Summary
يهدف هذا البروتوكول إلى إظهار مسار الإعطاء الوريدي القابل للتكرار والذي يمكن استخدامه في الجرذان والفئران طوال فترة حديثي الولادة. هذا الإجراء مهم لدراسات القوارض قبل السريرية التي ترغب في عكس إعطاء الدواء في وحدات رعاية حديثي الولادة باستخدام الإعطاء الوريدي في المقام الأول.
Abstract
الحقن الوريدي (IV) هو الطريق الأكثر استخداما لإعطاء الدواء في حديثي الولادة في البيئة السريرية. لذلك ، يعد حقن الوريد خلف الحجاج طريقة مهمة للإعطاء المركب في البحث ، حيث يمكن أن تتطور دراسات إثبات المفهوم الناجحة إلى التجارب السريرية لحديثي الولادة التي تشتد الحاجة إليها. تستخدم معظم الدراسات الوريدية في القوارض الوليدية الوريد الصدغي / الوجهي السطحي. ومع ذلك ، يصبح الحقن خلف الحجاج غير موثوق به في القوارض الوليدية التي يزيد عمرها عن 2 أيام بعد أن يغمق الجلد ولم يعد الوريد مرئيا. في البروتوكول الحالي ، نصف الحقن خلف الحجاج للجيوب الوريدية في كل من الفأر الوليدي والجرذ في الأعمار التي لم يعد فيها الوريد الصدغي السطحي مرئيا ، لكن العينين لم تفتح بعد. يسهل فتح العين الحقن الحجاجي الخلفي من خلال تمكين الباحث من أن يرى بوضوح أنه لا يثقب العين عند إدخال الإبرة. نثبت أنه يمكن تنفيذ هذه التقنية بطريقة موثوقة وقابلة للتكرار دون آثار ضارة. بالإضافة إلى ذلك ، نظهر أنه يمكن استخدامه في العديد من الدراسات ، مثل إدارة المركبات لدراسة إصابات الدماغ الوليدية.
Introduction
تعد الأبحاث على خطوة أساسية تؤدي إلى التجارب السريرية ، وعلى هذا النحو ، من المهم أن تحاكي الدراسات على عن كثب الإجراءات والعلاجات التي يتم إجراؤها في البيئة السريرية. ومع ذلك ، هناك العديد من التحديات في ترجمة الممارسات السريرية إلى دراسات القوارض حديثي الولادة. وتشمل هذه صغر حجم القوارض حديثي الولادة والفجوة في أبحاث ومعرفة حديثي الولادة مقارنة بأبحاث البالغين ، من بين أمور أخرى 1,2.
يمكن إجراء إعطاء مواد مختلفة مثل الأدوية أو الخلايا عبر طرق متعددة ، بما في ذلك الحقن داخل الصفاق (IP) وتحت الجلد (sc) والحقن في الوريد (IV). الحقن بالحقن الوريدي هو الطريق التفضيلي لإعطاء المركبات في حديثي الولادة من البشر. في حديثي الولادة ، يكون الطريق الوريدي للإعطاء مفيدا مقارنة بالطرق الأخرى لأنه يزيد من التوزيع الجهازي للأدوية وله توافر بيولوجي مرتفع 3,4. يمكن استخدام خطوط وريدية جيدة الصيانة لإدارة الدواء المتكررة. في دراسات القوارض ، يجب إجراء الحقن الوريدي في الذيل أو الأوردة الوجهية / الصدغية أو في الجيوب الأنفية خلف الحجاج5. يستخدم حقن الوريد الذيل بشكل روتيني في القوارض البالغة ، حيث يوفر عروقين ذيلية متوازيتين جانبيتين للاختيار من بينها5. ومع ذلك ، فإن هذه الأوردة لها قطر صغير ، مما يستبعد استخدامها في حديثي الولادة. تم إجراء معظم الحقن الوريدية لحديثي الولادة في الوريد السطحي للوجه / الصدغي ، حيث يمكن رؤيته من اليوم 0 (P0) -P2 بعد الولادة ويسمح بإعطاء حجم كبير نسبيا5. ومع ذلك ، يصبح هذا المسار غير موثوق به حول P36 بمجرد أن يكتسب لون الجلد ، مما يجعل من الصعب رؤية الوريد السطحي للوجه / الصدغي بالعين المجردة. تم وصف الإدارة الرابعة عبر الجيب المستعرض الوليدي في دراسة واحدة7 ؛ ومع ذلك ، يتطلب ذلك فتح الجلد فوق الجيب المستعرض وحقن AAV9 في P0-P1 بمساعدة المجهر.
عند التحقيق في علاج محتمل أو إنشاء نموذج إصابة حديثي الولادة ذي صلة ، من المهم مراعاة أن القوارض الوليدية يمكن أن يكون لها توقيت مختلف لنمو الأعضاء مقارنة بالبشر. يعتمد بروتوكولنا على الاختلافات في تطور الجهاز العصبي المركزي لحديثي الولادة بين البشر والقوارض. على سبيل المثال ، يتوافق مصطلح الدماغ البشري حديث الولادة تقريبا مع فأر P7 ودماغ فأر P108. نظرا لأن توزيع المواد المحقونة بأثر رجعي مشابه لتوزيع المواقع الوريدية الأخرى ، مع تحقيق مستويات عالية من الدم بسرعة ، فإننا نعتبره طريقا مناسبا. تم وصف هذه التقنية بشكل جيد من قبل Yardeni وزملائه ، الذين حقنوا المركبات في الجيوب الوريدية العينية في الفئران P1-P29. في البروتوكول الحالي ، نعرض طريقة بسيطة ومجدية لإجراء الحقن خلف الحجاج في القوارض الوليدية الأكبر سنا التي لم تفتح أعينها بعد.
Protocol
تتوافق جميع الإجراءات المدرجة في هذا البروتوكول مع مجلس الزراعة السويدي وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات في غوتنبرغ (825-2017 و 2195-19). تم تربية الفئران C57BL / 6 وفأران Wistar في المنزل مع دورة ضوء / مظلمة لمدة 12 ساعة وحرية الوصول إلى الطعام والماء. اتبعت جميع الإجراءات التجريبية إرشادات REACH10.
1. إعداد مساحة العمل
- طوال مدة هذا الإجراء ، اجمع التجارب من قفص السد وضعها في قفص منفصل على وسادة ساخنة (35-37 درجة مئوية).
ملاحظة: في حالة استخدام مصدر ضوء (ألبينو) ، يجب استخدام مصدر ضوء غير حراري يمكن وضعه أسفل رأس.
2. إبرة والحل
- استخدم إبرة مع 29-31 جم (حوالي 0.30 مم).
- للحصول على أحجام دقيقة ، ارسم المحلول المراد حقنه من حجم ماصة.
ملاحظة: يجب حقن 5 ميكرولتر / جم كحد أقصى من وزن الجسم في كل جيب خلف الحجاج.
3. الإعداد
- ضع على سطح مستو (الشكل 1 أ) في راقد جانبي (الشكل 1 ج).
- تحفيز تخدير إيزوفلوران لكامل الجسم (تحريض 5٪ ، صيانة 3٪).
ملاحظة: يجب وضع تحت التخدير باستخدام لسان حال. لا ينبغي تغطية منطقة الجفن والقناة الدمعية (الشكل 1 د). - تحقق من عمق التخدير باستخدام طريقة منعكس انسحاب المخلب.
ملاحظة: لا يلزم تسكين الألم قبل الجراحة لأن هذا لا يعتبر إجراء جراحيا11.
4. إجراء الحقن
ملاحظة: إذا أمكن ، استخدم مصدر ضوء تحت رأس (الشكل 1C) ، لتسهيل رؤية الجيب الوريدي (الشكل 1E). لا يلزم تعقيم المنطقة التي يتم حقنها ، حيث لا يزال جفن العين مغلقا.
- مع توجيه رأسه إلى اليمين ، قم بإعطاء الحقن في الجيب الأيمن خلف الحجاج (مثال المشغل الأيمن).
- أدخل الإبرة ، مائلة لأسفل ، في الجزء الأمامي من مقبس العين - أي ما يعادل canthus الإنسي ، بزاوية حوالي 40 درجة. تسمح هذه الزاوية بتوجيه الإبرة إلى الجزء الخلفي من مدار العين.
- تقدم 1/3 من الإبرة (حوالي 2 مم) في منطقة الجيب خلف الحجاج الموجود خلف مدار العين.
- حقن في حركة لطيفة وسلسة وسلسة.
- انتظر لحظة ، قبل سحب الإبرة ببطء لتجنب التدفق العكسي.
تنبيه: لا تستنشق. - استخدم حقنة معقمة جديدة لكل لتجنب التلوث.
ملاحظة: عند حقن محلول واضح ، يجب أن يصبح الوريد واضحا للحظات.
5. رعاية ما بعد الحقن
- ضع الجرو في صندوق الاسترداد ، واستقر على جهاز تدفئة محمي (35-37 درجة مئوية).
- انتظر الشفاء وتحقق من أي علامات استغاثة قبل إعادة الجرو إلى السد.
ملاحظة: يجب القتل الرحيم لحيوانات الممارسة المحقونة بالصبغة على الفور وفقا للبروتوكولات المعتمدة من IACUC.
تنبيه: إذا انتفخت العين أثناء الحقن ، فهذا يعني أن الإبرة لا يتم إدخالها في الضفيرة الوريدية وبدلا من ذلك في مدار العين. الجمجمة الوليدية ناعمة جدا ، إذا كانت الإبرة تثقبها ، فإن الحقن سيذهب إلى السحايا أو حتى حمة الدماغ.
Representative Results
تم إجراء التقنية الحالية على سطح مستو ، مع لسان حال للتخدير الشامل (الشكل 1 أ). يجب ألا تمنع قطعة الفم الوصول إلى العلبة الإنسية (الشكل 1 ب). في البيضاء ، تم وضع مصدر ضوء الألياف البصرية أسفل ، للمساعدة في تصور الأوردة (الشكل 1 ب). تم وضع الإبرة بزاوية حوالي 40 درجة ، وتقدمت حوالي 2 مم في العلبة الإنسية (الشكل 1C). سمح حقن صبغة تريبان الزرقاء في فأر ألبينو P5 بتصور واضح للصبغة في الجيب خلف الحجاج (الشكل 1C).
تم استخدام تقنية الحقن خلف الحجاج الموصوفة في هذا البروتوكول بنجاح لإدارة البيوتين ديكستران المتتبع (BDA ، 10000 Da)12. يمكن أن يوفر استخدام المتتبعات المرئية في أبحاث الأوعية الدموية ، على سبيل المثال ، بديلا لاستخدام تسرب السكروز المشع من الأوعية الدموية ، مما يتيح استخدام نفس الأدمغة للقياسات النسيجية الأخرى12.
في الآونة الأخيرة ، أنشأنا نموذجا للفئران حديثي الولادة لنزيف المصفوفة الجرثومية (GMH) 13. باختصار ، تلقت فئران P5 Wistar حقنة واحدة داخل الجمجمة من 0.3 U من كولاجيناز VII في المخطط الإنسي. يؤدي GMH إلى تمزق الأوعية في المصفوفة الجرثومية وهو أحد الأسباب السائدة لإصابات الدماغ المبكرة والوفيات14. لمزيد من توصيف نموذج GMH ، استخدمنا حقنة خلف الحجاج لتتبع BDA (الشكل 2) للتحقيق في آثار GMH في وظيفة الحاجز الدموي الدماغي وسلامته14.
عند مقارنتها بالضوابط المحقونة بالمحلول الملحي (الشكل 2 أ) ، سمح الحقن الناجح خلف الحجاج لمقتفي BDA14 بتقييم وجود المقتفي في الأوعية الدموية في الدماغ بعد 10 دقائق من حقن BDA (الشكل 2B). ثم تم استخدام هذه التقنية للكشف عن تسرب الأوعية الدموية بين الظلالين من BDA على مستوى الأوعية الدموية الفردية في المصابة GMH (الشكل 2C ، الأسهم الحمراء) والتي يمكن بعد ذلك قياسهاكميا 10.
الشكل 1: الإعداد التجريبي مع عرض تخطيطي للأوعية الدموية بعد إعطاء صبغة التريبان الزرقاء. (أ) إعداد التخدير (ب) بدون و (ج) مع مصدر ضوء الألياف البصرية. (د) الحقن خلف الحجاج لصبغة التريبان الزرقاء في الماوس P10 C5BL / 6. (ه) عرض تخطيطي للأوعية الدموية في فأر P5 Wistar بعد حقن صبغة التريبان الزرقاء. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: صور مجهرية تمثيلية للدماغ توضح توزيع متتبع BDA. (أ) عدم وجود بقعة إيجابية في الضابطة المحقونة بالمحلول الملحي. (ب) كان مقتفي BDA المذاب في محلول ملحي ، بتركيز جرعة 2.0 - 2.5 مجم لكل مرئيا داخل الأوعية الدموية للدماغ (القشرة). (C) تسرب مادة تتبع BDA إلى حمة الدماغ بعد GMH (الأسهم الحمراء). شريط المقياس = 200 ميكرومتر. مقتبس من أندرسون وآخرون ، 202114. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Discussion
يوفر هذا البروتوكول طريقة واضحة ودقيقة لحقن المواد في الجيوب الأنفية خلف الحجاج للفئران والجرذان الوليدية. هذا مهم لأنه يوضح أنه يمكن إجراء الحقن خلف الحجاج بشكل موثوق وقابل للتكرار في القوارض الأقدم من P2 ، حيث لم يعد الوريد الصدغي / الوجهي السطحي قابلا للتمييز ، وفي الأصغر من P12 ، حيث لم تفتح جفون العين بعد ، ولم تتعرض مقلة العين. علاوة على ذلك ، فإن الحقن خلف الحجاج الوليدي جيد التحمل من قبل كل من الجراء والسدود ، مع الحد الأدنى من مخاطر الآثار الجانبية بمجرد إتقان هذه التقنية.
تتمتع الحقن عبر الوريد بميزة على طرق الإعطاء الأخرى لأنها تسمح بحقن تركيز عال ، وكذلك درجة حموضة منخفضة وعالية ، بشرط أن يظل معدل الحقن ثابتا ومنخفضا لتجنب تمزق الوعاء. علاوة على ذلك ، تسمح الحقن الوريدية بتوزيع أسرع للمركبات لأنها تدخل مباشرة في الدورة الدموية الجهازية وبالتالي تجاوز التأخيرات المحتملة من سوء الامتصاص الذي لوحظ في طرق الإدارة الأخرى. وهذا يسمح بالوصول الفوري والتوافر البيولوجي للمركبات بنسبة 100٪ تقريبا.
سريريا الوريد هو الطريق المفضل للإعطاء في حديثي الولادة (< 28 يوما من العمر). هذا صحيح بشكل خاص في أماكن العناية المركزة لحديثي الولادة حيث يسمح القنية الوريدية بسهولة الوصول إلى توفير الأدوية / السوائل. تم استخدام الحقن عبر مسار sc إلى حد ما في حديثي الولادة ، خاصة لإدارة الإريثروبويتين15. ومع ذلك ، فقد أثيرت مخاوف ، حيث اقترحت دراسة التسريب الوريدي كبديل متفوق16. لا يكون تناوله عن طريق الفم في كثير من الأحيان خيارا عمليا عندما يكون حديثو الولادة في وحدة العناية المركزة بالمستشفى. بالإضافة إلى ذلك ، بالمقارنة مع البالغين ، يعاني حديثو الولادة من اختلافات في الجهاز الهضمي ، بما في ذلك تأخر إفراغ المعدة وانخفاض حركية الأمعاء التي يمكن أن تؤثر على امتصاص الدواء. يصعب إعطاء الحقن العضلي نتيجة للكتلة العضلية الصغيرة لحديثي الولادة 3,4.
في أبحاث القوارض ، واحدة من أكثر الطرق المستخدمة على نطاق واسع للحقن الوريدي هي حقن الوريد الذيل. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة غير قابلة للتطبيق عند العمل مع حديثي الولادة. تصبح المواقع الوريدية الأخرى مثل الوريد الصدغي / الوجهيالسطحي 6 غير مرئية في P3. تم وصف الجيوب الأنفية المستعرضة لحديثي الولادة في إحدى الدراسات وتم إجراؤها في P0-P1 ، وبمساعدة المجهر ، فتح الجلد ودفع إبرة شعرية عبر الجمجمة إلى الجيب المستعرض ، مما يسمح بحقن حجم 2-4 ميكرولتر7. وقد وثقت دراسات قليلة استخدام الوريد الوداجي الخارجي في P7 في الفئران17. ومع ذلك ، فهذه تقنية غازية تتطلب فتحا جراحيا للجلد والتعرض للوريد الوداجي الخارجي18. في الدراسات التي أجريت على القوارض البالغة ، ثبت أن الإعطاء خلف الحجاج فعال مثل حقن الوريدالذيل 5 مما يعزز صلاحية وأهمية المسار خلف الحجاج. يسبب الحقن خلف الحجاج الحد الأدنى من الضيق وبمجرد إتقانه يمكن إجراؤه بواسطة شخص واحد مع الحد الأدنى من المعدات ويسمح بحقن متعددة (ضمان تناوب العينين). وقد أظهرت الدراسات السابقة أن الحقن خلف الحجاج قد استخدم لإدارة الفيروس المرتبط بالغدي 9 في الفئران في P0-P1 أو في P14-P2111 أو FITC-dextran في P1719 مما يشير إلى قبول متزايد لهذه الطريقة.
هناك بعض القيود المرتبطة بالحقن خلف الحجاج في حديثي الولادة. كما هو الحال مع جميع الحقن الوريدي ، يكون حجم الحقن محدودا ، ونوصي ب 5 ميكرولتر / جم لهذا الإجراء. بالإضافة إلى ذلك ، يتطلب الحقن خلف الحجاج تخديرا كاملا للجسم. لتقليل المضاعفات ، يقترح استخدام عوامل التخدير المستنشقة مثل الأيزوفلوران ، لأنها أسرع في تحريض التخدير ، ولها عملية أيض سريعة ولها معدل شفاء سريع. مطلوب التدريب ، ويفضل استخدام صبغة ملونة في المخدرة بشكل نهائي ، لتجنب التورم المحتمل حول موقع الحقن أو صدمة العين بسبب الوضع غير الصحيح لشطبة الإبرة. نظرا لصغر حجم هذه ، يلزم وجود إبر دقيقة ، مع مقياس إبرة صغير. يجب إجراء حقن الخلايا في تعليق خلية واحدة ، لتجنب انسداد الأوعية ، ولضمان بقاء الخلية. ومن المشجع أن دراسة أجراها عامر وزملاؤه أظهرت أن حقن خلايا الثدييات باستخدام محاقن 30 G لا يزال يوفر قابلية موثوقة للخلايا حتى عند طرد كثافةالخلايا العالية 20.
باختصار، إن إنشاء طريق وريدي موثوق به في حديثي الولادة له أهمية سريرية، لأن هذا هو الطريق المفضل للإعطاء في البشر. يمكن إتقان الحقن خلف الحجاج بسهولة ، وهو قابل للتكرار ويوفر بديلا مناسبا لمواقع الحقن الوريدي الأخرى ، مثل الذيل والوريد الصدغي / الوجهي الذي لا يمكن الاعتماد عليه طوال فترة حديثي الولادة للقوارض. وبالتالي ، فإن الحقن خلف الحجاج الوليدي يسمح بتوصيل الأدوية والخلايا والمركبات الأخرى في الأعمار المناسبة لحديثي الولادة.
Disclosures
يعلن المؤلفون أنه لا يوجد تضارب في المصالح فيما يتعلق بالبحث أو التأليف أو نشر هذا البروتوكول.
Acknowledgments
تم تمويل العمل المنجز في هذا البروتوكول من قبل مؤسسة Hasselblad (2020-2021 ، ERF) ، مؤسسة Åke Wibergs (M19-0660 ، ERF) ، مجلس البحوث السويدي (2019-01320 ، HH ؛ 2021-01872 ، CM) ، خدمة الصحة العامة في مستشفى جامعة Sahlgrenska (ALFGBG-965174 ، HH ؛ ALFGBG-966107 ، CM) ، مؤسسة الدماغ السويدية (FO2022-0110 ، CM) ، مؤسسة Åhlen (223005 ، CM) وبرنامج إطار Horizon 2020 للاتحاد الأوروبي (اتفاقية المنحة رقم 87472 / PREMSTEM ، HH).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Micro-Fine Demi 0,3 ml 30G (0,30mm) | BD | 256370 | 1 per animal per injection |
| Biotin-dextran (BDA) tracer | ThermoFischer | D1956 | 2.0-2.5 mg per animal |
| Fiber optic light source | Euromex | ||
| HP 062 Heating Plate | Labotect | ||
| Isoflurane | Vetmedic | Vnr 17 05 79 | |
| Tryptan blue solution (0.4%) | Sigma | T8154 | 5 μl/ g body weight |
References
- Laughon, M. M., et al. Drug labeling and exposure in neonates. JAMA Pediatr. 168 (2), 130-136 (2014).
- Das, A., et al. Methodological issues in the design and analyses of neonatal research studies: Experience of the nichd neonatal research network. Semin Perinatol. 40 (6), 374-384 (2016).
- Ku, L. C., Smith, P. B. Dosing in neonates: Special considerations in physiology and trial design. Pediatr Res. 77 (1-1), 2-9 (2015).
- Linakis, M. W., et al. Challenges associated with route of administration in neonatal drug delivery. Clin Pharmacokinet. 55 (2), 185-196 (2016).
- Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
- Gombash Lampe, S. E., Kaspar, B. K., Foust, K. D.
- Hamodi, A. S., Martinez Sabino, A., Fitzgerald, N. D., Moschou, D., Crair, M. C. Transverse sinus injections drive robust whole-brain expression of transgenes. Elife. 9, 53639 (2020).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S.
- Kilkenny, C., et al. Animal research: Reporting in vivo experiments: The arrive guidelines). Br J Pharmacol. 160 (7), 1577-1579 (2010).
- Prabhakar, S., Lule, S., Da Hora, C. C., Breakefield, X. O., Cheah, P. S. Aav9 transduction mediated by systemic delivery of vector via retro-orbital injection in newborn, neonatal and juvenile mice. Exp Anim. 70 (4), 450-458 (2021).
- Ek, C. J., Habgood, M. D., Dziegielewska, K. M., Potter, A., Saunders, N. R. Permeability and route of entry for lipid-insoluble molecules across brain barriers in developing monodelphis domestica. J Physiol. 536, 841-853 (2001).
- Jinnai, M., et al. A model of germinal matrix hemorrhage in preterm rat pups). Front Cell Neurosci. 14, 535320 (2020).
- Andersson, E. A., Rocha-Ferreira, E., Hagberg, H., Mallard, C., Ek, C. J. Function and biomarkers of the blood-brain barrier in a neonatal germinal matrix haemorrhage model. Cells. 10 (7), (2021).
- Ohls, R. K., et al. Effects of early erythropoietin therapy on the transfusion requirements of preterm infants below 1250 grams birth weight: A multicenter, randomized, controlled trial. Pediatrics. 108 (4), 934-942 (2001).
- Costa, S., et al. How to administrate erythropoietin, intravenous or subcutaneous. Acta Paediatr. 102 (6), 579-583 (2013).
- Fernandez-Lopez, D., et al. Blood-brain barrier permeability is increased after acute adult stroke but not neonatal stroke in the rat. J Neurosci. 32 (28), 9588-9600 (2012).
- Sugiyama, Y., et al. Intravenous administration of bone marrow-derived mesenchymal stem cell, but not adipose tissue-derived stem cell, ameliorated the neonatal hypoxic-ischemic brain injury by changing cerebral inflammatory state in rat. Front Neurol. 9, 757 (2018).
- Li, S., et al. Retro-orbital injection of fitc-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Mol Vis. 17, 3566-3573 (2011).
- Amer, M. H., White, L. J., Shakesheff, K. M. The effect of injection using narrow-bore needles on mammalian cells: Administration and formulation considerations for cell therapies. J Pharm Pharmacol. 67 (5), 640-650 (2015).
