Summary
Данный протокол демонстрирует уникальную мышиную модель остановки сердца при асфиксии, не требующую компрессии грудной клетки для проведения реанимации. Эта модель полезна для мониторинга и визуализации динамики физиологии мозга при остановке сердца и реанимации.
Abstract
Большинство людей, перенесших остановку сердца (КА), испытывают различные степени неврологического дефицита. Чтобы понять механизмы, лежащие в основе повреждения головного мозга, вызванного СА, и, следовательно, разработать эффективные методы лечения, необходимы экспериментальные исследования КА. С этой целью было создано несколько моделей CA для мышей. В большинстве этих моделей мышей помещают в положение лежа на спине, чтобы выполнить компрессию грудной клетки для сердечно-легочной реанимации (СЛР). Тем не менее, эта процедура реанимации затрудняет визуализацию/мониторинг физиологии мозга в режиме реального времени во время КА и реанимации. Для получения таких критически важных знаний в настоящем протоколе представлена модель СА асфиксии мыши, которая не требует этапа СЛР с компрессией грудной клетки. Эта модель позволяет изучать динамические изменения кровотока, структуры сосудов, электрических потенциалов и кислорода в тканях головного мозга от исходного уровня до ранней реперфузии после КА. Важно отметить, что эта модель применима к старым мышам. Таким образом, ожидается, что эта модель СА мыши станет важным инструментом для расшифровки влияния СА на физиологию мозга.
Introduction
Остановка сердца (КА) остается глобальным кризисом общественного здравоохранения1. Только в США ежегодно регистрируется более 356 000 внебольничных и 290 000 стационарных случаев КА, и большинство жертв КА старше 60 лет. Примечательно, что неврологические нарушения после КА распространены среди выживших, и они представляют собой серьезную проблему для ведения КА 2,3,4,5. Для понимания патологических изменений головного мозга после СА и их влияния на неврологические исходы были применены различные методы нейрофизиологического мониторинга и мониторинга тканей мозга у пациентов 6,7,8,9,10,11,12. Используя ближнюю инфракрасную спектроскопию, у крыс с СА также был проведен мониторинг мозга в режиме реального времени для прогнозирования неврологических исходов13.
Однако в мышиных моделях СА такой подход к визуализации был осложнен необходимостью компрессий грудной клетки для восстановления спонтанного кровообращения, что всегда влечет за собой значительные физические движения и, таким образом, препятствует деликатным процедурам визуализации. Кроме того, модели СА обычно выполняются с мышами в положении лежа на спине, в то время как мыши должны быть повернуты в положение лежа для многих методов визуализации мозга. Таким образом, во многих случаях требуется модель мыши с минимальными движениями тела во время операции для выполнения визуализации/мониторинга мозга в режиме реального времени во время всей процедуры СА, охватывающей период до СА до реанимации.
Ранее Zhang et al. сообщили о мышиной модели CA, которая может быть полезна для визуализации мозга14. В их модели КА индуцировали болюсными инъекциями векурония и эсмолола с последующим прекращением искусственной вентиляции легких. Они показали, что после 5 мин КА реанимация может быть достигнута путем инфузии реанимационной смеси. Примечательно, однако, что остановка кровообращения в их модели произошла только через 10 с после инъекции эсмолола. Таким образом, данная модель не повторяет прогрессирование асфиксийно-индуцированного КА у пациентов, включая гиперкапнию и гипоксию тканей в предарестном периоде.
Общей целью данной хирургической процедуры является моделирование клинической асфиксии СА у мышей с последующей реанимацией без компрессии грудной клетки. Таким образом, эта модель СА позволяет использовать сложные методы визуализации для изучения физиологии мозга у мышей15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры, описанные здесь, были проведены в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения (NIH) по уходу и использованию животных в исследованиях, а протокол был одобрен Комитетом по уходу и использованию животных Института Дьюка (IACUC). Для настоящего исследования были использованы самцы и самки мышей C57BL/6 в возрасте 8-10 недель.
1. Хирургическая подготовка
- Взвесьте мышь на цифровых весах и поместите ее в индукционную коробку для анестезии размером 4 x 4 x 7 дюймов из плексигласа.
- Отрегулируйте испаритель анестезии на 5% изофлурана, расходомер кислорода на 30, а расходомер азота на 70 (см. Таблицу материалов).
- Выньте животное из индукционного бокса и уложите его в лежачем положении на хирургическом столе, когда частота дыхания снизится до 30-40 вдохов в минуту.
- Вытяните язык тупыми щипцами и удерживайте его недоминантной рукой. Доминирующей рукой вставьте ларингоскоп (см. Таблицу материалов) в рот мыши и визуализируйте голосовые связки.
- Недоминантной рукой введите в рот проводник и внутривенный катетер 20 G. Аккуратно вставьте направляющий провод в трахею.
- Введите катетер в трахею до тех пор, пока крылышко катетера не окажется на одном уровне с кончиком носа.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не интубируйте мышь, которая не полностью обезболина, так как это может повредить трахею и вызвать кровотечение из дыхательных путей. - Подключите интубированную мышь к аппарату искусственной вентиляции легких для мелких животных (см. таблицу материалов) и уменьшите уровень изофлурана до 1,5%.
- Введите вес тела мыши в панель управления аппарата искусственной вентиляции легких, чтобы определить дыхательный объем и частоту дыхания.
- Держите мышь в положении лежа на спине под тепловой лампой и поддерживайте ректальную температуру на уровне 37 °C с помощью регулятора температуры.
- Побрить паховые области, продезинфицировать операционную область не менее трех раз йодом и спиртом (см. Таблицу материалов) и накрыть область стерильной хирургической простыней.
- Нанесите глазную мазь на оба глаза и введите 5 мг/кг карпрофена подкожно перед операцией.
- Откройте стерильную упаковку инструментов для операции. Сделайте разрез кожи диаметром 1 см хирургическими ножницами, чтобы получить доступ к бедренным артериям с обеих сторон. Рассекают и перевязывают дистальную бедренную артерию одной нитью шелкового шва 4-0 (см. таблицу материалов) и наносят одну каплю лидокаина.
- Наложите зажим на аневризму в проксимальном отделе бедренной артерии и сделайте небольшой надрез на артерии дистальнее клипсы. Введите катетер из полиэтилена 10 (ПЭ-10, см. таблицу материалов) в левую и правую бедренные артерии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Левый артериальный катетер используется для контроля артериального давления, а правый – для забора крови и инфузии реанимационной смеси. - Введите 50 мкл гепаринизированного физиологического раствора в соотношении 1:10 в каждую артериальную линию, чтобы предотвратить свертывание крови в катетере.
- Поверните мышь в положение лежа и установите ее на стереотаксическую рамку головы.
- Подсоедините три игольчатых электрода (красный, зеленый и черный) к левой руке, левой ноге и правой руке для мониторинга электрокардиограммы (ЭКГ, см. Таблицу материалов).
- Приклейте гибкий зонд из пластикового волокна к неповрежденному височной черепной коробке через разрез кожи 0,5 см для мониторинга мозгового кровотока. Этот шаг не является обязательным.
- Побрейте верхнюю часть головы, продезинфицируйте операционную область не менее трех раз йодом и спиртом и накройте область стерильной хирургической драпелой.
- Сделайте разрез кожи по средней линии длиной 2,5 см и с помощью четырех небольших ретракторов обнажите всю поверхность черепа для визуализации мозга.
- Разместите над головой контрольный тепловизор (например, лазерный спекл-контрастный тепловизор, см. Таблицу материалов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Несколько капель физиологического раствора могут быть добавлены на поверхность черепа, чтобы облегчить лазерную контрастную визуализацию.
2. Индукция остановки сердца
- Наполните пластиковый шприц объемом 1 мл 26 мкл раствора реанимационного коктейля.
ПРИМЕЧАНИЕ: Каждый миллилитр этого раствора содержит 400 мкл 1 мг/мл адреналина, 500 мкл 8,4% бикарбоната натрия, 50 мкл 1000 ЕД/мл гепарина и 50 мкл 0,9% хлорида натрия (см. таблицу материалов). - Подождите, пока температура тела не достигнет 37 °C. Установите кислородомер на 100%, чтобы насытить кровь кислородом в течение 2 минут.
- Набрать насыщенную кислородом артериальную кровь до 200 мкл через правую бедренную артерию в подготовленный пластиковый шприц, содержащий 26 мкл исходного раствора реанимационного коктейля.
- Отключите кислород и увеличьте количество азота до 100%, чтобы вызвать аноксию.
ПРИМЕЧАНИЕ: Примерно через 45 с сердце перестает функционировать, и частота сердечных сокращений быстро снижается, что указывает на начало СА. Примерно через 2 минуты кислородного голодания мониторирование ЭКГ укажет на асистолию, не будет измеряемого системного артериального давления и пренебрежимо малого мозгового кровотока. - Выключите вентилятор, испаритель изофлурана, регулятор температуры и расходомер азота. Отрегулируйте уровень кислорода до 100% при подготовке к реанимации.
3. Реанимационная процедура
- Включите аппарат искусственной вентиляции легких через 8 минут после начала СА.
- Немедленно начать вливание изъятой оксигенированной крови, смешанной с реанимационным коктейлем, в кровообращение через правую бедренную артерию через 1 мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: Инфузия приводит к постепенному увеличению частоты сердечных сокращений и восстановлению перфузии крови; В конце концов, достигается возврат спонтанной циркуляции (ROSC).
4. Восстановление после СА
- Поместите мышь в положение лежа на спине после извлечения ее из стереотаксической рамки и извлеките катетеры PE-10 из бедренных артерий.
- Нанесите 0,25% бупивакаина на разрез кожи и зашвите разрезы кожи нейлоновым шовным материалом 6-0 (см. Таблицу материалов). Нанесите мазь с антибиотиком на поверхность разреза кожи.
- Отключите аппарат искусственной вентиляции легких мыши, когда самопроизвольное дыхание восстановится.
- Переместите мышь в камеру восстановления с контролируемой температурой 32 °C.
- Через 2 ч после выздоровления экстубируйте мышь и вернитесь в домашнюю клетку. Введите 0,5 мл физиологического раствора подкожно, чтобы предотвратить обезвоживание.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Чтобы вызвать КА, мышь обезболивали 1,5% изофлураном и вентилировали 100% азотом. Это состояние приводило к тяжелой брадикардии через 45 с (рис. 1). Через 2 мин аноксии частота сердечных сокращений резко снизилась (рис. 2), артериальное давление снизилось ниже 20 мм рт. ст., а мозговой кровоток полностью прекратился (рис. 1). По мере того, как изофлуран отключался, температура тела больше не контролировалась и медленно падала примерно до 32 °C в конце СА (рис. 1).
Сразу после 8 мин СА был включен аппарат искусственной вентиляции легких, и мышь была обеспечена 100% кислородом. Реанимационную смесь вводили в кровообращение через артериальный катетер. Вскоре после введения реанимационной смеси сердечная функция начала восстанавливаться. После небольшого перерыва был восстановлен системный и церебральный кровоток, установлен ROSC. В нашей лаборатории успешность ROSC составляет почти 100%. Эта модель была успешно опробована на молодых и пожилых мышах.
На основе этой модели в данном исследовании были использованы два метода визуализации, включая лазерную спекл-контрастную визуализацию (LSCI) и фотоакустическую визуализацию, для мониторинга мозгового кровотока и оксигенации крови на уровне всего мозга во время КА и реанимации. LSCI подтвердил полное отсутствие кровотока в головном мозге при КА (рис. 3). Более детальные изменения кровотока, структуры и оксигенации во время процедуры СА можно получить по фотоакустическим изображениям (рис. 4).
Рисунок 1: Физиологический учет во время КА и реанимации. Изменения мозгового кровотока (% исходного уровня; измеряется с помощью лазерной допплеровской флоуметрии), артериального давления (мм рт. ст.), сердечной деятельности (ударов в минуту) и температуры тела (°C) до КА, во время КА и после КА. Ось X показывает время в минутах. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Сердечная деятельность при КА и реанимации. Частота сердечных сокращений регистрировалась непрерывно, и панели (A), (B) и (C) являются репрезентативными для частоты сердечных сокращений до СА, во время КА и после КА соответственно. На оси Y показаны абсолютные значения напряжения (мВ). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Лазерные спекл-контрастные изображения во время КА и реанимации. Проводился мониторинг глобального мозгового кровотока. СА приводила к полной потере мозгового кровотока (В) по сравнению с исходным уровнем (А). Гиперперфузия наблюдалась в головном мозге сразу после реанимации (С), а затем гипоперфузия в поздней фазе (D). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Фотоакустические изображения во время КА и реанимации. Локальные сосудистые изменения были выявлены с помощью фотоакустической визуализации. Артерии и ветви не перфузились кровью во время СА (В) по сравнению с исходным уровнем (А). Перфузия всех артерий и ветвей была проведена сразу после реанимации, включая даже некоторые крошечные мостики между ветвями (С, стрелки). Однако эти мостики исчезли поздно (D) из-за гипоперфузии. Столбец показывает уровень sO2 . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В экспериментальных исследованиях СА асфиксия, инъекции хлорида калия или фибрилляция желудочков, вызванная электрическим током, использовались для индуцирования СА 16,17,18,19,20,21,22,23. Как правило, сердечно-легочная реанимация требуется для реанимации в этих моделях СА, особенно у мышей. Мы разработали реанимационную смесь, которая позволяет проводить спонтанную реанимацию после асфиксии СА у мышей. Исключение этапа сердечно-легочной реанимации открывает больше возможностей для мониторинга физиологии мозга во время КА и реанимации с использованием современных методов визуализации.
Этот реанимационный коктейльный исходный раствор включает бикарбонат натрия, гепарин, насыщенную кислородом артериальную кровь и адреналин. Хорошо известно, что КА индуцирует как метаболический, так и респираторный ацидоз. Ожидается, что бикарбонат натрия нормализует рН в крови. Гепарин является антикоагулянтом и используется для предотвращения образования вредных тромбов во время реперфузии. Насыщенная кислородом кровь и адреналин являются наиболее важными компонентами для реанимации в этой модели. Хотя точные механизмы, лежащие в основе этой спонтанной реанимации, до сих пор неизвестны, предполагается, что когда достаточное количество насыщенной кислородом крови достигает коронарных артерий, доставляя таким образом кислород и адреналин, восстановление сократительной способности миокарда и генерация сердечного выброса могут быть достигнуты без компрессий грудной клетки. В этом процессе решающее значение имеет инфузионное давление, которое достижимо только в неразрушенной и толстостенной артериальной сосудистой системе, поскольку оно облегчает доставку насыщенной кислородом крови к сердцу. В подтверждение этого предположения мы обнаружили, что инфузия той же смеси через бедренную вену не приводит к восстановлению сердечной функции, и реанимация не может быть достигнута. Поэтому этот реанимационный коктейль необходимо вводить через артериальный катетер, чтобы добиться восстановления сердечной функции без компрессий грудной клетки.
Дозировка адреналина, используемая в текущей модели, аналогична той, что используется в стандартных экспериментах с СА. Каждый миллилитр исходного раствора реанимационного коктейля содержит 400 мкг адреналина. Шприц готовят с 26 мкл исходного раствора реанимационного коктейля, а артериальную кровь отбирают до 200 мкл в шприце. Поскольку пластиковый шприц объемом 1 мл имеет мертвое пространство 60 мкл в передней части, кровь, остающаяся в шприце после реанимации, составляет 60 мкл, что включает 6 мкл раствора реанимационного коктейля. Таким образом, окончательный вводимый раствор реанимационного коктейля составляет 20 мкл для каждой мыши, что представляет собой дозу 8 мкг адреналина в этой процедуре. В этом протоколе количество реанимационного раствора не корректируется в соответствии с массой тела, как в клинических условиях. У мышей с массой тела 20-32 г проблем с реанимацией не наблюдалось.
Следует отметить, что данный протокол реанимации был успешно использован только в данной модели асфиксии СА. В нашем пилотном исследовании этот протокол не позволил реанимировать мышей после KCl-индуцированного КА. Таким образом, описанная здесь модель особенно полезна для изучения физиологии мозга при асфиксии СА.
Таким образом, поскольку эта модель не требует компрессии грудной клетки во время реанимации, 1) мышь можно держать в положении лежа, и 2) голова может быть установлена в стереотаксической раме головы, что позволяет проводить визуализацию и электрофизиологические измерения без каких-либо движений в течение всей фазы записи. Это идеально соответствует требованиям визуализации/мониторинга физиологии головного мозга во время КА и реанимации. Эта модель была успешно использована в экспериментах, направленных на динамическое отслеживание мозгового кровотока, сосудистых реакций и кислорода в тканях мозга у мышей с КА, и эти эксперименты позволили получить бесценные данные о сосудистых изменениях и реакциях на введение лекарств при КА.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Конфликт интересов у авторов отсутствует.
Acknowledgments
Авторы благодарят Кэти Гейдж за редакционную поддержку. Это исследование было поддержано средствами кафедры анестезиологии (Медицинский центр Университета Дьюка), грантом Американской кардиологической ассоциации (18CSA34080277) и грантами Национальных институтов здоровья (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 и NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
- Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
- Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
- Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
- Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
- Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
- Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
- Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
- Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
- Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
- Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
- Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
- Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
- Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
- Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
- Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
- Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
- Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
- Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
- Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
- Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
- Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
- Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
- Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).
