Summary
Questo protocollo dimostra un modello murino unico di arresto cardiaco per asfissia che non richiede compressione toracica per la rianimazione. Questo modello è utile per il monitoraggio e l'imaging delle dinamiche della fisiologia cerebrale durante l'arresto cardiaco e la rianimazione.
Abstract
La maggior parte dei sopravvissuti all'arresto cardiaco (CA) sperimenta vari gradi di deficit neurologici. Per comprendere i meccanismi che sono alla base del danno cerebrale indotto da CA e, successivamente, sviluppare trattamenti efficaci, la ricerca sperimentale sulla CA è essenziale. A tal fine, sono stati stabiliti alcuni modelli di CA del topo. Nella maggior parte di questi modelli, i topi vengono posti in posizione supina per eseguire la compressione toracica per la rianimazione cardiopolmonare (RCP). Tuttavia, questa procedura di rianimazione rende difficile l'imaging/monitoraggio in tempo reale della fisiologia cerebrale durante la CA e la rianimazione. Per ottenere tali conoscenze critiche, il presente protocollo presenta un modello murino di CA per asfissia che non richiede la fase di RCP di compressione toracica. Questo modello consente lo studio dei cambiamenti dinamici nel flusso sanguigno, nella struttura vascolare, nei potenziali elettrici e nell'ossigeno del tessuto cerebrale dal basale pre-CA alla riperfusione post-CA precoce. È importante sottolineare che questo modello si applica ai topi anziani. Pertanto, questo modello murino di CA dovrebbe essere uno strumento fondamentale per decifrare l'impatto della CA sulla fisiologia del cervello.
Introduction
L'arresto cardiaco (CA) rimane una crisi di salute pubblica globale1. Solo negli Stati Uniti vengono segnalati ogni anno più di 356.000 casi di CA extraospedaliera e 290.000 casi di CA in ospedale e la maggior parte delle vittime di CA ha più di 60 anni. In particolare, le compromissioni neurologiche post-CA sono comuni tra i sopravvissuti e rappresentano una sfida importante per la gestione della CA 2,3,4,5. Per comprendere i cambiamenti patologici cerebrali post-CA e i loro effetti sugli esiti neurologici, sono state applicate varie tecniche di monitoraggio neurofisiologico e del tessuto cerebrale nei pazienti 6,7,8,9,10,11,12. Utilizzando la spettroscopia nel vicino infrarosso, il monitoraggio cerebrale in tempo reale è stato eseguito anche nei ratti CA per prevedere gli esiti neurologici13.
Tuttavia, nei modelli murini di CA, tale approccio di imaging è stato complicato dalla necessità di compressioni toraciche per ripristinare la circolazione spontanea, che comporta sempre un notevole movimento fisico e, quindi, ostacola delicate procedure di imaging. Inoltre, i modelli di CA vengono normalmente eseguiti con topi in posizione supina, mentre i topi devono essere girati in posizione prona per molte modalità di imaging cerebrale. Pertanto, in molti casi è necessario un modello murino con un movimento minimo del corpo durante l'intervento chirurgico per eseguire l'imaging/monitoraggio in tempo reale del cervello durante l'intera procedura CA, che va dal pre-CA al post-rianimazione.
In precedenza, Zhang et al. hanno riportato un modello di CA murino che potrebbe essere utile per l'imaging cerebrale14. Nel loro modello, la CA è stata indotta da iniezioni in bolo di vecuronio ed esmololo seguite dalla cessazione della ventilazione meccanica. Hanno dimostrato che dopo 5 minuti di CA, la rianimazione potrebbe essere ottenuta infondendo una miscela di rianimazione. In particolare, tuttavia, l'arresto circolatorio nel loro modello si è verificato solo circa 10 secondi dopo l'iniezione di esmololo. Pertanto, questo modello non ricapitola la progressione della CA indotta da asfissia nei pazienti, compresa l'ipercapnia e l'ipossia tissutale durante il periodo pre-arresto.
L'obiettivo generale dell'attuale procedura chirurgica è quello di modellare l'asfissia clinica CA nei topi seguita da rianimazione senza compressioni toraciche. Questo modello di CA, quindi, consente l'uso di tecniche di imaging complesse per studiare la fisiologia del cervello nei topi15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutte le procedure qui descritte sono state condotte in conformità con le linee guida del National Institutes of Health (NIH) per la cura e l'uso degli animali nella ricerca e il protocollo è stato approvato dal Duke Institute of Animal Care and Use Committee (IACUC). Per il presente studio sono stati utilizzati topi maschi e femmine C57BL/6 di età compresa tra 8 e 10 settimane.
1. Preparazione chirurgica
- Pesa un mouse su una bilancia digitale e mettilo in una scatola di induzione per anestesia in plexiglass da 4 pollici x 4 pollici x 7.
- Regolare il vaporizzatore per anestesia al 5% di isoflurano, il flussometro dell'ossigeno a 30 e il flussometro dell'azoto a 70 (vedere la tabella dei materiali).
- Estrarre l'animale dalla scatola di induzione e adagiarlo in posizione supina sul banco operatorio quando la sua frequenza respiratoria è scesa a 30-40 respiri al minuto.
- Estrarre la lingua con una pinza smussata e tenerla con la mano non dominante. Usa la mano dominante per inserire un laringoscopio (vedi Tabella dei materiali) nella bocca del topo e visualizzare le corde vocali.
- Utilizzare la mano non dominante per inserire un filo guida e un catetere endovenoso da 20 G nella bocca. Inserire delicatamente il filo guida nella trachea.
- Spingere il catetere nella trachea fino a quando la parte alare del catetere non è a posto con la punta del naso.
NOTA: Non intubare un topo che non è completamente anestetizzato poiché ciò potrebbe ferire la trachea e causare sanguinamento delle vie aeree. - Collegare il topo intubato a un ventilatore per animali di piccola taglia (vedere la tabella dei materiali) e ridurre l'isoflurano all'1,5%.
- Inserire il peso corporeo del topo nel pannello di controllo del ventilatore per determinare il volume corrente e la frequenza respiratoria.
- Tenere il mouse in posizione supina sotto una lampada riscaldante e mantenere la temperatura rettale a 37 °C con un termoregolatore.
- Radere le aree inguinali, disinfettare l'area chirurgica almeno tre volte con iodio e alcol (vedere la tabella dei materiali) e coprire l'area con un telo chirurgico sterile.
- Applicare un unguento per gli occhi su entrambi gli occhi e somministrare 5 mg/kg di carprofene per via sottocutanea prima dell'intervento.
- Aprire la confezione sterile dello strumento per l'intervento chirurgico. Praticare un'incisione cutanea di 1 cm con forbici chirurgiche per accedere alle arterie femorali su entrambi i lati. Sezionare e legare l'arteria femorale distale con un singolo filo di sutura di seta 4-0 (vedi Tabella dei materiali) e applicare una goccia di lidocaina.
- Applicare una clip per aneurisma all'arteria femorale prossimale e praticare un piccolo taglio sull'arteria distale rispetto alla clip. Inserire un catetere in polietilene 10 (PE-10, vedere Tabella dei materiali) nelle arterie femorali sinistra e destra.
NOTA: La linea arteriosa sinistra viene utilizzata per il monitoraggio della pressione arteriosa, mentre quella destra viene utilizzata per il prelievo di sangue e l'infusione della miscela per la rianimazione. - Iniettare 50 μL di soluzione fisiologica eparinizzata 1:10 in ciascuna linea arteriosa per prevenire la coagulazione nella linea.
- Ruotare il mouse in posizione prona e montarlo su un telaio per la testa stereotassica.
- Collegare tre elettrodi ad ago (rosso, verde e nero) al braccio sinistro, alla gamba sinistra e al braccio destro per il monitoraggio dell'elettrocardiogramma (ECG, vedere la tabella dei materiali).
- Incollare una sonda flessibile in fibra di plastica sul cranio temporale intatto attraverso un'incisione cutanea di 0,5 cm per il monitoraggio del flusso sanguigno cerebrale. Questo passaggio è facoltativo.
- Radere la parte superiore della testa, disinfettare l'area chirurgica almeno tre volte con iodio e alcol e coprire l'area con un telo chirurgico sterile.
- Praticare un'incisione cutanea di 2,5 cm sulla linea mediana e utilizzare quattro piccoli divaricatori per esporre l'intera superficie del cranio per l'imaging cerebrale.
- Posizionare un imager di monitoraggio (ad es. un imager a contrasto a macchie laser, vedere Tabella dei materiali) sopra la testa.
NOTA: Alcune gocce di soluzione fisiologica possono essere aggiunte alla superficie del cranio per facilitare l'imaging con contrasto con macchioline laser.
2. Induzione dell'arresto cardiaco
- Riempire una siringa di plastica da 1 mL con 26 μL di soluzione madre del cocktail per la rianimazione.
NOTA: Ogni millilitro di questa soluzione contiene 400 μL di 1 mg/mL di epinefrina, 500 μL di bicarbonato di sodio all'8,4%, 50 μL di eparina 1.000 U/mL e 50 μL di cloruro di sodio allo 0,9% (vedere la tabella dei materiali). - Attendere che la temperatura corporea raggiunga i 37 °C. Regolare il misuratore di ossigeno al 100% per ossigenare il sangue per 2 minuti.
- Prelevare il sangue arterioso ossigenato fino a 200 μL attraverso l'arteria femorale destra nella siringa di plastica preparata contenente 26 μL di soluzione madre per cocktail di rianimazione.
- Spegnere l'ossigeno e aumentare l'azoto al 100% per indurre l'anossia.
NOTA: Dopo circa 45 secondi, il cuore non funzionerà più e la frequenza cardiaca diminuirà rapidamente, indicando l'insorgenza di CA. Dopo circa 2 minuti di privazione di ossigeno, il monitoraggio ECG indicherà un'asistolia e non ci sarà alcuna pressione sanguigna sistemica misurabile e un flusso sanguigno cerebrale trascurabile. - Spegnere il ventilatore, il vaporizzatore di isoflurano, il regolatore di temperatura e il flussometro di azoto. Regolare l'ossigeno al 100% in preparazione alla rianimazione.
3. Procedura di rianimazione
- Accendere il ventilatore dopo 8 minuti dall'insorgenza della CA.
- Iniziare immediatamente a infondere il sangue ossigenato prelevato miscelato con il cocktail di rianimazione nella circolazione sanguigna attraverso l'arteria femorale destra in 1 minuto.
NOTA: L'infusione porta ad un graduale aumento della frequenza cardiaca e al ripristino della perfusione sanguigna; alla fine, si ottiene il ritorno della circolazione spontanea (ROSC).
4. Recupero post-CA
- Posizionare il topo in posizione supina dopo averlo rimosso dalla struttura stereotassica e rimuovere i cateteri PE-10 dalle arterie femorali.
- Applicare bupivacaina allo 0,25% sull'incisione cutanea e suturare le incisioni cutanee utilizzando una sutura di nylon 6-0 (vedere la tabella dei materiali). Applicare un unguento antibiotico sulla superficie dell'incisione cutanea.
- Scollegare il ventilatore per topi quando viene ripristinata la respirazione spontanea.
- Trasferire il mouse in una camera di recupero a temperatura controllata di 32 °C.
- Dopo 2 ore di recupero, estubare il topo e tornare nella gabbia di casa. Iniettare 0,5 ml di soluzione fisiologica normale per via sottocutanea per prevenire la disidratazione.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Per indurre la CA, il topo è stato anestetizzato con isoflurano all'1,5% e ventilato con azoto al 100%. Questa condizione ha portato a una grave bradicardia in 45 secondi (Figura 1). Dopo 2 minuti di anossia, la frequenza cardiaca si è ridotta drasticamente (Figura 2), la pressione sanguigna è scesa al di sotto di 20 mmHg e il flusso sanguigno cerebrale è cessato completamente (Figura 1). Quando l'isoflurano è stato spento, la temperatura corporea non è stata più gestita ed è scesa lentamente a circa 32 °C alla fine del CA (Figura 1).
Subito dopo 8 minuti di CA, il ventilatore è stato acceso e il topo è stato alimentato con il 100% di ossigeno. La miscela per la rianimazione del sangue è stata infusa in circolo attraverso il catetere arterioso. Poco dopo l'iniezione della miscela di sangue-rianimazione, la funzione cardiaca ha iniziato a riprendersi. Dopo un breve intervallo, il flusso sanguigno sistemico e cerebrale è stato ripristinato ed è stato stabilito il ROSC. Il tasso di successo di ROSC è quasi del 100% nel nostro laboratorio. Questo modello è stato eseguito con successo in topi giovani e anziani.
Grazie a questo modello, in questo studio sono state utilizzate due modalità di imaging, tra cui l'imaging a contrasto laser speckle (LSCI) e l'imaging fotoacustico, per monitorare il flusso sanguigno cerebrale e l'ossigenazione del sangue a livello dell'intero cervello durante la CA e la rianimazione. LSCI ha confermato la completa assenza di flusso sanguigno nel cervello durante la CA (Figura 3). Cambiamenti più dettagliati nel flusso sanguigno, nella struttura e nell'ossigenazione durante la procedura CA possono essere ottenuti dalle immagini fotoacustiche (Figura 4).
Figura 1: Registrazione fisiologica durante la CA e la rianimazione. Il flusso sanguigno cerebrale (% basale; misurato mediante flussimetria laser Doppler), la pressione sanguigna (mmHg), l'attività cardiaca (battiti al minuto) e la temperatura corporea (°C) cambiano prima dell'AC, durante l'AC e dopo l'AC. L'asse x rappresenta il tempo in minuti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Attività cardiaca durante la CA e la rianimazione. La frequenza cardiaca è stata registrata continuamente e i pannelli (A), (B) e (C) sono rappresentativi della frequenza cardiaca pre-CA, durante CA e post-CA, rispettivamente. L'asse y rappresenta i valori assoluti di tensione (mV). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Immagini a contrasto con speckle laser durante la CA e la rianimazione. Il flusso sanguigno cerebrale globale è stato monitorato. La CA ha portato a una perdita completa del flusso sanguigno cerebrale (B) rispetto al basale (A). L'iperperfusione era presente nel cervello immediatamente dopo la rianimazione (C), seguita poi dall'ipoperfusione durante la fase tardiva (D). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Immagini fotoacustiche durante la CA e la rianimazione. I cambiamenti vascolari locali sono stati accessibili utilizzando l'imaging fotoacustico. Le arterie e i rami non sono stati perfusi con il sangue durante il CA (B) rispetto al basale (A). Tutte le arterie e i rami sono stati perfusi subito dopo la rianimazione, compresi anche alcuni piccoli ponti tra i rami (C, frecce). Tuttavia, questi ponti sono scomparsi tardi (D) a causa dell'ipoperfusione. La barra mostra il livello sO2 . Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Negli studi sperimentali di CA, l'asfissia, le iniezioni di cloruro di potassio o la fibrillazione ventricolare derivata da corrente elettrica sono state utilizzate per indurre CA 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalmente, la RCP è necessaria per la rianimazione in questi modelli di CA, specialmente nei topi. Abbiamo formulato una miscela per la rianimazione che consente la rianimazione spontanea dopo l'asfissia CA nei topi. L'eliminazione della fase di RCP apre maggiori opportunità per il monitoraggio della fisiologia cerebrale durante la CA e la rianimazione utilizzando le attuali modalità di imaging.
Questo cocktail di rianimazione include bicarbonato di sodio, eparina, sangue arterioso ossigenato ed epinefrina. E' noto che la CA induce acidosi sia metabolica che respiratoria. Ci si aspetta che il bicarbonato di sodio normalizzi il pH nel sangue. L'eparina è un anticoagulante e viene utilizzata per prevenire la formazione di coaguli dannosi durante la riperfusione. Il sangue ossigenato e l'epinefrina sono i componenti più critici per la rianimazione in questo modello. Sebbene i meccanismi esatti alla base di questa rianimazione spontanea siano ancora sconosciuti, si ipotizza che quando un'adeguata quantità di sangue ossigenato raggiunge le arterie coronarie, fornendo così ossigeno ed epinefrina, il ripristino della contrattilità miocardica e la generazione della gittata cardiaca possono essere raggiunti senza compressioni toraciche. In questo processo, la pressione di infusione, che è raggiungibile solo nel sistema vascolare arterioso non collassato e con pareti più spesse, è fondamentale, poiché facilita l'apporto di sangue ossigenato al cuore. A sostegno di questa nozione, abbiamo scoperto che l'infusione della stessa miscela attraverso la vena femorale non ha portato al ripristino della funzione cardiaca e la rianimazione non ha potuto essere raggiunta. Pertanto, questo cocktail di rianimazione deve essere somministrato attraverso la linea arteriosa per ottenere il ripristino della funzione cardiaca senza compressioni toraciche.
Il dosaggio di epinefrina utilizzato nel modello attuale è simile a quello utilizzato negli esperimenti standard di CA. Ogni millilitro di soluzione madre per cocktail di rianimazione contiene 400 μg di epinefrina. La siringa viene preparata con 26 μL di soluzione madre per cocktail di rianimazione e il sangue arterioso viene prelevato a 200 μL nella siringa. Poiché la siringa di plastica da 1 mL ha uno spazio morto di 60 μL nella parte anteriore, il sangue rimanente nella siringa dopo la rianimazione è di 60 μL, che include 6 μL di soluzione madre per cocktail di rianimazione. Pertanto, la soluzione madre finale iniettata per il cocktail di rianimazione è di 20 μL in ciascun topo, che rappresenta una dose di 8 μg di epinefrina in questa procedura. In questo protocollo, la quantità di soluzione di rianimazione non viene regolata in base al peso corporeo, in modo simile a quanto avviene in ambito clinico. Non abbiamo riscontrato alcun problema di rianimazione nei topi con un peso corporeo di 20-32 g.
Da notare che questo protocollo di rianimazione è stato utilizzato con successo solo in questo modello di CA per asfissia. Nel nostro studio pilota, questo protocollo non è riuscito a rianimare i topi dopo la CA indotta da KCl. Pertanto, il modello qui descritto è specificamente utile per studiare la fisiologia cerebrale dell'asfissia CA.
In sintesi, poiché questo modello non richiede compressioni toraciche durante la rianimazione, 1) il topo può essere tenuto in posizione prona e 2) la testa può essere montata in un telaio stereotassico, consentendo l'imaging e le misurazioni elettrofisiologiche senza alcun movimento durante l'intera fase di registrazione. Ciò si adatta perfettamente ai requisiti per l'imaging/monitoraggio della fisiologia cerebrale durante la CA e la rianimazione. Questo modello è stato utilizzato con successo in esperimenti che mirano a monitorare dinamicamente il flusso sanguigno cerebrale, le risposte vascolari e l'ossigeno del tessuto cerebrale nei topi CA e questi esperimenti hanno generato dati inestimabili sui cambiamenti vascolari e sulle risposte alla somministrazione di farmaci in CA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse.
Acknowledgments
Gli autori ringraziano Kathy Gage per il suo supporto editoriale. Questo studio è stato supportato da fondi del Dipartimento di Anestesiologia (Duke University Medical Center), dalla sovvenzione dell'American Heart Association (18CSA34080277) e dalle sovvenzioni del National Institutes of Health (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 e NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
- Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
- Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
- Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
- Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
- Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
- Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
- Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
- Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
- Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
- Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
- Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
- Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
- Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
- Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
- Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
- Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
- Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
- Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
- Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
- Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
- Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
- Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
- Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).
