимуществ по сравнению с традиционным подходом к инъекциям на основе торакотомии. Во-первых, он менее инвазивный и позволяет быстрее восстанавливать животных после процедуры инъекции. Это уменьшает связанные с процедурой эффекты на животных (например, вызванные послеоперационной болью и воспалением тканей грудной клетки при использовании инвазивной торакотомии). Во-вторых, ультразвуковая визуализация подтверждает успешную инъекцию вируса в сердце, что повышает консистенцию и воспроизводимость результатов. Однако ограничение ультразвукового подхода к инъекциям вируса заключается в том, что расположение мест инъекции вируса не может контролироваться так же точно, как в подходе, основанном на торакотомии, который позволяет визуально локализовать различные области сердца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана грантами проекта Канадских институтов исследований в области здравоохранения (CIHR) (PJT-148918 и PJT-180533, для WL), премией CIHR Early Career Investigator Award (AR8-162705, для WL), стипендией Макдональда Фонда сердца и инсульта Канады (HSFC) и премией Нового исследователя (S-17-LI-0866, для WL), студенческими стипендиями (для JW и YX) и постдокторской стипендией (для AL) от Фондов кардиологического фонда Университета Оттавы в Институте сердца. Авторы благодарят г-на Ричарда Сеймура за его техническую поддержку. Рисунок 2 был создан с Biorender.com с утвержденными лицензиями.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 30 G 1/2 PrecisionGlide Needle | Becton Dickinson (BD) | 305106 | |
| adeno-associated virus (AAV9-GFP) | Vector Biolabs | 7007 | |
| adenovirus (Ad-GFP) | Vector Biolabs | 1060 | |
| adenovirus (Ad-Wnt3a) | Vector Biolabs | ADV-276318 | |
| Biosafety cabinet (Level II) | Microzone Corporation | N/A | Model #: BK-2-4 |
| Buprenorphine | Vetergesic | DIN 02342510 | |
| Calcium Chloride | Sigma-Aldrich | 102378 | |
| D-Glucose | Fisher Chemical | D16-1 | |
| Hair clipper | WAHL Clipper Corporation | 78001 | |
| Hamilton syringe | Sigma-Aldrich | 20701 | 705 LT, volume 50 μL |
| Heating pad | Life Brand | E12107 | |
| Heparin | Fresenius Kabi | DIN 02264315 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H4034 | |
| Isoflurane | Fresenius Kabi Ltd. | M60303 | |
| Isoproterenol hydrochloride | Sigma-Aldrich | 1351005 | |
| LabChart 8 software | ADInstruments Inc. | Version 8.1.5 | for ECG recording |
| Magnesium chloride hexahydrate | Sigma-Aldrich | M2393 | |
| Mice (Ctnnb1flox/flox) | Jackson Labs | 4152 | |
| Mice (αMHC-MerCreMer) | Jackson Labs | 5650 | |
| Microscope | Leica | S9i | for Langendorff system |
| MS400 transducer | VisualSonic Inc. | N/A | |
| Ophthalmic ointment | Systane | DIN 02444062 | |
| Potassium Chloride (KCl) | Sigma-Aldrich | P9541 | |
| Pressure meter | NETECH | DigiMano 1000 | for Langendorff system |
| Pump | Cole-Parmer | UZ-77924-65 | for Langendorff system |
| Rat (Sprague-Dawley, male) | Charles River | 400 | |
| Scalpel blades | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10007-12 | |
| Silicone elastomer | Down Inc. | Sylgard 184 | for Langendorff system |
| Small animal ECG system | ADInstruments Inc. | N/A | Powerlab 8/35 and Animal Bio Amp |
| Sodium Chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Sodium Hydroxide | Sigma-Aldrich | 567530 | |
| Stimulator | IonOptix | MyoPacer EP | |
| VEVO3100 Preclinical Imaging System | VisualSonic Inc. | N/A |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141 (9), 139 (2020).
- Wang, J., et al. Cardiomyocyte-specific deletion of β-catenin protects mouse hearts from ventricular arrhythmias after myocardial infarction. Scientific Reports. 11 (1), 17722 (2021).
- Wang, T., et al. Effect of exercise training on the FNDC5/BDNF pathway in spontaneously hypertensive rats. Physiological Reports. 7 (24), 14323 (2019).
- Lin, H. B., et al. Innate immune Nod1/RIP2 signaling is essential for cardiac hypertrophy but requires mitochondrial antiviral signaling protein for signal transductions and energy balance. Circulation. 142 (23), 2240-2258 (2020).
- Karunakaran, D., et al. RIPK1 expression associates with inflammation in early atherosclerosis in humans and can be therapeutically silenced to reduce NF-κB activation and atherogenesis in mice. Circulation. 143 (2), 163-177 (2021).
- Gharibeh, L., et al. GATA6 is a regulator of sinus node development and heart rhythm. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (1), 2007322118 (2021).
- Lu, A., et al. Direct and indirect suppression of Scn5a gene expression mediates cardiac Na+ channel inhibition by Wnt signalling. Canadian Journal of Cardiology. 36 (4), 564-576 (2020).
- Liang, W., et al. Role of phosphoinositide 3-kinase {alpha}, protein kinase C, and L-type Ca2+ channels in mediating the complex actions of angiotensin II on mouse cardiac contractility. Hypertension. 56 (3), 422-429 (2010).
- Kapoor, N., Liang, W., Marban, E., Cho, H. C. Direct conversion of quiescent cardiomyocytes to pacemaker cells by expression of Tbx18. Nature Biotechnology. 31 (1), 54-62 (2013).
- Kim, N. K., Wolfson, D., Fernandez, N., Shin, M., Cho, H. C. A rat model of complete atrioventricular block recapitulates clinical indices of bradycardia and provides a platform to test disease-modifying therapies. Scientific Reports. 9 (1), 6930 (2019).
- Cingolani, E., et al. Gene therapy to inhibit the calcium channel beta subunit: Physiological consequences and pathophysiological effects in models of cardiac hypertrophy. Circulation Research. 101 (2), 166-175 (2007).
- Ionta, V., et al. SHOX2 overexpression favors differentiation of embryonic stem cells into cardiac pacemaker cells, improving biological pacing ability. Stem Cell Reports. 4 (1), 129-142 (2015).
- Guss, S. B., Kastor, J. A., Josephson, M. E., Schare, D. L. Human ventricular refractoriness. Effects of cycle length, pacing site and atropine. Circulation. 53 (3), 450-455 (1976).
- Segel, L. D., Ensunsa, J. L. Albumin improves stability and longevity of perfluorochemical-perfused hearts. The American Journal of Physiology. 254, 1105-1112 (1988).
- Hong, P., et al. NLRP3 inflammasome as a potential treatment in ischemic stroke concomitant with diabetes. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 121 (2019).
- Lin, H. B., et al. Macrophage-NLRP3 inflammasome activation exacerbates cardiac dysfunction after ischemic stroke in a mouse model of diabetes. Neuroscience Bulletin. 36 (9), 1035-1045 (2020).
- Lin, H. B., et al. Cerebral-cardiac syndrome and diabetes: Cardiac damage after ischemic stroke in diabetic state. Frontiers in Immunology. 12, 737170 (2021).
- Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
- Allison, S., et al. Electroconductive nanoengineered biomimetic hybrid fibers for cardiac tissue engineering. Journal of Materials Chemistry. B. 5 (13), 2402-2406 (2017).
- Hamel, V., et al. De novo human cardiac myocytes for medical research: Promises and challenges. Stem Cells International. 2017, 4528941 (2017).
- Liang, W., Lu, A., Davis, D. R. Induced pluripotent stem cell-based treatment of acquired heart block: The battle for tomorrow has begun. Circulation. Arrhythmia and Electrophysiology. 10 (5), 005331 (2017).
- McLaughlin, S., et al. Injectable human recombinant collagen matrices limit adverse remodeling and improve cardiac function after myocardial infarction. Nature Communications. 10 (1), 4866 (2019).
- Villanueva, M., et al. Glyoxalase 1 prevents chronic hyperglycemia induced heart-explant derived cell dysfunction. Theranostics. 9 (19), 5720-5730 (2019).
- Kanda, P., et al. Deterministic paracrine repair of injured myocardium using microfluidic-based cocooning of heart explant-derived cells. Biomaterials. 247, 120010 (2020).
