Summary
Denne protokollen demonstrerer en unik musemodell for asfyksi hjertestans som ikke krever brystkompresjon for gjenopplivning. Denne modellen er nyttig for å overvåke og avbilde dynamikken i hjernens fysiologi under hjertestans og gjenopplivning.
Abstract
De fleste hjertestans (CA) overlevende opplever varierende grad av nevrologiske underskudd. For å forstå mekanismene som ligger til grunn for CA-indusert hjerneskade og deretter utvikle effektive behandlinger, er eksperimentell CA-forskning avgjørende. For dette formål er det etablert noen få mus CA-modeller. I de fleste av disse modellene er musene plassert i liggende stilling for å utføre brystkompresjon for hjerte-lungeredning (HLR). Imidlertid gjør denne gjenopplivningsprosedyren sanntidsavbildning / overvåking av hjernefysiologi under CA og gjenopplivning utfordrende. For å oppnå slik kritisk kunnskap, presenterer denne protokollen en CA-modell for museasfyksi som ikke krever brystkompresjons-HLR-trinnet. Denne modellen tillater studier av dynamiske endringer i blodstrøm, vaskulær struktur, elektriske potensialer og oksygen i hjernevev fra pre-CA-baseline til tidlig post-CA-reperfusjon. Det er viktig at denne modellen gjelder for eldre mus. Dermed forventes denne musens CA-modell å være et kritisk verktøy for å dechiffrere virkningen av CA på hjernens fysiologi.
Introduction
Hjertestans (CA) er fortsatt en global folkehelsekrise1. Mer enn 356 000 tilfeller utenfor sykehus og 290 000 CA-tilfeller på sykehus rapporteres årlig bare i USA, og de fleste CA-ofre er over 60 år gamle. Spesielt er post-CA nevrologiske funksjonsnedsettelser vanlige blant overlevende, og disse representerer en stor utfordring for CA-ledelse 2,3,4,5. For å forstå patologiske endringer i hjernen etter CA og deres effekter på nevrologiske utfall, har ulike nevrofysiologiske overvåkings- og hjernevevsovervåkingsteknikker blitt brukt hos pasienter 6,7,8,9,10,11,12. Ved hjelp av nær-infrarød spektroskopi har sanntids hjerneovervåking også blitt utført hos CA-rotter for å forutsi nevrologiske utfall13.
I murine CA-modeller har imidlertid en slik bildebehandlingstilnærming blitt komplisert av behovet for brystkompresjoner for å gjenopprette spontan sirkulasjon, noe som alltid medfører betydelig fysisk bevegelse og dermed hindrer delikate bildeprosedyrer. Videre utføres CA-modeller normalt med mus i liggende stilling, mens musene må vendes til utsatt stilling for mange hjerneavbildningsmodaliteter. Dermed er det nødvendig med en musemodell med minimal kroppsbevegelse under operasjonen i mange tilfeller for å utføre sanntidsavbildning / overvåking av hjernen under hele CA-prosedyren, som spenner fra pre-CA til etterlivning.
Tidligere rapporterte Zhang et al. en mus CA-modell som kan være nyttig for hjerneavbildning14. I deres modell ble CA indusert av bolusinjeksjoner av vekuronium og esmolol etterfulgt av opphør av mekanisk ventilasjon. De viste at etter 5 min av CA kunne gjenopplivning oppnås ved å infisere en gjenopplivningsblanding. Spesielt oppstod imidlertid sirkulasjonsstans i modellen bare ca. 10 s etter esmololinjeksjonen. Dermed rekapitulerer denne modellen ikke progresjonen av asfyksiindusert CA hos pasienter, inkludert hyperkapni og vevshypoksi i prearrestasjonsperioden.
Det overordnede målet med den nåværende kirurgiske prosedyren er å modellere klinisk asfyksi CA hos mus etterfulgt av gjenoppliving uten brystkompresjoner. Denne CA-modellen tillater derfor bruk av komplekse bildebehandlingsteknikker for å studere hjernefysiologi hos mus15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrene beskrevet her ble utført i samsvar med National Institutes of Health (NIH) retningslinjer for omsorg og bruk av dyr i forskning, og protokollen ble godkjent av Duke Institute of Animal Care and Use Committee (IACUC). C57BL/6 hann- og hunnmus i alderen 8-10 uker ble brukt i denne studien.
1. Kirurgisk forberedelse
- Vei en mus på en digital skala, og plasser den i en 4 i x 4 i x 7 i plexiglass anestesi induksjonsboks.
- Juster anestesifordamperen til 5 % isofluran, oksygenstrømningsmåleren til 30 og nitrogenstrømningsmåleren til 70 (se materialfortegnelse).
- Ta dyret ut av induksjonsboksen, og legg det i liggende stilling på operasjonsbenken når respirasjonsfrekvensen er redusert til 30-40 pust per minutt.
- Trekk ut tungen med butt tang, og hold den med den ikke-dominerende hånden. Bruk den dominerende hånden til å sette inn et laryngoskop (se materialfortegnelse) i musens munn og visualisere stemmebåndet.
- Bruk den ikke-dominerende hånden til å føre en ledningstråd og 20 G intravenøst kateter inn i munnen. Sett føringsledningen forsiktig inn i luftrøret.
- Skyv kateteret inn i luftrøret til vingedelen av kateteret er jevn med nesetippen.
MERK: Ikke intuber en mus som ikke er fullstendig bedøvet, da dette kan skade luftrøret og forårsake luftveisblødning. - Koble den intuberte musen til en ventilator for små dyr (se materialfortegnelse), og reduser isofluran til 1,5 %.
- Legg musens kroppsvekt inn i kontrollpanelet til ventilatoren for å bestemme tidevannsvolumet og respirasjonsfrekvensen.
- Hold musen i ryggleie under en varmelampe, og hold rektaltemperaturen på 37 °C med en temperaturregulator.
- Barber inngangsområdene, desinfiser operasjonsområdet minst tre ganger med jod og alkohol (se materialfortegnelse), og dekk området med en steril kirurgisk drapering.
- Påfør øyesalve på begge øynene og administrer 5 mg / kg karprofen subkutant før operasjonen.
- Åpne den sterile instrumentpakken for kirurgi. Lag et 1 cm hudsnitt med kirurgisk saks for å få tilgang til lårarteriene på begge sider. Dissekere og ligere den distale femorale arterien med en enkelt streng av 4-0 silkessutur (se materialtabell), og påfør en dråpe lidokain.
- Påfør et aneurismeklipp på den proksimale lårarterien og gjør et lite kutt på arterien distalt for klippet. Sett inn et polyetylen 10 (PE-10, se materialtabell) kateter i venstre og høyre lårarterie.
MERK: Den venstre arterielle linjen brukes til blodtrykksovervåking, mens den rette brukes til bloduttak og gjenopplivningsblandingsinfusjon. - Injiser 50 μL av 1:10 heparinisert saltvann i hver arteriell linje for å forhindre koagulering i slangen.
- Vri musen til utsatt stilling, og monter den på en stereotaktisk hoderamme.
- Koble tre nåleelektroder (rød, grønn og svart) til venstre arm, venstre ben og høyre arm for overvåking av elektrokardiogram (EKG, se materialtabell).
- Lim en fleksibel plastfibersonde på den intakte temporale skallen gjennom et 0,5 cm hudsnitt for cerebral blodstrømsovervåking. Dette trinnet er valgfritt.
- Barber toppen av hodet, desinfiser operasjonsområdet minst tre ganger med jod og alkohol, og dekk området med en steril kirurgisk drapel.
- Klipp et 2,5 cm midtlinjesnitt i huden, og bruk fire små tilbaketrekkere for å eksponere hele skalleoverflaten for hjerneavbildning.
- Plasser et overvåkingsbilde (f.eks. et laserkontrastbilde, se Materialfortegnelse) over hodet.
MERK: Noen få dråper saltvann kan legges til skalleoverflaten for å lette laserflekkkontrastavbildning.
2. Induksjon av hjertestans
- Fyll en 1 ml plastsprøyte med 26 μL av gjenopplivingscocktailstamløsningen.
MERK: Hver milliliter av denne oppløsningen inneholder 400 μL 1 mg/ml adrenalin, 500 μL 8,4 % natriumbikarbonat, 50 μL 1000 E/ml heparin og 50 μL natriumklorid (se materialfortegnelse). - Vent til kroppstemperaturen når 37 °C. Juster oksygenmåleren til 100 % for å oksygenere blodet i 2 minutter.
- Trekk det oksygenerte arterielle blodet opp til 200 μL via høyre lårarterie inn i den klargjorte plastsprøyten som inneholder 26 μL gjenopplivingscocktailstamløsning.
- Slå av oksygenet, og øk nitrogenet til 100% for å indusere anoksi.
MERK: Etter ca. 45 s vil hjertet mislykkes i å fungere, og hjertefrekvensen vil raskt synke, noe som indikerer utbruddet av CA. Etter ca. 2 min oksygenmangel vil EKG-målingen indikere en asystole, og det vil ikke være målbart systemisk blodtrykk og ubetydelig cerebral blodstrøm. - Slå av ventilatoren, isofluran fordamper, temperaturregulator og nitrogenmengdemåler. Juster oksygenet til 100% som forberedelse til gjenopplivning.
3. Prosedyre for gjenoppliving
- Slå på respiratoren 8 minutter etter CA-start.
- Begynn umiddelbart å infisere det tilbaketrukne oksygenerte blodet blandet med gjenopplivingscocktailen i blodsirkulasjonen via høyre lårarterie på 1 min.
MERK: Infusjonen fører til en gradvis økning i hjertefrekvensen og restaurering av blodperfusjon; til slutt oppnås retur av spontan sirkulasjon (ROSC).
4. Etter CA-gjenoppretting
- Plasser musen i liggende stilling etter å ha fjernet den fra den stereotaksiske rammen, og fjern PE-10 katetrene fra lårarteriene.
- Påfør 0,25% bupivakain på hudsnittet, og sutur hudsnittene med en 6-0 nylonsutur (se materialtabell). Påfør antibiotisk salve på overflaten av hudsnittet.
- Koble fra museventilatoren når spontan åndedrett gjenopprettes.
- Før musen til et restitusjonskammer med en kontrollert temperatur på 32 °C.
- Etter 2 timers utvinning, ekstuberer musen og går tilbake til hjemmeburet. Injiser 0,5 ml vanlig saltvann subkutant for å unngå dehydrering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For å indusere CA ble musen bedøvet med 1,5% isofluran og ventilert med 100% nitrogen. Denne tilstanden førte til alvorlig bradykardi hos 45 s (figur 1). Etter 2 min anoksi sank hjertefrekvensen dramatisk (figur 2), blodtrykket sank under 20 mmHg, og den cerebrale blodstrømmen opphørte helt (figur 1). Da isofluran ble slått av, ble kroppstemperaturen ikke lenger håndtert og falt langsomt til ca. 32 °C på slutten av CA (figur 1).
Umiddelbart etter 8 min CA ble ventilatoren slått på, og musen ble tilført 100% oksygen. Blodresusciteringsblandingen ble infundert i sirkulasjonen via arteriekateteret. Kort tid etter injeksjonen av blod-gjenopplivningsblandingen begynte hjertefunksjonen å gjenopprette. Etter et kort intervall ble den systemiske og cerebrale blodstrømmen gjenopprettet, og ROSC ble etablert. Suksessraten for ROSC er nesten 100% i vårt laboratorium. Denne modellen har blitt vellykket utført hos unge og gamle mus.
Aktivert av denne modellen ble to bildebehandlingsmodaliteter brukt i denne studien, inkludert laser speckle contrast imaging (LSCI) og fotoakustisk bildebehandling, for å overvåke cerebral blodstrøm og blodoksygenering på hele hjernenivå under CA og gjenopplivning. LSCI bekreftet fullstendig fravær av blodstrøm i hjernen under CA (figur 3). Mer detaljerte endringer i blodstrøm, struktur og oksygenering under CA-prosedyren kan fås fra de fotoakustiske bildene (figur 4).
Figur 1 Fysiologisk registrering ved CA og gjenopplivning. Cerebral blodstrøm (% baseline; målt ved laser Doppler-flowmetri), blodtrykk (mmHg), hjerteaktivitet (slag per minutt) og kroppstemperatur (°C) endres pre-CA, under CA og etter CA. X-aksen viser tiden i minutter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2 Hjerteaktivitet under CA og gjenopplivning. Hjertefrekvensen ble registrert kontinuerlig, og panelene (A), (B) og (C) er representative for hjertefrekvensen pre-CA, henholdsvis under CA og post-CA. Y-aksen viser absolutte spenningsverdier (mV). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Kontrastbilder med laserflekker under CA og gjenopplivning. Global cerebral blodstrøm ble overvåket. CA førte til et komplett tap av cerebral blodstrøm (B) sammenlignet med baseline (A). Hyperperfusjon forelå i hjernen umiddelbart etter gjenopplivning (C), etterfulgt av hypoperfusjon i senfasen (D). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Fotoakustiske bilder under CA og gjenopplivning. Lokale vaskulære forandringer ble observert ved fotoakustisk avbildning. Arteriene og grenene ble ikke perfundert med blod under CA (B) sammenlignet med baseline (A). Alle arterier og grener ble perfundert umiddelbart etter gjenopplivning, inkludert til og med noen små broer mellom grener (C, piler). Imidlertid forsvant disse broene sent (D) på grunn av hypoperfusjon. Baren viser sO2-nivået . Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I eksperimentelle CA-studier har asfyksi, kaliumkloridinjeksjoner eller elektrisk strømavledet ventrikkelflimmer blitt brukt til å indusere CA 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalt er HLR nødvendig for gjenoppliving i disse CA-modellene, spesielt hos mus. Vi har formulert en gjenopplivingsblanding som muliggjør spontan gjenopplivning etter asfyksi CA hos mus. Eliminering av HLR-trinnet åpner flere muligheter for å overvåke hjernens fysiologi under CA og gjenopplivning ved hjelp av dagens bildebehandlingsmodaliteter.
Denne gjenopplivingscocktailløsningen inkluderer natriumbikarbonat, heparin, oksygenert arterielt blod og epinefrin. Det er velkjent at CA induserer både metabolsk og respiratorisk acidose. Natriumbikarbonat forventes å normalisere pH i blodet. Heparin er en antikoagulant og brukes til å forhindre skadelig koagulasjonsdannelse under reperfusjon. Oksygenert blod og adrenalin er de mest kritiske komponentene for gjenoppliving i denne modellen. Selv om de eksakte mekanismene som ligger til grunn for denne spontane gjenopplivningen fortsatt er ukjente, er det spekulert på at når en tilstrekkelig mengde oksygenert blod når koronararteriene, og dermed leverer oksygen og epinefrin, kan restaureringen av myokardial kontraktilitet og generering av hjerteutgang oppnås uten brystkompresjoner. I denne prosessen er infusjonstrykket, som bare er oppnåelig i den ikke-kollapsede og tykkveggede arterielle vaskulaturen, kritisk, da dette letter levering av oksygenert blod til hjertet. Til støtte for denne oppfatningen fant vi at infusjon av samme blanding via femoralvenen ikke resulterte i gjenopprettelse av hjertefunksjon, og gjenoppliving kunne ikke oppnås. Derfor må denne gjenopplivningscocktailen administreres gjennom arterielle linjen for å oppnå restaurering av hjertefunksjon uten brystkompresjoner.
Doseringen av adrenalin som brukes i den nåværende modellen, ligner den som brukes i standard CA-eksperimenter. Hver milliliter gjenopplivingscocktailstamløsning inneholder 400 μg epinefrin. Sprøyten fremstilles med 26 μL gjenopplivingscocktailløsning, og arterielt blod trekkes ut til 200 μL i sprøyten. Siden plastsprøyten på 1 ml har et dødt område på 60 μL i frontenden, er blodet som er igjen i sprøyten etter gjenopplivning 60 μL, som inkluderer 6 μL gjenopplivingscocktailløsning. Dermed er den endelige injiserte gjenopplivingscocktailløsningen 20 μL i hver mus, noe som representerer en dose på 8 μg adrenalin i denne prosedyren. I denne protokollen justeres ikke mengden gjenopplivingsoppløsning i henhold til kroppsvekten, tilsvarende i kliniske settinger. Vi har ikke opplevd gjenopplivingsproblemer hos mus med en kroppsvekt på 20-32 g.
Merk at denne gjenopplivingsprotokollen ble brukt med hell bare i denne asfyksi CA-modellen. I vår pilotstudie klarte ikke denne protokollen å gjenopplive mus etter KCl-indusert CA. Dermed er modellen beskrevet her spesielt nyttig for å studere hjernens fysiologi av asfyksi CA.
Oppsummert, siden denne modellen ikke krever brystkompresjoner under gjenopplivning, 1) musen kan holdes i utsatt stilling, og 2) hodet kan monteres i en stereotaksisk hoderamme, slik at avbildning og elektrofysiologiske målinger uten bevegelse under hele opptaksfasen. Dette passer perfekt til kravene til avbildning/overvåking av hjernefysiologi under CA og gjenopplivning. Denne modellen har blitt brukt med hell i eksperimenter som tar sikte på å dynamisk spore cerebral blodstrøm, vaskulære responser og oksygen i hjernevev i CA-mus, og disse forsøkene har generert uvurderlige data om vaskulære endringer og respons på legemiddeladministrasjon i CA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Forfatterne takker Kathy Gage for hennes redaksjonelle støtte. Denne studien ble støttet av midler fra Department of Anesthesiology (Duke University Medical Center), American Heart Association grant (18CSA34080277) og National Institutes of Health (NIH) tilskudd (NS099590, HL157354, NS117973 og NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
- Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
- Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
- Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
- Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
- Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
- Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
- Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
- Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
- Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
- Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
- Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
- Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
- Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
- Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
- Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
- Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
- Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
- Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
- Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
- Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
- Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
- Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
- Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).
