Summary
Presentamos un método para estudiar la rediseminación de células tumorales a partir de metástasis pulmonares que implica un protocolo quirúrgico para la fotoconversión selectiva de metástasis pulmonares, seguido de la identificación de células tumorales rediseminadas en órganos terciarios.
Abstract
La metástasis, la propagación sistémica del cáncer, es la principal causa de muerte relacionada con el cáncer. Aunque comúnmente se piensa que la metástasis es un proceso unidireccional en el que las células del tumor primario se diseminan y siembran metástasis, las células tumorales en metástasis existentes también pueden rediseminarsey dar lugar a nuevas lesiones en sitios terciarios en un proceso conocido como "metástasis a partir de metástasis" o "siembra de metástasis a metástasis". La siembra de metástasis a metástasis puede aumentar la carga metastásica y disminuir la calidad de vida y la supervivencia del paciente. Por lo tanto, comprender los procesos detrás de este fenómeno es crucial para refinar las estrategias de tratamiento para los pacientes con cáncer metastásico.
Se sabe poco sobre la siembra de metástasis a metástasis, debido en parte a limitaciones logísticas y tecnológicas. Los estudios sobre la siembra de metástasis a metástasis se basan principalmente en métodos de secuenciación, que pueden no ser prácticos para los investigadores que estudian el momento exacto de los eventos de siembra de metástasis a metástasis o qué los promueve o previene. Esto pone de manifiesto la falta de metodologías que faciliten el estudio de la siembra de metástasis a metástasis. Para abordar esto, hemos desarrollado, y describimos aquí, un protocolo quirúrgico murino para la fotoconversión selectiva de metástasis pulmonares, que permite el marcado específico y el seguimiento del destino de las células tumorales que se redistribuyen desde el pulmón a sitios terciarios. Hasta donde sabemos, este es el único método para estudiar la rediseminación de células tumorales y la siembra de metástasis a metástasis de los pulmones que no requiere análisis genómico.
Introduction
La metástasis es la principal causa de muerte relacionada con el cáncer1. El cáncer metastásico surge cuando las células del tumor primario se diseminan por todo el cuerpo y proliferan en tumores clínicamente detectables en órganos distantes 2,3.
Aunque comúnmente se piensa que la metástasis es un proceso unidireccional en el que las células tumorales se diseminan desde el tumor primario y colonizan órganos distantes4, la creciente evidencia clínica y experimental sugiere que está en juego un proceso más complejo y multidireccional. Se ha demostrado que las células tumorales circulantes pueden repoblar el tumor primario (si aún está en su lugar)5,6,7,8,9, y las células tumorales de los focos metastásicos existentes pueden viajar a sitios terciarios y dar lugar a nuevas lesiones 10,11,12,13. De hecho, la evidencia de análisis genómicos recientes sugiere que algunas lesiones metastásicas no surgen del tumor primario, sino de otras metástasis, un fenómeno conocido como "metástasis a partir de metástasis" o "siembra de metástasis a metástasis"14,15,16. La siembra de metástasis a metástasis puede perpetuar el proceso de la enfermedad incluso después de la extirpación del tumor primario, lo que aumenta la carga metastásica y disminuye la calidad de vida y la supervivencia del paciente. Por lo tanto, comprender los procesos que subyacen a la siembra de metástasis a metástasis es crucial para refinar las estrategias de tratamiento de los pacientes con enfermedad metastásica.
A pesar de las implicaciones clínicas potencialmente graves, se sabe poco sobre la siembra de metástasis a metástasis, debido en parte a las limitaciones logísticas y tecnológicas. Los estudios en humanos están limitados por la escasez de muestras clínicas. La resección clínica y la biopsia de lesiones metastásicas son poco frecuentes, al igual que la biopsia de órganos aparentemente sanos, donde pueden estar al acecho células tumorales diseminadas únicas. Esto significa que, por lo general, los estudios en humanos solo son posibles utilizando muestras de autopsias de individuos cuyos tumores primarios todavía están en su lugar o fueron resecados previamente, pero aún están disponibles para los investigadores. Cuando se dispone de estas muestras, se deben realizar análisis de linaje de la progresión del cáncer utilizando métodos de secuenciación14. Sin embargo, la secuenciación masiva de tumores primarios y metástasis compatibles no tiene la sensibilidad necesaria para el rastreo completo del linaje. Por ejemplo, la secuenciación masiva de una lesión puede revelar un subclon que es indetectable en cualquiera de sus lesiones emparejadas. En este caso, no se podría determinar el origen de este subclon. Puede haber estado presente en el tumor primario u otra metástasis con una frecuencia inferior al límite de detección, o puede haber surgido después de la colonización inicial de la lesión metastásica en la que se encontró. La secuenciación de una sola célula proporciona una mayor sensibilidad, pero su alto costo limita la aplicación a gran escala de esta técnica. La naturaleza retrospectiva de estos estudios también significa que proporcionan una visión limitada de los eventos metastásicos transitorios y el panorama de la enfermedad en diferentes momentos.
En modelos animales, los recientes avances tecnológicos permiten ahora un mapeo filogenético prospectivo con alta resolución espacial y temporal 17,18,19,20. Estas técnicas utilizan la edición del genoma CRISPR/Cas9 para diseñar células con un código de barras en evolución, mutaciones heredables que se acumulan con el tiempo. Tras la secuenciación, se puede rastrear el linaje de cada célula en función del perfil mutacional de su código de barras 17,18,19,20. De hecho, esta tecnología ya se está utilizando para mapear la siembra de metástasis a metástasis. En un artículo reciente, Zhang et al. demostraron que las células de cáncer de mama y próstata en metástasis óseas se rediseminan desde el hueso para sembrar metástasis secundarias en múltiples órganos21.
Si bien estos métodos novedosos tienen un gran potencial para generar mapas filogenéticos detallados y de alta resolución de la progresión del cáncer, son muy poco prácticos para aquellos que estudian el momento exacto de los eventos de siembra de metástasis a metástasis y qué los promueve o previene. Llenar estos vacíos de conocimiento es crucial para refinar nuestra comprensión y tratamiento del cáncer metastásico, pero hay una notable falta de tecnologías para facilitar dichos estudios. Para dar respuesta a esta necesidad, recientemente hemos desarrollado -y presentamos aquí- una técnica novedosa que nos permite marcar específicamente las células tumorales mediante fotoconversión en un sitio metastásico (el pulmón) y posteriormente reidentificarlas en órganos terciarios. Utilizando esta técnica, recientemente demostramos que las células de cáncer de mama se rediseminan a partir de metástasis pulmonares y siembran órganos terciarios13. Esta técnica también se puede utilizar para determinar el momento de los eventos de rediseminación dentro de una ventana estrecha y cuantificar las células tumorales redistribuidas, lo que facilita el estudio del organotropismo de las células rediseminadas y lo que promueve/impide la rediseminación.
Si bien la fotoconversión y los sistemas cre/lox localmente inducibles que reemplazan permanentemente una proteína fluorescente por otra se han utilizado previamente para marcar y rastrear las células tumorales 11,22,23, hasta donde sabemos, no se ha optimizado ningún enfoque para el marcado espaciotemporal de las células tumorales para dirigirse al pulmón, uno de los sitios más comunes de metástasis entre hombres y mujeres diagnosticados con cualquiera de los 14 cánceres más comunes24. Cualquier tipo de célula cancerosa y cualquier protocolo para la generación de metástasis pulmonares se pueden utilizar con nuestro procedimiento, lo que lo hace ampliamente útil para los investigadores de metástasis. Todas las células cancerosas utilizadas para generar metástasis pulmonares deben expresar una proteína fotoconvertible o fotoconmutable, y los investigadores pueden elegir qué proteína usar en función de sus necesidades y recursos específicos. En este estudio, utilizamos células de cáncer de mama 6DT1 que expresaban de forma estable la proteína fluorescente fotoconvertible de verde a rojo Dendra2 (células 6DT1-Dendra2)25 marcadas a la histona H2B. Inyectamos 5,0 ×10 4 células 6DT1-Dendra2 en la cuarta almohadilla de grasa mamaria de ratones hembra Rag2-/-. Los tumores primarios fueron palpables entre 12 y 16 días después de la inyección y no se resecaron durante todo el experimento. Las metástasis pulmonares espontáneas se desarrollaron entre 19 y 26 días después de la inyección de células tumorales. Las cirugías de fotoconversión se realizaron entre 26 y 29 días después de la inyección de células tumorales. Los ratones fueron sacrificados a las 72 h postoperatorias debido a la carga de metástasis pulmonar.
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Protocol
Todos los procedimientos descritos en este protocolo se han realizado de acuerdo con las pautas y regulaciones para el uso de animales vertebrados, incluida la aprobación previa del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Facultad de Medicina Albert Einstein.
Antes de la cirugía, las metástasis pulmonares deben generarse en ratones utilizando células cancerosas que expresan una proteína fotoconvertible/fotoconmutable; Se han publicado varios protocolos para la generación de metástasis pulmonares 26,27,28.
1. Preparación para la cirugía
- Preparar distintas áreas de trabajo para la preparación del ratón (depilación e intubación), la cirugía y la recuperación.
- Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos en un autoclave.
NOTA: Como se utiliza una técnica de puntas solamente para esta cirugía, se puede usar un esterilizador de perlas calientes para volver a esterilizar los instrumentos para procedimientos posteriores. - Encienda la plataforma quirúrgica calefactada y deje que alcance y se estabilice a 37-40 °C.
- Inducir la anestesia con isoflurano al 5% y luego bajar el isoflurano al 3%. Realice pruebas de pellizco en los dedos de los pies periódicamente durante todo el procedimiento para evaluar la idoneidad de la anestesia.
- Coloque el ratón anestesiado en posición de decúbito lateral derecho. Retire el vello de la parte superior izquierda del pecho/lado izquierdo del cuerpo (véase la figura 1A) aplicando crema depilatoria en la zona. Humedece un pedazo de gasa o toalla de papel con agua y limpia el cabello y la crema depilatoria. Repita según sea necesario hasta que se elimine todo el vello del campo quirúrgico.
NOTA: No deje la crema depilatoria en el ratón durante más de 20 s, ya que esto puede dañar la piel. - Hacer un nudo doble ~3 mm por encima de la base de un catéter de 22 G con sutura de seda 2-0. Deja colas de 2 pulgadas de largo.
- Intubar al ratón con este catéter como se ha descrito anteriormente29,30. Para confirmar el éxito de la intubación, coloque una pera de inflado en el extremo del catéter y apriete suavemente.
NOTA: Los ratones que han sido intubados con éxito experimentarán una elevación bilateral del pecho con la compresión del bulbo. - Asegure firmemente la sutura de seda 2-0 alrededor del hocico del ratón con un nudo doble para mantener el catéter de intubación en su lugar.
2. Cirugía para exponer el pulmón
NOTA: Realice todos los pasos de la cirugía (Figura 1), incluida la fotoconversión, en una campana o cabina de flujo laminar para evitar la contaminación del campo quirúrgico.
- Lávese las manos con jabón antiséptico y póngase guantes estériles nuevos.
NOTA: Como para esta cirugía se utiliza una técnica de solo puntas, también se pueden usar guantes no estériles. Se recomienda desinfectar los guantes no estériles con un desinfectante a base de alcohol. - Preparar una dosis de 0,1 mg/kg de buprenorfina (0,03 mg/ml) e inyectar por vía subcutánea para la analgesia.
NOTA: La analgesia multimodal, incluidos los analgésicos locales y los antiinflamatorios no esteroideos, debe usarse junto con la buprenorfina si no se espera que interfieran con la biología de interés. - Aplique ungüento oftálmico en ambos ojos de ratón para prevenir daños en la córnea.
- Coloque el ratón en la posición de decúbito lateral derecho sobre la plataforma quirúrgica calefactada.
- Conecte el ventilador al catéter de intubación. Tenga cuidado de mantener el catéter firme, ya que incluso los movimientos más leves pueden perturbar la colocación del catéter y provocar una mala ventilación.
- Observe la subida y bajada del tórax bilateral, estable y controlada por el ventilador.
- Asegure las extremidades a la plataforma quirúrgica con cinta adhesiva. Estabilice el campo quirúrgico colocando otro trozo de cinta adhesiva a lo largo de la espalda del ratón y asegurando la piel dorsal y el pelaje a la plataforma quirúrgica (Figura 1A).
- Abra los instrumentos quirúrgicos esterilizados.
- Aplique la solución de clorhexidina a la piel del ratón para esterilizar el sitio quirúrgico.
- Identifique el área ~7 mm a la izquierda del esternón y ~7 mm por encima del margen subcostal. Levante la piel sobre esta área con pinzas y haga una incisión circular de ~ 10 mm con tijeras de microdisección afiladas, teniendo cuidado de cortar solo la piel.
- Retire el tejido blando sobre la caja torácica (Figura 1B). Cauterice los vasos principales en ambos extremos con una pluma de cauterización.
NOTA: Además de extirpar todo el tejido blando subyacente a la incisión circular de 10 mm en la piel, la eliminación de algunos tejidos blandos no musculares adicionales del perímetro facilita los pasos futuros del procedimiento. - Con una mano, use fórceps para elevar la6ª o7ª costilla. Con la otra mano, utilice una sola hoja de las tijeras de microdisección romas, en ángulo paralelo a la pared torácica, con el borde redondeado hacia abajo, y perfore con cuidado el6º o7º músculo intercostal para entrar en la cavidad torácica (Figura 1C). Gire suavemente las tijeras según sea necesario y corte para hacer una incisión de ~ 10 mm en el espacio intercostal, teniendo cuidado de evitar tocar el tejido pulmonar y cortar las costillas.
- Descargue delicadamente aire comprimido hacia la incisión intercostal para aumentar el espacio entre el pulmón y la pared torácica. Descargue el aire primero en la muñeca o la mano para encontrar la fuerza de flujo adecuada y limpiar la boquilla de cualquier residuo, luego en ráfagas cortas en la incisión para evitar lesiones pulmonares.
- Con una mano, use fórceps para elevar la6ª o7ª costilla. Con la otra mano, mantenga el retractor cerrado e insértelo en la incisión intercostal. Orientar las palas del retractor de forma que queden paralelas a la pared torácica, teniendo cuidado de no tocar el propio pulmón (Figura 1D).
- Una vez que el retractor esté en su lugar, suelte lentamente la manija, permitiendo que el retractor se abra y exponga el pulmón (Figura 1E). La Figura 2A muestra imágenes representativas de las metástasis pulmonares expuestas antes de la fotoconversión, incluyendo su aspecto a simple vista, y en los canales fluorescentes FITC (verde, no fotoconvertido) y TRITC (rojo, fotoconvertido) mientras se utiliza la iluminación de campo amplio.
3. Fotoconversión de metástasis pulmonares
NOTA: Los detalles y variaciones de los siguientes pasos se pueden encontrar en la Discusión.
- Aplique suavemente 2-3 gotas de PBS estéril calentado a 37 °C sobre el tejido pulmonar expuesto para evitar que se seque.
- Coloque un trozo de papel de aluminio estéril con un pequeño recorte sobre el mouse. Coloque el recorte directamente sobre el tejido pulmonar expuesto y dimensione para exponer solo la parte abierta del tórax y unos pocos milímetros de tejido blando y piel circundantes para garantizar la fotoconversión de solo el pulmón expuesto.
- Coloque una caja con un recorte sobre el mouse y papel de aluminio. Asegúrese de que el recorte esté directamente sobre el pulmón expuesto.
- Coloque la lámpara de fotoconversión directamente sobre el recorte de la caja (Figura 1F).
- Encienda la lámpara de fotoconversión y espere 6 minutos de iluminación continua del tejido pulmonar expuesto.
NOTA: Controle los signos vitales del ratón utilizando los programas de monitorización fisiológica del respirador. - Después de la fotoconversión, apague la lámpara y retire la lámpara, la caja y la máscara de papel de aluminio del mouse.
4. Procedimiento para cerrar la pared torácica
- Repita el paso 2.13 para separar el pulmón de la pared torácica.
- Sujete con cuidado el mango del retractor y apriete para cerrar las cuchillas.
- Maniobre el retractor cerrado fuera del espacio intercostal, teniendo cuidado de evitar tocar el tejido pulmonar.
- Usando la sutura de seda 5-0, cierre la incisión intercostal con un patrón de sutura continuo simple que incorpore la costilla en ambos lados de la incisión (Figura 1G). Tire de la sutura con fuerza para asegurarse de que los bordes de la herida sean aposicionales y restablecer la integridad de la pared torácica (Figura 1H). Tenga cuidado de no apretar demasiado la sutura, ya que esto puede desgarrar los músculos intercostales.
- Asegure la sutura anudando los dos extremos de la sutura juntos 4 veces. Corta las colas de sutura lo más cerca posible del nudo.
- Cierre la piel con grapas quirúrgicas.
- Elimine el exceso de aire de la cavidad torácica con una jeringa de insulina de 1 ml con una aguja de 28 G conectada. Localice la apófisis xifoides de forma táctil e inserte la aguja justo debajo, avanzando hacia el hombro izquierdo para entrar en la cavidad torácica a través del diafragma. Retire la jeringa a ~ 1 ml; Retire la aguja del ratón y descargue el aire de la jeringa. Repite este proceso 3-4 veces.
NOTA: Tenga cuidado de no perforar ningún órgano interno. Además, es importante usar una jeringa de 1 ml y repetir el procedimiento 3-4 veces en lugar de usar una jeringa de mayor volumen y tratar de eliminar todo el aire a la vez. El uso de una jeringa de mayor volumen puede provocar un vacío demasiado grande en la cavidad torácica y provocar distensión y daño en el tejido pulmonar. - Apague el isoflurano.
- Continúe la ventilación con oxígeno al 100% hasta que el ratón muestre signos de despertar.
- Una vez que el ratón muestre signos de despertarse, desconecte el catéter de intubación del ventilador, corte la sutura alrededor del hocico y extube al ratón.
- Quita el ratón con cinta adhesiva y transfiérelo a una jaula limpia colocada a ~2 pies por debajo de una lámpara de calor. Vigile hasta que se recupere por completo. Si el ratón muestra signos de dificultad respiratoria o falta de movilidad, anestesiarlo con isoflurano al 5% durante 5 min, asegurar una anestesia adecuada observando una pérdida de reflejos al pellizcar el dedo del pie y eutanasiarlo mediante luxación cervical.
- Una vez que el ratón se despierte completamente de la anestesia y comience a moverse, prepare otra dosis de 0,1 mg/kg de buprenorfina e inyéctese por vía subcutánea para la analgesia postoperatoria.
- Después de la cirugía, asegúrese de que los ratones estén alojados individualmente. Proporcionar antibióticos en el agua de bebida (enrofloxacino, concentración final 0,4 mg/mL).
- En los 3 días posteriores a la cirugía, revise el ratón dos veces al día para detectar signos de angustia. Para el tratamiento del dolor, administrar 0,1 mg/kg de buprenorfina (0,03 mg/ml) por vía subcutánea cada 4-6 horas. Practica la eutanasia al ratón si muestra signos de infección, inmovilidad o dificultad para respirar. Después del tercer día, los ratones pueden ser revisados una vez al día.
5. Procesamiento de muestras y detección de células fotoconvertidas mediante limpieza de tejidos
- Entre 3 y 5 días (o el tiempo deseado) después de la cirugía de fotoconversión, anestesiar al ratón con isoflurano al 5%, reducir el isoflurano del 5% al 2,5% después de la inducción, asegurar una anestesia adecuada observando una pérdida de reflejos al pellizcar el dedo del pie, y realizar una perfusión transcárdica terminal con 10 mL de PBS a temperatura ambiente, seguido de 10 mL de paraformaldehído al 4% enfriado a 4 °C como se describió anteriormente31.
- Recoger los órganos de interés y limpiarlos ópticamente como se ha descrito anteriormente31.
- Obtener imágenes de los tejidos aclarados con un microscopio de lámina de luz como se describió anteriormente31. Alternativamente, coloque los tejidos aclarados en un plato con fondo de vidrio e indique la imagen en los canales FITC y TRITC para visualizar las células verdes (no fotoconvertidas) y rojas (fotoconvertidas) utilizando un microscopio confocal, de disco giratorio o multifotónico.
6. Procesamiento de muestras y detección de células fotoconvertidas mediante desagregación de tejidos
- Anestesiar al ratón con isoflurano al 5% durante 5 min, asegurar una anestesia adecuada observando una pérdida de reflejos al pellizcar el dedo del pie y sacrificar a través de la luxación cervical 3-5 días después de la fotoconversión.
- Recolectar y digerir los órganos de interés como se describió anteriormente13.
- Coloque los tejidos digeridos en una placa y colóquelos en una incubadora para que se adhieran durante la noche como se describió anteriormente13.
- Al día siguiente, tome imágenes de las células plateadas en los canales FITC y TRITC para visualizar las células verdes (no fotoconvertidas) y rojas (fotoconvertidas) como se describió anteriormente13.
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Representative Results
Los pasos de la cirugía descritos en este protocolo se ilustran en la Figura 1. En resumen, se anestesia al ratón y se le quita el pelo del tórax izquierdo. A continuación, el ratón se intuba y se ventila, lo que permite que el ratón reciba oxígeno mientras la cavidad torácica está abierta. Se extirpa el tejido blando para exponer la caja torácica y se hace una incisión en el6º o7º músculo intercostal. Se inserta un retractor en la brecha intercostal y se libera para extender las costillas adyacentes y exponer el pulmón izquierdo y cualquier metástasis fotoconvertible sobre el mismo. A continuación, el pulmón y las metástasis se exponen a la luz azul para fotoconvertir las lesiones expuestas. Después de la fotoconversión, se retira el retractor, se suturan las costillas y se cierra la piel suprayacente. Finalmente, se elimina el exceso de aire de la cavidad torácica para aliviar la presión sobre los pulmones y permitir que el ratón reanude la respiración independiente y espontánea.
El protocolo descrito aquí se puede adaptar a una serie de proteínas fotoconvertibles/fotoconmutables diferentes. Asegurar que las células fotoconvertidas alcancen su máxima intensidad de fluorescencia en el canal fotoconvertido puede facilitar su identificación en otros órganos. Las condiciones necesarias para alcanzar la intensidad máxima de fluorescencia después de la fotoconversión deben determinarse empíricamente, ya que pueden variar con otros aspectos del experimento, como la proteína fotoconvertible que se utiliza y la intensidad de la luz utilizada para la fotoconversión. La Figura 2B, C demuestra cómo cambió la intensidad de la fluorescencia en los canales FITC (no fotoconvertido) y TRITC (fotoconvertido) en función de la duración de la exposición a la luz azul en una muestra ex vivo . Determinamos que 6 minutos de exposición a la luz azul producían la señal más brillante en el canal fotoconvertido y que la exposición adicional conducía a la fotodecoloración. A continuación, medimos la intensidad de fluorescencia en ambos canales antes y después de 6 min de exposición a la luz azul, in vivo, y obtuvimos resultados similares (Figura 2D).
A continuación, se extrajeron el cerebro, el hígado y el pulmón derecho no fotoconvertidos de ratones que se sometieron a esta cirugía con (grupo experimental) y sin (grupo control) con la lámpara de fotoconversión encendida. Los tejidos se limpiaron ópticamente como se describió anteriormente31, se colocaron en un plato con fondo de vidrio y se obtuvieron imágenes en un microscopio multifotónico hecho a medida32 utilizando una lente de objetivo de 25x 1.0 NA y una longitud de onda de excitación de 880 nm. La fluorescencia se capturó para los canales verde y rojo utilizando los filtros de paso de banda de 525/35 nm y 580/60 nm, respectivamente. Las células fotoconvertidas y no fotoconvertidas pudieron identificarse claramente en los tres tipos de tejido de ratones que se sometieron a la cirugía con exposición a la luz azul (Figura 3). Como era de esperar, solo se encontraron células tumorales no fotoconvertidas en los tejidos de los ratones que se sometieron a la cirugía sin exposición a la luz azul.
Figura 1: Resumen del protocolo quirúrgico para la cirugía de fotoconversión pulmonar. (A) Ratón depilado colocado en la platina quirúrgica y pegado con cinta adhesiva en su posición. (B) Un aclaramiento circular de 10 mm de piel y tejidos blandos sobre la caja torácica. (C) Ruptura inicial del músculo intercostal con tijeras de microdisección de borde romo. (D) Retractor cerrado insertado en incisión intercostal de 10 mm. (E) Retractor abierto que expone el tejido pulmonar. (F) Lámpara de fotoconversión colocada directamente sobre el tórax abierto del ratón. (G) Sutura continua simple que incorpora la costilla a ambos lados de la incisión intercostal. (H) Sutura apretada y asegurada para restablecer la integridad de la pared torácica. (I) Extracción de aire de la cavidad torácica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Determinación de las condiciones necesarias para alcanzar la intensidad máxima de fluorescencia en el canal fotoconvertido. (A) Imágenes representativas de metástasis pulmonares expuestas que expresan Dendra2 antes de la exposición a la luz azul en la iluminación de la habitación sin ningún filtro y con bajo aumento (1) y alto aumento (2), y alto aumento en los canales FITC (3) y TRITC con iluminación de campo amplio (4). (B) Imágenes de fluorescencia de una metástasis pulmonar que expresa Dendra2 antes de la exposición a la luz azul y después de 2 min, 4 min, 6 min y 8 min de exposición a la luz azul, ex vivo. (C) Intensidad media normalizada de fluorescencia de una metástasis pulmonar que expresa Dendra2 en función de la duración de la exposición a la luz azul, ex vivo. (D) Intensidad media normalizada de fluorescencia de una metástasis pulmonar que expresa Dendra2 antes y después de 6 min de exposición a la luz azul, in vivo. Barras de escala = 2 mm (A), 400 μm (B). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Imágenes representativas de células tumorales fotoconvertidas (fila superior) y no fotoconvertidas (fila inferior) encontradas en el pulmón, el cerebro y el hígado contralaterales de ratones sometidos a cirugía de fotoconversión. Barras de escala = 10 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura suplementaria S1: Lámpara LED Array de 400 nm hecha a medida.(A) Apagado y (B) Encendido. CF = Ventilador de refrigeración, R = Reflector, LED = LED de alta potencia de 400 nm. Haga clic aquí para descargar este archivo.
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Discussion
En este trabajo describimos un protocolo quirúrgico para la fotoconversión selectiva de células tumorales en pulmón. Esta técnica permite a los investigadores marcar selectivamente las células tumorales en el pulmón y rastrear su destino reidentificándolas en todo el cuerpo en un momento posterior, lo que facilita el estudio de la metástasis de las metástasis pulmonares. Utilizando este protocolo, fue posible visualizar células fotoconvertidas en el cerebro, el hígado y el pulmón derecho no fotoconvertido de ratones que se habían sometido a la cirugía con fotoconversión, lo que indica que estas células se rediseminaron desde las metástasis pulmonares fotoconvertidas a estos sitios terciarios. No encontramos ningún glóbulo rojo en los órganos de ratones que no se sometiera a fotoconversión, lo que indica que la autofluorescencia natural en las células no es lo suficientemente brillante como para confundirse con las células tumorales fotoconvertidas.
Una atención cuidadosa a ciertos aspectos del experimento puede aumentar la tasa de éxito de este procedimiento. En primer lugar, a la hora de generar metástasis pulmonares, hay que tener en cuenta el protocolo de generación de metástasis y la proteína fotoconvertible/fotoconmutable. Se ha reportado que algunas proteínas fluorescentes son inmunogénicas 33,34,35,36. Por lo tanto, es posible que las células cancerosas que expresan tales proteínas no hagan metástasis espontáneamente en ratones inmunocompetentes. De hecho, observamos que los tumores primarios se forman tanto en ratones singénicos e inmunocompetentes (FVB) como en ratones inmunocomprometidos (Rag2-/-) tras la inyección ortotópica de células 6DT1-Dendra2. Sin embargo, las metástasis solo se desarrollaron en ratones Rag2-/-, lo que indica que Dendra2 puede ser algo inmunogénico. Las formas de superar la inmunogenicidad potencial de las proteínas fluorescentes para generar metástasis pulmonares incluyen el uso de un ratón inmunodeprimido, la generación de metástasis a través de la inyección en la vena de la cola, el uso de una proteína fotoconvertible/fotoconmutable diferente o el uso de un animal transgénico en el que la proteína fotoconvertible/fotoconmutable está codificada genéticamente para que los ratones sean tolerados por la proteína37. También hay que tener en cuenta la intensidad y la estabilidad de la señal fluorescente en el canal fotoconvertido. Para muchas proteínas fotoconvertibles/fotoconmutables, la señal en el canal fotoconvertido disminuye con el tiempo a medida que la proteína se degrada y se diluye con la división celular. Nosotros y otros hemos demostrado previamente que Dendra2 ligado a H2B fotoconvertido puede detectarse de forma fiable durante 7 días en células en división y 16 días en células no en división38,39. La unión de la proteína fotoconvertible a una proteína con una baja tasa de recambio puede prolongar la vida media de la señal fotoconvertida. Los métodos para solucionar problemas del modelo de metástasis pulmonar deben depender del objetivo de la investigación y del tipo de célula cancerosa que se utilice.
En segundo lugar, es importante programar la cirugía adecuadamente en función del modelo de enfermedad de interés. Aquellos que trabajan con modelos de enfermedad con metástasis pulmonares de rápido crecimiento pueden tener un período de tiempo limitado para realizar la cirugía antes de que los ratones se sientan demasiado abrumados por la carga tumoral para recuperarse de la cirugía y/o sobrevivir la cantidad deseada de tiempo después de la cirugía. Una comprensión profunda de la línea de tiempo del modelo de la enfermedad, así como el uso de estrategias de imagen no invasivas, como la microtomografía computarizada, pueden ayudar a programar este procedimiento.
En tercer lugar, el corte inadvertido de los vasos principales durante la extirpación de los tejidos blandos puede causar sangrado excesivo, lo que lleva a una mala visibilidad del campo quirúrgico y/o a la exanguinación, como se describió anteriormente40. Evitar los vasos sanguíneos principales y usar una pluma cauterizante durante la cirugía puede prevenir esto. En cuarto lugar, al insertar y quitar el retractor, es crucial mantener las cuchillas del retractor paralelas a la pared torácica en todo momento. Inclinar las cuchillas hacia el pulmón aumenta el riesgo de daño pulmonar, e inclinar las cuchillas hacia la pared torácica aumenta el riesgo de romper la pared torácica en otras áreas. Si no parece posible insertar o quitar el retractor de manera paralela, se pueden usar las tijeras de microdisección de borde romo para aumentar ligeramente la longitud de la incisión intercostal antes de intentar insertar/quitar el retractor nuevamente. Finalmente, se debe tener cuidado para asegurarse de que la caja torácica se vuelva a sellar por completo al final de la cirugía. Al suturar las costillas de nuevo, la sutura debe comenzar ~ 1 mm antes del inicio de la incisión y terminar ~ 1 mm después. Esto ayuda a evitar aberturas residuales en los extremos de la incisión. Además, tenga cuidado de tirar y atar la sutura lo suficientemente apretada como para eliminar el espacio entre las costillas, pero no tanto como para que las suturas desgarren los músculos intercostales adyacentes y creen brechas adicionales. Si no se puede volver a sellar la cavidad torácica, el ratón debe ser sacrificado humanamente durante la cirugía, ya que tendrá una gran dificultad o será incapaz de respirar por sí mismo cuando se detenga la ventilación mecánica.
La fuente de luz y la metodología exacta para la fotoconversión pueden variar entre laboratorios. Se puede utilizar cualquier fuente de luz y metodologías que sean seguras, consistentes y apropiadas para el modelo. Por ejemplo, la fotoconversión se puede realizar transfiriendo el ratón a un estereoscopio u otro microscopio capaz de hacer brillar la luz de la longitud de onda y la intensidad necesarias para la fotoconversión en el pulmón expuesto. Utilizamos una lámpara de matriz de diodos emisores de luz de 400 nm hecha a medida y ajustada a su intensidad más alta para fotoconvertir las metástasis pulmonares que expresan Dendra2 (Figura suplementaria S1). Para apoyar la lámpara por encima del ratón y asegurarnos de que la lámpara se coloca a la misma distancia por encima de cada ratón, cortamos una abertura de 6,5 x 6,5 cm en el fondo de una caja de cartón abierta (18,4 cm (largo) x 13,2 cm (ancho) x 7,3 cm (alto)). Colocamos la caja boca abajo sobre el ratón y apoyamos la lámpara de 8,5 x 8,5 cm sobre el recorte de 6,5 x 6,5 cm (Figura 1F), de modo que la lámpara quede apoyada y la luz azul pueda llegar al tejido pulmonar expuesto.
Es importante destacar que algunos aspectos de este protocolo, incluyendo la cirugía y el uso de anestésicos, pueden alterar la cinética de diseminación y la capacidad de las células tumorales 41,42,43,44. Como tal, se deben utilizar controles adecuados para garantizar que los resultados no se confundan con el procedimiento.
La principal limitación de esta técnica es que solo las metástasis en la porción expuesta del pulmón sufrirán fotoconversión. Por lo tanto, no todas las células tumorales que se rediseminan desde el pulmón serán fotoconvertidas y cualquier cuantificación de células rediseminadas será relativa. A pesar de esta limitación, esta técnica aún puede proporcionar información valiosa sobre la rediseminación de células tumorales, incluida la determinación de si ocurre y cuándo, qué la promueve o previene, y el organotropismo de las células rediseminadas. Hasta donde sabemos, esta es la primera técnica que permite el marcaje selectivo y el seguimiento del destino de las células tumorales en el pulmón. En conclusión, este protocolo describe una técnica novedosa que puede utilizarse para facilitar y mejorar el estudio de la rediseminación de células tumorales y la siembra de metástasis a metástasis sin análisis genómico. Apuntar a las metástasis pulmonares hace que el procedimiento sea útil y relevante para los investigadores de metástasis que estudian la mayoría de los principales tipos de cáncer.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a Wade Koba por su ayuda con la microtomografía computarizada (S10RR029545), a Vera DesMarais y Hillary Guzik del Centro de Imágenes Analíticas por su capacitación y asistencia con microscopía, al Centro Oncológico Einstein Montefiore, al Instituto Nacional del Cáncer (P30CA013330, R01CA21248, R01CA255153), al Centro de Biofotónica Gruss Lipper, al Programa Integrado de Imágenes para la Investigación del Cáncer, una beca postdoctoral Sir Henry Wellcome (221647/Z/20/Z) y un premio METAvivor Career Development Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0-30 V, 0-3 A Power Supply | MPJA | 9616 PS | |
| 12 VDC, 1.2 A Unregulated Plug Supply | MPJA | 17563 PD | |
| 28 G 1 mL BD Insulin Syringe | BD | 329410 | |
| 400 nm light emitting diode array lamp | LedEngin Inc. | 897-LZPD0UA00 | Photoconversion lamp, custom-built (individual parts included below) |
| 5-0 braided silk suture with RB-1 cutting needle | Ethicon, Inc. | 774B | |
| 9 cm 2-0 silk tie | Ethicon, Inc. | LA55G | |
| Baytril 100 (enrofloxacin) | Bayer (Santa Cruz Biotechnology) | sc-362890Rx | Antibiotic used in drinking water |
| Buprenorphine | Hospira | 0409-2012-32 | Analgesic |
| Cables (Cable Assemblies) 2.5 JK-ST 72" ZIP CD | Mouser | 172-0250 | |
| Chlorhexidine solution | Durvet | 7-45801-10258-3 | Chlorhexidine Disinfectant Solution |
| Compressed air canister | Falcon | DPSJB-12 | |
| Extra Fine Micro Dissecting Scissors 4" Straight Sharp/Sharp 24 mm | Roboz Surgical | RS-5912 | Sharp Micro Dissecting Scissors |
| Fiber-optic illuminator | O.C. White Company | FL3000 | Used during mouse intubation |
| Gemini Cautery Kit | Harvard Apparatus | 726067 | Cautery pen |
| Germinator 500 | CellPoint Scientific | GER 5287-120V | Bead Sterilizer |
| Graefe forceps | Roboz | RS-5135 | |
| High power LEDs - single color ultraviolet 90 watts | Mouser | LZP-D0UA00 | |
| Infrared heat lamp | Braintree Scientific | HL-1 | |
| Isoflurane SOL 250 mL PVL | Covetrus | 29405 | Anesthetic |
| Isoflurane vaporizer | SurgiVet | VCT302 | |
| Jacobson needle holder with lock | Kalson Surgical | T1-140 | |
| Labeling tape | Fisher Scientific | S68702 | |
| LED Lighting Reflectors CREE MP-L SNGL LENS REFLECTOR & LOC PIN | Mouser | 928-C11395TM | |
| Long cotton tip applicators | Medline Industries | MDS202055 | |
| Masscool / Soccket 478 / Intel Pentium 4/Celeron up to 3.4GHz / Ball Bearing / Copper Core / CPU Cooling Fan | CompUSA | #S457-1023 | |
| Micro Dissecting Scissors 4" Straight Blunt/Blunt | Roboz Surgical | RS-5980 | Blunt Micro Dissecting Scissors |
| Murine ventilator | Kent Scientific | PS-02 | PhysioSuite |
| Nair Hair Removal Lotion | Amazon | B001RVMR7K | Depilatory cream |
| Personnet mini retractor | Roboz | RS-6504 | Retractor |
| Phosphate Buffered Saline 1x | Fisher Scientific | 14190144 | PBS |
| pLenti.CAG.H2B-Dendra2.W | Addgene | 51005 | Dendra2 lentivirus |
| Puralube | Henry Schein Animal Health | 008897 | Eye Lubricant |
| Rodent intubation stand | Braintree Scientific | RIS 100 | |
| Small animal lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | |
| SurgiSuite Multi-Functional Surgical Platform for Mice, with Warming | Kent Scientific | SURGI-M02 | Heated surgical platform |
| Test Leads 48" TEST LEAD BANANA - Black | Mouser | 565-1440-48-0 | |
| Test Leads 48" TEST LEAD BANANA - Red | Mouser | 565-1440-48-2 | |
| Tracheal catheter | Exelint International | 26746 | 22 G catheter |
| Wound closing system veterinary kit | Clay Adams | IN015 | Veterinary surgical stapling kit |
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