Summary
פרוטוקול זה מדגים מודל עכברי ייחודי של דום לב מחנק שאינו דורש דחיסת חזה לצורך החייאה. מודל זה שימושי לניטור והדמיה של הדינמיקה של הפיזיולוגיה של המוח במהלך דום לב והחייאה.
Abstract
רוב המחלימים מדום לב (CA) חווים דרגות שונות של ליקויים נוירולוגיים. כדי להבין את המנגנונים העומדים בבסיס פגיעה מוחית הנגרמת על ידי CA, ולאחר מכן לפתח טיפולים יעילים, מחקר CA ניסיוני הוא חיוני. לשם כך הוקמו מספר דגמי CA עכבריים. ברוב הדגמים הללו, העכברים ממוקמים במצב שכיבה על מנת לבצע דחיסת חזה לצורך החייאה לב-ריאה (החייאה). עם זאת, הליך החייאה זה הופך את ההדמיה/ניטור בזמן אמת של הפיזיולוגיה של המוח במהלך CA והחייאה למאתגרים. כדי להשיג ידע קריטי כזה, הפרוטוקול הנוכחי מציג מודל CA של חנק עכבר שאינו דורש את שלב החייאה בדחיסת חזה. מודל זה מאפשר לחקור שינויים דינמיים בזרימת הדם, במבנה כלי הדם, בפוטנציאלים החשמליים ובחמצן ברקמת המוח מקו הבסיס שלפני CA ועד לרפרפוזיה מוקדמת שלאחר CA. חשוב לציין, מודל זה חל על עכברים זקנים. לפיכך, מודל CA עכברי זה צפוי להיות כלי קריטי לפענוח ההשפעה של CA על הפיזיולוגיה של המוח.
Introduction
דום לב (CA) נותר משבר בריאות הציבור העולמי1. יותר מ -356,000 מקרים מחוץ לבית החולים ו -290,000 מקרי CA בבית החולים מדווחים מדי שנה בארה"ב לבדה, ורוב קורבנות CA הם מעל גיל 60. יש לציין כי ליקויים נוירולוגיים פוסט-CA נפוצים בקרב ניצולים, ואלה מהווים אתגר גדול לניהול CA 2,3,4,5. כדי להבין שינויים פתולוגיים במוח שלאחר CA והשפעתם על התוצאות הנוירולוגיות, טכניקות שונות של ניטור נוירופיזיולוגי וניטור רקמת המוח יושמו בחולים 6,7,8,9,10,11,12. באמצעות ספקטרוסקופיה תת-אדומה קרובה, ניטור מוחי בזמן אמת בוצע גם בחולדות CA כדי לחזות תוצאות נוירולוגיות13.
עם זאת, במודלים של Murine CA, גישת הדמיה כזו הייתה מסובכת בגלל הצורך בלחיצות חזה כדי להחזיר את זרימת הדם הספונטנית, אשר תמיד כרוכה בתנועה פיזית משמעותית, ובכך מעכבת הליכי הדמיה עדינים. יתר על כן, מודלים של CA מבוצעים בדרך כלל עם עכברים במצב שכיבה, בעוד שהעכברים חייבים להיות מופנים למצב נוטה עבור שיטות דימות מוח רבות. לפיכך, מודל עכבר עם תנועת גוף מינימלית במהלך הניתוח נדרש במקרים רבים על מנת לבצע הדמיה/ניטור בזמן אמת של המוח במהלך כל הליך CA, החל מטרום CA ועד לאחר החייאה.
בעבר, Zhang et al. דיווחו על מודל CA של עכבר שיכול להיות שימושי עבור דימות מוחי14. במודל שלהם, CA הושרה על ידי הזרקות בולוס של וקורוניום ואסמולול ואחריו הפסקת אוורור מכני. הם הראו כי לאחר 5 דקות של CA, החייאה יכולה להיות מושגת על ידי עירוי תערובת החייאה. עם זאת, יש לציין כי מעצר מחזור הדם במודל שלהם התרחש רק כ -10 שניות לאחר הזרקת אסמולול. לפיכך, מודל זה אינו משחזר את ההתקדמות של CA הנגרמת מחנק בחולים, כולל היפרקפניה והיפוקסיה רקמות במהלך התקופה שלפני המעצר.
המטרה הכוללת של ההליך הכירורגי הנוכחי היא למדל חנק קליני CA בעכברים ואחריו החייאה ללא לחיצות חזה. מודל CA זה, אם כן, מאפשר שימוש בטכניקות הדמיה מורכבות לחקר הפיזיולוגיה של המוח בעכברים15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל ההליכים המתוארים כאן נערכו בהתאם להנחיות המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) לטיפול ושימוש בבעלי חיים במחקר, והפרוטוקול אושר על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של מכון דיוק (IACUC). C57BL/6 עכברים זכרים ונקבות בגילאי 8-10 שבועות שימשו במחקר הנוכחי.
1. הכנה כירורגית
- שקלו עכבר בקנה מידה דיגיטלי, והכניסו אותו לקופסת אינדוקציה להרדמה פרספקס בגודל 4 x 4 אינץ' x 7.
- כוונן את מכשיר אידוי ההרדמה ל-5% איזופלורן, את מד זרימת החמצן ל-30 ואת מד זרימת החנקן ל-70 (ראה טבלת חומרים).
- הוציאו את בעל החיים מקופסת האינדוקציה, והשכיבו אותו במצב שכיבה על ספסל הניתוחים כאשר קצב הנשימה שלו ירד ל 30-40 נשימות לדקה.
- שלפו את הלשון במלקחיים קהה, והחזיקו אותה ביד הלא דומיננטית. השתמש ביד הדומיננטית כדי להחדיר לרינגוסקופ (ראה טבלת חומרים) לפיו של העכבר ולהמחיש את מיתרי הקול.
- השתמש ביד הלא דומיננטית כדי להחדיר חוט מנחה ו 20 G קטטר תוך ורידי לתוך הפה. הכנס בעדינות את חוט ההנחיה לקנה הנשימה.
- דוחפים את הצנתר לתוך קנה הנשימה עד שחלק הכנף של הצנתר אחיד עם קצה האף.
הערה: אין לבצע אינטובציה לעכבר שאינו מורדם באופן מלא, שכן הדבר עלול לפגוע בקנה הנשימה ולגרום לדימום בדרכי הנשימה. - חבר את העכבר המובנה למכונת הנשמה קטנה של בעלי חיים (ראה טבלת חומרים), והפחת את האיזופלורן ל -1.5%.
- הזן את משקל הגוף של העכבר בלוח הבקרה של מכונת ההנשמה כדי לקבוע את נפח הגאות ואת קצב הנשימה.
- שמור את העכבר במצב שכיבה תחת מנורת חום, ושמור על טמפרטורת פי הטבעת ב 37 ° C עם בקר טמפרטורה.
- יש לגלח את אזורי המפשעה, לחטא את אזור הניתוח לפחות שלוש פעמים ביוד ובאלכוהול (ראו טבלת חומרים), ולכסות את האזור בשפשוף כירורגי סטרילי.
- יש למרוח משחת עיניים על שתי העיניים ולתת 5 מ"ג/ק"ג קרפרופן תת עורית לפני הניתוח.
- פתח את חבילת המכשירים הסטריליים לניתוח. בצע חתך עור של 1 ס"מ עם מספריים כירורגיים כדי לגשת לעורקי הירך משני הצדדים. יש לנתח ולקשור את עורק הירך הדיסטלי בעזרת גדיל יחיד של תפר משי 4-0 (ראו טבלת חומרים), ולמרוח טיפה אחת של לידוקאין.
- יש למרוח קליפ מפרצת בעורק הירך הפרוקסימלי ולבצע חתך קטן בעורק הדיסטלי לקליפ. יש להחדיר צנתר פוליאתילן 10 (PE-10, ראו טבלת חומרים) לעורק הירך השמאלי והימני.
הערה: קו העורק השמאלי משמש לניטור לחץ דם, ואילו הימני משמש לנסיגת דם ועירוי תערובת החייאה. - יש להזריק 50 μL של מי מלח 1:10 הפרינים לכל קו עורקי כדי למנוע קרישת דם בקו.
- סובב את העכבר למצב נוטה והרכבה אותו על מסגרת ראש סטריאוטקסית.
- חבר שלוש אלקטרודות מחט (אדום, ירוק ושחור) לזרוע שמאל, רגל שמאל וזרוע ימין לצורך ניטור אק"ג (ECG, ראה טבלת חומרים).
- הדביקו בדיקת סיבי פלסטיק גמישה על הגולגולת הרקתית השלמה דרך חתך עור בקוטר 0.5 ס"מ לצורך ניטור זרימת הדם במוח. שלב זה הוא אופציונלי.
- יש לגלח את החלק העליון של הראש, לחטא את אזור הניתוח לפחות שלוש פעמים ביוד ואלכוהול, ולכסות את האזור במעטפת כירורגית סטרילית.
- חתכו חתך עור בקו האמצע בקו 2.5 ס"מ, והשתמשו בארבעה מחזירים קטנים כדי לחשוף את כל משטח הגולגולת לצורך דימות מוחי.
- מקם מכונת ניטור (לדוגמה, מצלמת ניגודיות עם כתמי לייזר, ראה טבלת חומרים) מעל הראש.
הערה: ניתן להוסיף כמה טיפות של מי מלח למשטח הגולגולת כדי להקל על הדמיית ניגודיות כתמי לייזר.
2. אינדוקציה של דום לב
- מלא מזרק פלסטיק 1 מ"ל עם 26 μL של תמיסת קוקטייל החייאה.
הערה: כל מיליליטר של תמיסה זו מכיל 400 μL של 1 מ"ג / מ"ל אפינפרין, 500 μL של 8.4% סודיום ביקרבונט, 50 μL של 1,000 U/mL הפרין, ו 50 μL של 0.9% נתרן כלורי (ראה טבלה של חומרים). - המתן עד טמפרטורת הגוף מגיע 37 °C (77 °F). התאם את מד החמצן ל -100% כדי לחמצן את הדם למשך 2 דקות.
- משכו את הדם העורקי המחומצן עד 200 μL דרך עורק הירך הימני לתוך מזרק פלסטיק מוכן המכיל 26 μL של תמיסת קוקטייל החייאה.
- כבו את החמצן, והגדילו את החנקן ל -100% כדי לגרום לאנוקסיה.
הערה: לאחר כ-45 שניות, הלב לא יצליח לתפקד, וקצב הלב יירד במהירות, מה שמעיד על הופעת CA. לאחר כ-2 דקות של מחסור בחמצן, ניטור האק"ג יצביע על אסיסטולה, ולא יהיה לחץ דם מערכתי מדיד וזרימת דם מוחית זניחה. - כבו את מכונת ההנשמה, מאדה איזופלורן, בקר טמפרטורה ומד זרימת חנקן. להתאים את החמצן ל 100% לקראת החייאה.
3. הליך החייאה
- הפעל את מכונת ההנשמה לאחר 8 דקות לאחר תחילת CA.
- מיד להתחיל להחדיר את הדם מחומצן נסוג מעורבב עם קוקטייל החייאה לתוך מחזור הדם דרך עורק הירך הימני בתוך 1 דקות.
הערה: העירוי מוביל לעלייה הדרגתית בקצב הלב ולשיקום זילוח הדם; בסופו של דבר, החזרת המחזור הספונטני (ROSC) מושגת.
4. התאוששות לאחר CA
- מקם את העכבר במצב שכיבה לאחר הסרתו מהמסגרת הסטריאוטקסית, והסר את צנתרי PE-10 מעורקי הירך.
- יש למרוח 0.25% bupivacaine על חתך העור, ולתפור את חתכי העור באמצעות תפר ניילון 6-0 (ראה טבלת חומרים). יש למרוח משחה אנטיביוטית על פני השטח של חתך העור.
- נתק את מאוורר העכבר כאשר הנשימה הספונטנית משוחזרת.
- העבר את העכבר לתא התאוששות עם טמפרטורה מבוקרת של 32 ° C.
- לאחר שעתיים של התאוששות, להוציא את העכבר, ולחזור לכלוב הביתי. להזריק 0.5 מ"ל של מלוחים נורמליים תת עורית כדי למנוע התייבשות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
כדי לגרום ל-CA, העכבר הורדם עם 1.5% איזופלורן והונשם עם 100% חנקן. מצב זה הוביל לברדיקרדיה חמורה ב-45 שניות (איור 1). לאחר 2 דקות של אנוקסיה, קצב הלב ירד באופן דרמטי (איור 2), לחץ הדם ירד מתחת ל-20 מ"מ כספית, וזרימת הדם במוח פסקה לחלוטין (איור 1). כשהאיזופלורן כבוי, טמפרטורת הגוף כבר לא הייתה מנוהלת וצנחה לאט לכ-32 מעלות צלזיוס בסוף CA (איור 1).
מיד לאחר 8 דקות של CA, מכונת ההנשמה הופעלה, והעכבר סופק עם 100% חמצן. תערובת החייאה הדם הוחדרה למחזור הדם דרך הצנתר העורקי. זמן קצר לאחר הזרקת תערובת החייאה הדם, תפקוד הלב החל להתאושש. לאחר הפסקה קצרה שוקמה זרימת הדם המערכתית והמוחית, והוקם ROSC. שיעור ההצלחה של ROSC הוא כמעט 100% במעבדה שלנו. מודל זה בוצע בהצלחה בעכברים צעירים ומבוגרים.
הודות למודל זה, נעשה שימוש בשתי שיטות דימות במחקר זה, כולל דימות ניגודיות כתמי לייזר (LSCI) והדמיה פוטואקוסטית, כדי לנטר את זרימת הדם במוח ואת חמצון הדם ברמת המוח כולו במהלך CA והחייאה. LSCI אישר את ההיעדר המוחלט של זרימת הדם במוח במהלך CA (איור 3). שינויים מפורטים יותר בזרימת הדם, במבנה ובחמצון במהלך הליך CA ניתן לקבל מהתמונות הפוטואקוסטיות (איור 4).
איור 1: רישום פיזיולוגי במהלך CA והחייאה. זרימת הדם המוחית (% נקודת הבסיס; נמדדת על ידי מד זרימה דופלר בלייזר), לחץ הדם (mmHg), פעילות הלב (פעימות לדקה) וטמפרטורת הגוף (°C) משתנה לפני CA, במהלך CA ולאחר CA. ציר ה-x מתאר את הזמן בדקות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: פעילות הלב במהלך CA והחייאה. הדופק נרשם ברציפות, ולוחות (A), (B) ו-(C) מייצגים את הדופק לפני CA, במהלך CA ואחרי CA, בהתאמה. ציר y מתאר את ערכי המתח המוחלט (mV). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: תמונות ניגודיות של כתמי לייזר במהלך CA והחייאה. זרימת הדם המוחית העולמית נוטרה. CA הוביל לאובדן מוחלט של זרימת הדם המוחית (B) בהשוואה לקו הבסיס (A). זילוח יתר היה נוכח במוח מיד לאחר החייאה (C) , וזה היה ואחריו hypoperfusion במהלך השלב המאוחר (D). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: תמונות פוטואקוסטיות במהלך CA והחייאה. בוצעה גישה לשינויים מקומיים בכלי הדם באמצעות הדמיה פוטואקוסטית. העורקים והענפים לא היו מחוררים בדם במהלך CA (B) בהשוואה לקו הבסיס (A). כל העורקים והענפים נוקבו מיד לאחר ההחייאה, כולל אפילו כמה גשרים זעירים בין ענפים (C, חצים). עם זאת, גשרים אלה נעלמו מאוחר (D) עקב hypoperfusion. הסרגל מציג את רמת sO2 . אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
במחקרי CA ניסיוניים, נעשה שימוש בחנק, זריקות אשלגן כלורי או פרפור חדרים שמקורו בזרם חשמלי כדי לגרום ל-CA 16,17,18,19,20,21,22,23. בדרך כלל, נדרשת החייאה לצורך החייאה בדגמי CA אלה, במיוחד בעכברים. גיבשנו תערובת החייאה המאפשרת החייאה ספונטנית לאחר חנק CA בעכברים. ביטול שלב ההחייאה פותח הזדמנויות נוספות לניטור הפיזיולוגיה של המוח במהלך CA והחייאה באמצעות שיטות הדמיה קיימות.
תמיסת קוקטייל החייאה זו כוללת סודיום ביקרבונט, הפרין, דם עורקי מחומצן ואפינפרין. ידוע היטב כי CA גורם הן לחמצת מטבולית והן לחמצת נשימתית. סודיום ביקרבונט צפוי לנרמל את ה- pH בדם. הפרין הוא נוגד קרישה ומשמש למניעת היווצרות קריש דם מזיק במהלך החזרה. דם מחומצן ואפינפרין הם המרכיבים הקריטיים ביותר להחייאה במודל זה. למרות שהמנגנונים המדויקים העומדים בבסיס החייאה ספונטנית זו עדיין אינם ידועים, משערים כי כאשר כמות מספקת של דם מחומצן מגיעה לעורקים הכליליים, ובכך מספקת חמצן ואפינפרין, ניתן להשיג את שיקום התכווצות שריר הלב ויצירת תפוקת הלב ללא לחיצות חזה. בתהליך זה, לחץ העירוי, אשר ניתן להשיג רק בכלי הדם העורקי לא התמוטט ועבה יותר, הוא קריטי, שכן זה מקל על אספקת דם מחומצן ללב. לתמיכה ברעיון זה, מצאנו כי החדרת אותה תערובת דרך וריד הירך לא הביאה לשיקום תפקוד הלב, ולא ניתן היה לבצע החייאה. לכן, קוקטייל החייאה זה חייב להיות מנוהל דרך קו העורקים כדי להשיג את שיקום תפקוד הלב ללא לחיצות בחזה.
המינון של אפינפרין המשמש במודל הנוכחי דומה למה שמשמש בניסויים סטנדרטיים CA. כל מיליליטר של תמיסת קוקטייל החייאה מכיל 400 מיקרוגרם אפינפרין. המזרק מוכן עם 26 μL של תמיסת קוקטייל החייאה, ודם עורקי נסוג ל 200 μL במזרק. מכיוון שלמזרק הפלסטיק של 1 מ"ל יש חלל מת של 60 מיקרוליטר בקצה הקדמי, הדם שנותר במזרק לאחר החייאה הוא 60 מיקרוליטר, הכולל 6 מיקרוליטר של תמיסת קוקטייל החייאה. לפיכך, תמיסת קוקטייל ההחייאה המוזרקת הסופית היא 20 μL בכל עכבר, המייצג מינון של 8 מיקרוגרם אפינפרין בהליך זה. בפרוטוקול זה, כמות תמיסת ההחייאה אינה מותאמת בהתאם למשקל הגוף, בדומה למסגרות קליניות. לא חווינו בעיות החייאה בעכברים עם משקל גוף של 20-32 גרם.
יש לציין כי פרוטוקול החייאה זה שימש בהצלחה רק במודל זה של asphyxia CA. במחקר הפיילוט שלנו, פרוטוקול זה לא הצליח להחיות עכברים לאחר CA המושרה על ידי KCl. לכן, המודל המתואר כאן שימושי במיוחד לחקר הפיזיולוגיה של המוח של asphyxia CA.
לסיכום, מכיוון שמודל זה אינו דורש לחיצות חזה במהלך החייאה, 1) ניתן לשמור את העכבר במצב נוטה, 2) ניתן להרכיב את הראש במסגרת ראש סטריאוטקסית, המאפשרת הדמיה ומדידות אלקטרופיזיולוגיות ללא כל תזוזה במהלך כל שלב ההקלטה. זה מתאים באופן מושלם לדרישות להדמיה/ניטור פיזיולוגיה של המוח במהלך CA והחייאה. מודל זה שימש בהצלחה בניסויים שמטרתם לעקוב באופן דינמי אחר זרימת הדם במוח, תגובות כלי הדם והחמצן ברקמת המוח בעכברי CA, וניסויים אלה הניבו נתונים יקרי ערך על שינויים בכלי הדם ותגובות למתן תרופות בקליפורניה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין ניגודי עניינים.
Acknowledgments
המחברים מודים לקתי גייג' על תמיכתה בעריכה. מחקר זה נתמך על ידי כספים מהמחלקה להרדמה (המרכז הרפואי של אוניברסיטת דיוק), מענק איגוד הלב האמריקאי (18CSA34080277), ומענקים של המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 ו-NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
- Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
- Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
- Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
- Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
- Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
- Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
- Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
- Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
- Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
- Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
- Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
- Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
- Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
- Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
- Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
- Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
- Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
- Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
- Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
- Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
- Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
- Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
- Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).
