Оптимизация чреспищеводной стимуляции предсердий для оценки восприимчивости к фибрилляции предсердий у мышей
Summary
Настоящий протокол описывает оптимизацию экспериментальных параметров при использовании чреспищеводной стимуляции предсердий для оценки восприимчивости к фибрилляции предсердий у мышей.
Abstract
Мышиные модели генетических и приобретенных факторов риска фибрилляции предсердий (ФП) оказались ценными при исследовании молекулярных детерминант ФП. Запрограммированная электрическая стимуляция может быть выполнена с использованием чреспищеводной стимуляции предсердий в качестве процедуры выживания, что позволяет проводить серийные испытания на одном и том же животном. Тем не менее, существуют многочисленные протоколы темпа, что усложняет воспроизводимость. Настоящий протокол направлен на обеспечение стандартизированной стратегии разработки экспериментальных параметров для конкретных моделей для улучшения воспроизводимости между исследованиями. Предварительные исследования проводятся для оптимизации экспериментальных методов для конкретной исследуемой модели, включая возраст на момент исследования, пол и параметры протокола кардиостимуляции (например, режим кардиостимуляции и определение восприимчивости к ФП). Важно отметить, что следует избегать высоких энергий стимулов, так как это может вызвать стимуляцию ганглионного плексиуса с непреднамеренной парасимпатической активацией, проявляющейся преувеличенной атриовентрикулярной (AV) блокадой во время кардиостимуляции и часто связанной с артефактной индукцией ФП. Животные, демонстрирующие это осложнение, должны быть исключены из анализа.
Introduction
Фибрилляция предсердий (ФП) представляет собой окончательный общий путь для множественных приобретенных и генетических факторов риска. Для исследований, изучающих патофизиологические механизмы субстрата ФП, мышиные модели являются предпочтительными, учитывая простоту генетических манипуляций и тот факт, что в целом они воспроизводят восприимчивость к ФП, наблюдаемую у людей для различных клинических фенотипов 1,2,3. Тем не менее, у мышей редко развивается спонтанная AF4, что требует использования провокационных исследований темпа предсердий.
Программируемая электрическая стимуляция (PES) может быть выполнена для оценки электрофизиологии предсердий мышей и восприимчивости к ФП с использованием либо внутрисердечного5, либо чреспищеводного6-го темпа. Хотя чреспищеводный подход особенно выгоден в качестве процедуры выживания, его использование осложняется многочисленными опубликованными экспериментальными протоколами 7,8 и источниками изменчивости, которые могут препятствовать воспроизводимости9. Кроме того, ограниченное количество сообщаемых сравнений протоколов затрудняет выбор соответствующего протокола темпа.
Текущий протокол направлен на использование систематической стратегии для разработки специфических для модели методов ЧРЕС для оценки восприимчивости к ФП мышей с целью повышения воспроизводимости. Важно отметить, что первоначальные пилотные исследования проводятся для оптимизации протокола кардиостимуляции путем учета вариабельности возраста, пола и режима темпа, причем темп предназначен для минимизации непреднамеренной парасимпатической стимуляции, которая может спутать результаты9.
Protocol
Representative Results
Discussion
Чреспищеводная стимуляция предсердий не только позволяет проводить серийные исследования на одном и том же животном, но и ее продолжительность, как правило, короче, чем внутрисердечные исследования (~ 20 мин), что сводит к минимуму использование анестетика и его влияние на электрофизиол…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Рисунок 2 был создан с помощью BioRender.com. Эта работа была поддержана грантами Национального института сердца, легких и крови при Национальных институтах здравоохранения (HL096844 и HL133127); Американская кардиологическая ассоциация (2160035, 18SFRN34230125 и 903918 [MBM]); и Национальный центр развития трансляционных наук Национального института здравоохранения (UL1 TR000445).
Materials
| 27 G ECG electrodes | ADInstruments | MLA1204 | |
| 2-F octapolar electrode catheter | NuMED | CIBercath | |
| Activated carbon canister | VetEquip | 931401 | |
| Analysis software | ADInstruments | LabChart v8.1.13 | |
| Biological amplifier | ADInstruments | FE231 | |
| Data acquisition hardware | ADInstruments | PowerLab 26T | |
| Eye ointment | MWI Veterinary | NC1886507 | |
| Heating pad | Braintree Scientific | DPIP | |
| Isoflurane | Piramal | 66794-017-25 | |
| Stimulator | Bloom Associates | DTU-210 | |
| Stimulus Isolator | World Precision Instruments | Model A365 |
References
- Sumitomo, N., et al. Association of atrial arrhythmia and sinus node dysfunction in patients with catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation Journal. 71 (10), 1606-1609 (2007).
- Fukui, A., et al. Role of leptin signaling in the pathogenesis of angiotensin II-mediated atrial fibrosis and fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 6 (2), 402-409 (2013).
- Schutter, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Li, N., et al. Ryanodine receptor-mediated calcium leak drives progressive development of an atrial fibrillation substrate in a transgenic mouse model. Circulation. 129 (12), 1276-1285 (2014).
- Wakimoto, H., et al. Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart. Cardiovascular Research. 50 (3), 463-473 (2001).
- Schrickel, J. W., et al. Induction of atrial fibrillation in mice by rapid transesophageal atrial pacing. Basic Research in Cardiology. 97 (6), 452-460 (2002).
- Verheule, S., et al. Increased vulnerability to atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by overexpression of TGF-beta1. Circulation Research. 94 (11), 1458-1465 (2004).
- Faggioni, M., et al. Suppression of spontaneous ca elevations prevents atrial fibrillation in calsequestrin 2-null hearts. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 7 (2), 313-320 (2014).
- Murphy, M. B., et al. Optimizing transesophageal atrial pacing in mice to detect atrial fibrillation. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 332 (1), 36-43 (2022).
- Prinsen, J. K., et al. Highly reactive isolevuglandins promote atrial fibrillation caused by hypertension. JACC: Basic to Translational Science. 5 (6), 602-615 (2020).
- Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFα. Nature Communications. 6, 6018 (2015).
- Bruegmann, T., et al. Optogenetic termination of atrial fibrillation in mice. Cardiovascular Research. 114 (5), 713-723 (2017).
- Matsushita, N., et al. IL-1β plays an important role in pressure overload-induced atrial fibrillation in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 42 (4), 543-546 (2019).
- Sato, S., et al. Cardiac overexpression of perilipin 2 induces atrial steatosis, connexin 43 remodeling, and atrial fibrillation in aged mice. American Journal of Physiology – Endocrinology and Metabolism. 317 (6), 1193-1204 (2019).
- Li, N., Wehrens, X. H. T. Programmed electrical stimulation in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1730 (2010).
- Yao, C., et al. Enhanced cardiomyocyte NLRP3 inflammasome signaling promotes atrial fibrillation. Circulation. 138 (20), 2227-2242 (2018).
- Purohit, A., et al. Oxidized Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II triggers atrial fibrillation. Circulation. 128 (16), 1748-1757 (2013).
- Jansen, H. J., et al. Atrial fibrillation in aging and frail mice. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 14 (9), 01077 (2021).
- Luo, T., et al. Characterization of atrial histopathological and electrophysiological changes in a mouse model of aging. International Journal of Molecular Medicine. 31 (1), 138-146 (2013).
- McCauley, M. D., et al. Ion channel and structural remodeling in obesity-mediated atrial fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 13 (8), 00896 (2020).
- Kato, M., et al. Spectral analysis of heart rate variability during isoflurane anesthesia. Anesthesiology. 77 (4), 669-674 (1992).
- Schmeckpeper, J., et al. Abstract 11402: Targeting RyR2 to suppress ventricular arrhythmias and improve left ventricular function in chronic ischemic heart disease. Circulation. 144, 11402 (2021).
- Kim, K., et al. Abstract B-PO01-017: RyR2 hyperactivity promotes susceptibility to ventricular tachycardia in structural heart disease. Heart Rhythm. 18, 57 (2021).
