Overvågning kinase og fosfatasesæt aktiviteter gennem cellecyklus ved Ratiometrisk FRET

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

FRET-baserede journalister i stigende grad anvendes til at overvåge kinase og fosfatase aktiviteter i levende celler. Her beskriver vi en metode til, hvordan du bruger FRET-baserede journalister til at vurdere cellecyklus-afhængige ændringer i mål fosforylering.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Hukasova, E., Silva Cascales, H., Kumar, S. R., Lindqvist, A. Monitoring Kinase and Phosphatase Activities Through the Cell Cycle by Ratiometric FRET. J. Vis. Exp. (59), e3410, doi:10.3791/3410 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Förster resonans energi overførsel (FRET)-baseret reportere 1 tager højde for vurderingen af endogene kinase og fosfatase aktiviteter i levende celler. Sådanne sonder består typisk af varianter af den fælles fiskeripolitik og YFP, intervenerede ved en phosphorylatable sekvens og en fosfor-bindende domæne. Efter fosforylering, FRET sonden ændringer kropsbygning, hvilket resulterer i en ændring af den afstand eller orientering mellem den fælles fiskeripolitik og YFP, hvilket fører til en ændring i effektivitet (figur 1). Flere sonder er blevet offentliggjort i det seneste årti, at overvåge aktiviteten balance af flere kinaser og fosfataser, herunder indberettere af PKA 2, PKB 3, PKC 4, PKD 5, ERK 6, JNK 7, CDK 18, Aurora B 9 og Plk1 9 . I betragtning af den modulære design, er yderligere sonder sandsynligvis opstå i den nærmeste fremtid 10.

Progression gennem cellecyklus er ramt af stress signaling veje 11. Især er cellecyklus reguleret forskelligt under uforstyrrede vækst i forhold til, når cellerne er ved at komme fra stress 12. Time-lapse billeder af celler gennem cellecyklus derfor kræver særlig forsigtighed. Dette bliver et problem, især ved ansættelse af ratiometrisk billedbehandling, da to billeder med en høj signal støjforhold er forpligtet til at fortolke resultaterne. Ratiometrisk FRET billeddannelse af cellecyklus afhængige ændringer i kinase og phosphatase aktiviteter har overvejende været begrænset til sub-sektioner af cellecyklus 8,9,13,14.

Her diskuterer vi en metode til at overvåge FRET-baserede prober bruger ratiometrisk billeddannelse i hele den menneskelige cellecyklus. Metoden bygger på udstyr, der er til rådighed for mange forskere inden for biovidenskab og kræver ikke ekspertviden af ​​mikroskopi eller billedbehandling.

Protocol

1. Introduktion sonden til celler

  1. Co-transfect celler med en FRET-baseret sonde og et plasmid der giver resistens. Vælg et transfektion metode, der er effektiv i din celle-type af interesse. For U2OS celler, giver standarden calciumphosphat transfektion metoder tilfredsstillende resultater 15.
  2. Marker celler i passende antibiotika i mindst syv dage. Dette beriger mængden af ​​celler, der udtrykker sonden og begrænser mængden af ​​celler med giftige udtryk niveauer, eller udtryk niveauer, som er stærkt påvirke cellecyklus.
  3. (Valgfrit) Vælg for stabil kloner.
  4. Brug af faste eller levende celler, skal du kontrollere, at både den fælles fiskeripolitik og YFP er til stede i alle celler på omtrent samme forhold.
  5. Hvis nogle celler kun indeholder den fælles fiskeripolitik eller YFP, har rekombination sandsynligvis fundet sted. Rekombination kan forekomme enten under bakteriel vækst eller efter transfektion af sonden og kan i sidstnævnte tilfælde afhænger af plasmid kvalitet. Gentag plasmid perstatning og linearisere plasmidet før transfektion, hvis problemet fortsætter.

2. Overvågning ratiometrisk FRET

  1. Seed celler på glas bund retter, eller dækning glider til montering i et kammer. Sørg for, at tallerkener / dække sedler er ingen 1,5 (170 μm tyk).
  2. Mount celler i vækst medie uden phenolrødt på en motoriseret epifluorescence mikroskop med temperaturen indstilles til 37 ° C. Sørg for pH-regulering af medier, enten ved CO 2 eller ved hjælp af CO 2-uafhængige medier som Liebowitz-15.
  3. Fokus på celler ved hjælp af transmitteret lys. Må ikke se på celler med fluorescerende lys.
  4. Start med at erhverve en 12 eller 16 bit billedet ved hjælp af YFP magnetisering (YFPex) og YFP emission (YFPem) filtre og en passende dichroic spejl. Brug maksimal binning til rådighed, der stadig tillader den nødvendige subcellulære opløsning. Ved hjælp af en høj binning at reducere eksponeringen tid eller intensitet er afgørende at undgå fototoksicitet.
  5. MigAsure eller estimere baggrunden intensiteten og den omtrentlige støj ved måling eller estimering af groft gennemsnit, minimum og maksimum pixelværdier i et område uden celler. Skift eksponeringstid og neutralfiltre således at den gennemsnitlige signalet i cellen er ca baggrunden intensiteten plus fem til ti gange forskellen mellem max og min baggrund intensiteter.
  6. Kontroller, at billeder er ikke tæt på at være mættet. Den maksimale intensitet i billedet bør være mindre end halvdelen af ​​det dynamiske område (f.eks max 2000 i en 12 bit billede) at give mulighed for intensiteten forskelle, når celler ind mitose.
  7. Gentag trin fra 2,4 til 2,6 ved hjælp af den fælles fiskeripolitik excitation og YFP emission filtre og en passende dichroic spejl.
  8. Vælg flere regioner med transfekterede celler, bortset fra regionerne, der anvendes for punkt 2,4 til 2,7, og sikre, at maksimal intensitet er mindre end halvdelen af ​​det dynamiske område i alle celler.
  9. Start en gang-lapse eksperiment erhverve to billeder hver 45 min hjælp YFPex - YFPem og CFPex - YFPem filter sæt.

3. Kontrol og optimering af betingelser

  1. Åbn den erhvervede billeder og overvåge cellecyklus tid fra mitose til mitose for celler, der udtrykker transfekteret sonden.
  2. Sammenlign den målte cellecyklus tid til offentliggjorte data for cellen anvendte type. Alternativt, film untransfected celler ved at erhverve et billede af transmitteret lys kun (f.eks DIC eller fase-kontrast) hver time for at få reference celle cyklustider.
  3. I tilfælde af tiden fra mitose til mitose svarer til reference celle cyklus tider, skal du fortsætte til trin 4. Alternativt kan generhverve billeder ved hjælp af hårdere eksponering, mere tid-point eller flere Z-niveauer, og gentag trin 3.
  4. I tilfælde af tiden fra mitose til mitose ikke svarer til reference celle cyklus tider, film transfekterede celler ved at erhverve et billede af transmitteret lys kun (f.eks DIC eller fase-kontrast) hver time efterfulgt af et billede i slutningenaf forsøget på at identificere transfekterede celler.
  5. Hvis transfekterede celler viser stadig længere cellecyklus gange, skal du gentage trin 1, men transfect mindre sonde, eller vælg for stabile kloner, der indeholder meget små mængder af sonden.
  6. Hvis transfekterede celler vise normale cellecyklus gange i mangel af fluorescerende lys, skal du gentage trin 2, men lavere eksponering ved at ændre binning, neutralfiltre, eksponeringstid, og tiden mellem billeder.

4. Analyse FRET

  1. Analysen kan udføres af de fleste software dedikeret til mikroskopi. Her beskriver vi, hvordan du udfører analysen ved hjælp af freeware ImageJ ( http://rsb.info.nih.gov/ij ) at udnytte de plugin Ratio Plus ( http://imagej.nih.gov/ij/plugins/ratio-plus . html ).
  2. Åbn billeder i ImageJ. Hvis dine billeder er i formatet af et flerfarvet stack (f.eks Deltavision), adskilte de enkelte kanaler ved først at konvertere dem til en hyperstack: Image-hyperstack-stack til hyperstack og efterfølgende dele dem til enkelt kanal stakke med: Image-hyperstack-reducerer dimensionalitet
  3. Multiplicer YFPex - YFPem stak med 3 ved hjælp af: Proces-Matematik-Multiply Dette trin er valgfrit, da det kun er hensigten at øge den visuelle klarhed i de billeder ved at sikre, at nøgletallene ikke er i intervallet mellem 0 og 1.
  4. I YFPex - YFPem stack, tegne en region of interest (ROI) i et område, der er blottet for celler, men det er tæt på en celle, der skal måles. Forskellige celler i det samme billede kan kræve forskellige regioner, som både baggrund og signal intensitet typisk er stærkest i centrum af et billede.
  5. Tilføj ROI til ROI Manager: Analyser-tools-ROI manager.
  6. Mål den gennemsnitlige intensitet af ROI i både YFPex - YFPem og CFPex - YFPem stack: Analyser-Mål
  7. Gentag på forskellige tidspunkter, og kontrollere, at baggrunden intensiteter tæt på cellen af ​​interesse bliver ens i hele filmen.
  8. Indstil målinger til også at omfatte minimal intensitet: Analyser-Set målinger-Min og Max grå værdi.
  9. Tegn et område af interesse, der dækker det meste af en celle og måle den minimale intensitet i både YFPex - YFPem og CFPex - YFPem stakken. Tag forskellen mellem den målte minimale intensitet og baggrunden intensitet fra 4,6 og dividere det med to. Dette giver et udgangspunkt estimat for en klipning værdi.
  10. Åbn Ratio Plus. Vælg YFPex - YFPem og CFPex - YFPem stakken. For FRET ratio, skal du vælge CFPex - YFPem som stak 1 for inverteret FRET forholdet visualisere sonder, hvor FRET effektiviteten falder på fosforylering, vælg YFPex - YFPem som stak 1.
  11. Indsæt den målte baggrunden intensiteter og klipning værdier.
  12. Indstil skalering af den resulterende forholdet stakken og anvende et passende udseende up tabel (LUT) til at visualisere forholdet ændringer.

5. Repræsentative resultater

Plk1 aktivitet er første synlige i kernen i G2 fase og topper under mitosen. Figur 3 viser et eksperiment ved hjælp minimal fototoksicitet indstillingerne som beskrevet i afsnit 2. Bemærk, at dette er et repræsentativt første resultat, og at forhold eller tid mellem billeder kan ændres for at øge signal støjforhold eller tidsmæssige opløsning. Figur 3D viser, at et flertal af de celler, der udtrykker sonden formere sig med en celle cyklus på mellem 20 og 25 timer, der angiver, at de billeddiagnostiske betingelser og udtryk niveauer af sonden ikke påvirker cellecyklus tider. Selv om der er betydelig støj, tendensen til Plk1 aktivitet stiger i G2 og toppede i mitosen 14 er klart synlige (fig. 3A). Behandling af rå data, her ved betyder filtrering præsenteret som en kymograph (fig. 3B), eller kvantificering af den gennemsnitlige omvendt ra Tio (fig. 3C) kan forbedre klarhed.

Figur 1
Figur 1. Princip af en FRET-baseret sonde til at overvåge kinase og phosphatase aktiviteter. To fluorophores, typisk den fælles fiskeripolitik (blå) og YFP (grøn), der er forbundet med en fosfor-bindende domæne (orange) og en phosphorylatable sekvens (gul). Fosforylering (rød) medierer binding til fosfor-bindende domæne, hvilket forårsager en konformationelle ændring i sonden. Den konformationelle ændring medfører en forskel i den afstand eller orientering mellem de to fluorophores, som påvirker FRET effektivitet mellem fælles fiskeripolitik og YFP. FRET kan visualiseres af spændende fælles fiskeripolitik og overvågning YFP emission (stiplede linjer).

Figur 2
Figur 2. Skematisk oversigt over den eksperimentelle procedure.

p_upload/3410/3410fig3.jpg "/>
Figur 3. Plk1 aktivitet er første synlige i kernen i G2 fase og topper under mitosen. U2OS celler udtrykker en FRET-baseret sonde overvågning Plk1 aktivitet 9,14 blev filmet i 60 timers hjælp af en Deltavision Spectris Imaging systemet er udstyret med en 20x NA 0,7 luften mål og en kviksølvlampe. Imaging betingelser var udvalgt til at forårsage minimal fototoksicitet, som skitseret i afsnit 2, ved hjælp af 4x binning og neutral tæthed filtre, der blokerer 99% af den indkommende lys. A, falske farver repræsentation af omvendt FRET-ratio, efter en celle med 4 divisioner. B, kymograph af cellen er vist i A efter anvendelse af en gennemsnitlig filter. C, kvantificering af den omvendte FRET forholdet mellem cellen vist i A. D, kumulative mitotiske optagelse af 50 FRET-sonde udtrykker celler, herunder afdelinger af datterceller.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Overvågning FRET hele cellecyklus kræver overvejelser, der er mindre afgørende ved vurderingen af ​​kortfristede reaktioner på eksterne stimuli. Først er cellecyklus progression nemt forstyrres af stress signalering, der kræver, at fototoksicitet holdes på et minimum. For det andet kan alle journalister potentielt påvirke cellulære processer ved titrering ud kinaser, fosfataser eller interaktion domæner. Den nok mest ligefremme måde at vurdere, om de eksperimentelle betingelser er passende, er, at måle cellecyklus længde fra mitose til mitose og sammenligne det med eksperimenter uafhængigt af fluorescens billedbehandling og udtryk for en sonde.

En afgørende faktor i forbindelse med overvågningen FRET nøgletal gennem hele cellecyklus er til at modstå fristelsen til at erhverve flotte billeder med høj opløsning. Selv om de nøjagtige indstillinger afhænger af følsomheden af ​​mikroskopet systemet og udtryk omfanget og arten af ​​den pågældende sonde, er det vigtigt at brugeet niveau af binning, der svarer til, hvad der er absolut nødvendigt at se. Selv om tiden mellem CFPex - YFPem og YFPex - YFPem billeder skal være kort for at undgå ændringer i celle morfologi, i vores hænder er det bedre at holde eksponering gange på mere end 0,1 sekunder og reducerer intensiteten af ​​det fluorescerende lys fra neutralfiltre .

Hvordan fototoksicitet påvirker cellecyklus afhænger i høj grad udtryk niveauer og lokalisering af sonden. En sonde, der er lokaliseret til kromatin, for eksempel ved fusion med en histon, gør cellerne mere følsomme over for fluorescerende lys, formentlig fordi fototoksisk biprodukter er skabt i nærheden af ​​DNA. Det er derfor afgørende at overvåge celler, der udtrykker relativt lave niveauer af reportere og at re-check celle-cycle timings hvis lokalisere sondens forskellige subcellulære strukturer.

Adskillige kontrol eksperimenter er nødvendige for at kontrollere, at FRET er til stede ieksperimentel opstilling, og at forholdet mellem ændringer afspejler faktiske fosforylering af en sonde. Bortset funktionelle kontroller, såsom hæmning eller udtømning af en kinase, er det tilrådeligt at udføre biokemiske eksperimenter for at kontrollere, at sonden er fosforyleret, mutation af den forventede fosfor-acceptor websted inden sonden til en ikke-phosphorylatable rester, og acceptor fotoblegning til bevise forekomsten af ​​FRET. For et eksempel på en omfattende validering, se supplerende figur 3 i ref 14.

Selvom det er teoretisk at foretrække at vurdere FRET ændringer ved at overvåge både den fælles fiskeripolitik og YFP emission, er sådanne setups meget følsomme over for at fokusere ændringer og belysning betingelser og kan let føre til artefakter. Følsomhed for at fokusere ændringer skyldes kromatisk aberration, hvor den fælles fiskeripolitik og YFP emission ikke fokuserer på det samme punkt. Illumination ændringer afhænger i vid udstrækning på forskellige tilpasning af lyset stien. Dette er særligt fremtrædende, når du bruger filter kuber indeholderEn dichroic spejl. Fokus og belysning forandringer kan reduceres ved hjælp korrigeres mål og omhyggeligt tilpasset filter terninger. Men i vores erfaring, giver holde emission filterkonstant overlegne resultater, helst ved hjælp af en opsætning med separat styring af excitation og emission filtre.

Omfanget af de observerede FRET-change er reduceret med bleedthrough fra fælles fiskeripolitik fluorescens til YFP emission filter. I tilfælde bleedthrough er betydelig, en ekstra CFPex - CFPem billede kan erhverves for at rette bleedthrough i CFPex - YFPem billede. Men sådanne rettelser er meget følsomme over til at fokusere forskelle og kan indføre artefakter. Desuden kræver de et ekstra billede, som kan producere fototoksicitet.

Selvom mindre af et problem, når der kun overvågning YFP emission, holder cellerne i fokus i løbet af et 24 + time-lapse eksperiment kan være udfordrende. For at undgå fokus driver, skal du sørge for, at mikroskopetog parabol er forvarmet, og at temperaturen i rummet ikke svinge. Alternativt kan du bruge et autofokus system, der ikke er baseret på billeder af transfekteret sonden.

Valget af hvilket mål at bruge, afhænger af den enkelte ansøgning. En olie-baserede high NA objektiv samler mere lys og giver højere opløsning, men er mere følsomme over for fokus forandringer og er upraktisk i høj-indhold opsætninger. Vi foretrækker at bruge en luft mål med en relativ høj NA for at studere cytoplasmisk eller nukleare FRET-nøgletal, og bruge en høj NA olie mål kun når højere subcellulære opløsning er påkrævet.

Denne artikel diskuterer en enkel metode til at filme FRET-baseret sonder gennem cellecyklus, der bruger udstyr, der er almindeligt tilgængelige for mange life science forskere og kræver kun en basal viden om mikroskopi og billedbehandling. Mere specialiserede alternativer omfatter brugen af ​​beam-splittere, Fluorescens Lifetime Microscopy (Flim) 1 og software til at automatisere objekt segmentering 16 og beregning af FRET forholdet 17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Vi har intet at afsløre.

Acknowledgements

Forfatterne er støttet af den svenske forskningsråd, det svenske grundlaget for strategisk forskning, den svenske Kræftens Bekæmpelse, den svenske barnet Kræftens Bekæmpelse, Åke WIBERGS fundament og Jeanssons fundament.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Leibovitz L-15, no phenol red GIBCO, by Life Technologies 21083-027
DMEM+Glutamax-I GIBCO, by Life Technologies 31966
Fetal Bovine Serum (FBS) Hyclone SV30160.03
0.05% Trypsin EDTA Hyclone SH30236.01
Penicillin-Streptomycin Hyclone SV30010
DPBS GIBCO, by Life Technologies 14287
Puromycin Sigma-Aldrich P8833

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sun, Y., Wallrabe, H., Seo, S. A., Periasamy, A. FRET microscopy in 2010: the legacy of Theodor Forster on the 100th anniversary of his birth. Chemphyschem. 12, 462-474 (2011).
  2. Allen, M. D., Zhang, J. Subcellular dynamics of protein kinase A activity visualized by FRET-based reporters. Biochem. Biophys. Res. Commun. 348, 716-721 (2006).
  3. Kunkel, M. T., Ni, Q., Tsien, R. Y., Zhang, J., Newton, A. C. Spatio-temporal dynamics of protein kinase B/Akt signaling revealed by a genetically encoded fluorescent reporter. J. Biol. Chem. 280, (2005).
  4. Violin, J. D., Zhang, J., Tsien, R. Y., Newton, A. C. A genetically encoded fluorescent reporter reveals oscillatory phosphorylation by protein kinase. C. J. Cell. Biol. 161, 899-909 (2003).
  5. Kunkel, M. T., Toker, A., Tsien, R. Y., Newton, A. C. Calcium-dependent regulation of protein kinase D revealed by a genetically encoded kinase activity reporter. Journal of Biological Chemistry. 282, 6733-6742 (2007).
  6. Harvey, C. D. A genetically encoded fluorescent sensor of ERK activity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 19264-19269 (2008).
  7. Fosbrink, M., Aye-Han, N. N., Cheong, R., Levchenko, A., Zhang, J. Visualization of JNK activity dynamics with a genetically encoded fluorescent biosensor. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 5459-5464 (2010).
  8. Gavet, O., Pines, J. Progressive activation of CyclinB1-Cdk1 coordinates entry to mitosis. Dev. Cell. 18, 533-543 (2010).
  9. Fuller, B. G. Midzone activation of aurora B in anaphase produces an intracellular phosphorylation gradient. Nature. 453, 1132-1136 (2008).
  10. Ni, Q., Titov, D. V., Zhang, J. Analyzing protein kinase dynamics in living cells with FRET reporters. Methods. 40, 279-286 Forthcoming.
  11. Morgan, D. O. The cell cycle : principles of control. New Science Press, in association with Oxford University Press. (2007).
  12. Lindqvist, A., Rodriguez-Bravo, V., Medema, R. H. The decision to enter mitosis: feedback and redundancy in the mitotic entry network. J. Cell. Biol. 185, 193-202 (2009).
  13. Gavet, O., Pines, J. Activation of cyclin B1-Cdk1 synchronizes events in the nucleus and the cytoplasm at mitosis. J. Cell. Biol. 189, 247-259 (2010).
  14. Macurek, L. Polo-like kinase-1 is activated by aurora A to promote checkpoint recovery. Nature. 455, 119-123 (2008).
  15. van der Eb, A. J., Graham, F. L. Assay of transforming activity of tumor virus DNA. Methods. Enzymol. 65, 826-839 (1980).
  16. Lamprecht, M. R., Sabatini, D. M., Carpenter, A. E. CellProfiler: free, versatile software for automated biological image analysis. Biotechniques. 42, 71-75 (2007).
  17. Roszik, J., Lisboa, D., Szollosi, J., Vereb, G. Evaluation of intensity-based ratiometric FRET in image cytometry--approaches and a software solution. Cytometry A. 75, 761-767 (2009).

Comments

2 Comments

  1. wheres reference 18 gone?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 8, 2012 - 10:58 AM
  2. The probe for Cdk1 activity is described in ref 8. The 1 from Cdk1 has jumped up by mistake. Sorry for missing this in the proofreading.

    Arne

    Reply
    Posted by: Arne L.
    February 8, 2012 - 4:14 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics