Niet-plasma Verlijmen van PDMS voor goedkope Fabricage van microfluïdische apparaten

Biology
 

Summary

In deze video laten we zien hoe het neuron microfluïdische apparaat gebruiken zonder plasma-bonding.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Harris, J., Lee, H., Vahidi, B., Tu, C., Cribbs, D., Cotman, C., Jeon, N. L. Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices. J. Vis. Exp. (9), e410, doi:10.3791/410 (2007).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

In deze video laten we zien hoe het neuron microfluïdische apparaat gebruiken zonder plasma-bonding. In sommige gevallen kan het wenselijk zijn om reversibel band apparaten om de Corning nummer een dekglas. Dit kan te wijten zijn, misschien, op een plasma-cleaner niet beschikbaar. In andere gevallen kan het wenselijk zijn om het apparaat te verwijderen uit het glas na het kweken van neuronen voor bepaalde soorten microscopie of voor immunokleuring, maar het is niet nodig om het apparaat te verwijderen voor immunokleuring omdat de neuronen kan worden gekleurd in het apparaat. Sommige onderzoekers, echter nog steeds de voorkeur aan het apparaat te verwijderen. In dit geval, omkeerbare binding van het apparaat om de dekking van glas maakt dat mogelijk. Er zijn een aantal nadelen aan niet-plasma hechting van de apparaten in die niet zo strak van een zegel wordt gevormd. In sommige gevallen kunnen axonen groeien onder de groeven in plaats van via hen. Ook, want het glas en de PDMS hydrofoob zijn, hoeft vloeistoffen niet gemakkelijk op het apparaat waardoor het noodzakelijk is bij tijden aan media en andere reagentia kracht in het apparaat. Vloeistoffen zal in het apparaat via capillaire werking, maar het duurt aanzienlijk langer in vergelijking met apparaten die zijn plasma gebonden. De plasma-reiniger zorgt voor tijdelijke hydrofiele kosten op het glas en het apparaat dat de stroom van vloeistoffen door het apparaat te vergemakkelijken na het verlijmen binnen enkele seconden. Voor niet-plasma gebonden apparaten, vloeistofstroom door de inrichtingen duurt enkele minuten. Het is ook belangrijk op te merken dat de apparaten die worden gebruikt met niet-plasma hechting moet u eerst gesteriliseerd worden, terwijl plasma behandeld apparaten hoeven niet vooraf te worden gesteriliseerd te gebruiken omdat het plasma cleaner zal steriliseren ze.

Protocol

Voorbereiden microfluïdische apparaten voor Neuron Cel Cultuur

1) Reinig Corning No.1 24 mm x 40 mm glas dia's

  • Ultrasone trillingen het glas schuift in een waterbad ultrasoonapparaat gedurende 30 minuten
  • Spoel het glas dia's met 70% EtOH
  • Was de dia's drie keer met dH 2 O
  • Droog dia's in een weefselkweek kap voor enkele uren, bij voorkeur 's nachts

Opmerking: We hebben speciale metalen trays dat we last met de dia's. De dia's worden individueel gescheiden en geplaatst in sleuven van dit metaal rek. We kunnen dan plaats deze metalen laden trays in een glazen schaal die we vullen met water, plaats in het waterbad ultrasoonapparaat, en ultrasone trillingen gedurende 30 minuten. Latere wast worden uitgevoerd in dit gerecht.

2) Voorbereiding van de PDMS-apparaten

  • Knip de PDMS mal van de silicium wafer, punch gaten in de PDSM cast en kwartaal
  • Reinig de PDMS-apparaten door eerst blazen inert gas (argon of stikstof) over hen. Maak dan gebruik van 3M Scotch Brand 471 tape aan tillen alle resterende vuil

Opmerking: Het is belangrijk om de apparaten naar boven. In eerste instantie, toen we de PDMS weggesneden van de silicium wafer, de zijde in contact met de wafer is de schone kant: het bevat de microfluïdische kanalen. We proberen zo voorzichtig zijn als we kunnen om niet het apparaat beschadigen, en houd de schone kant naar boven, totdat we klaar zijn voor plasma-bonding.

  • Autoclaaf apparaten in plastic containers
  • Na de autoclaaf, schoon nr. 1 Corning glas dia's en plasma-treat apparaten met een Harrick merk plasma schoner, www.harrickplasma.com
  • Plaats de apparaten schoon kant naar beneden op het glas dia.

Het apparaat is nu plasma gebonden aan het glaasje.

3) Coating De apparaten met Poly L-lysine (PLL)

  • PLL wordt toegevoegd aan een goed aan elke kant van het toestel en mag door stromen naar de volgende goed

=> 150 ul van PLL voor de grote putten en 30 μ l PLL voor de kleinere putten. Het hoeft niet om precies te zijn, zolang de putten vol zijn.

Opmerking: Als je kijkt naar een apparaat dat u ziet vier bronnen: elk twee zijn verbonden. U wilt de PLL zetten in een goed, zodat het door het apparaat stromen naar het volgende goed.

  • Laat de PLL om via het apparaat stroom voor ongeveer 10 minuten en dan meer PLL toe te voegen aan de putten te vullen
  • Plaats de apparaten met PLL in een incubator bij 37 ° C voor een minimum van 4 uur ('s nachts heeft de voorkeur)
  • Vacuüm uit de overtollige PLL na de behandeling, maar wees voorzichtig om niet alle vloeistof zuigen uit het apparaat

Opmerking: Je wilt niet om luchtbellen te brengen in de kanalen of kamer. Net vacuüm uit de overtollige PLL in de putten.

  • Voeg geautoclaveerd dH 2 O aan elk putje aan weerszijden van het apparaat, en laat aan de andere goed stroom door capillaire werking

Figuur 1 is een diagram van een microfluïdische apparaat. Merk op hoe de Blue (Soma kant) is aangesloten en de Rode (Axonale kant) zijn aangesloten. Als we zeggen zet de PLL, of water of media, op een goed aan elke kant van het toestel, wat we bedoelen, is bijvoorbeeld: Plaats 150 ul van geautoclaveerd dH 2 O in een Blue Nou, dan plaats 150 ul van geautoclaveerd dH 2 0 in een Red Well. Het water (of de PLL, of media, of cellen) zal stromen door het apparaat naar het andere overeenkomstige goed.

Figuur 1

Figuur 1

Let op: Gelieve er rekening mee dat, van nu af aan, als ik zeg "place media, cellen, water of PLL in de TOP putten", Ik verwijs naar het diagram hierboven, waar de Soma zou worden aan de linkerzijde en de axonen zal uitgroeien tot de rechts.

  • Zuigen het water (nogmaals zorg dat u alle vloeistof volledig uit het apparaat), dan nog een 150 pl van geautoclaveerd dH 2 O tot een van elk goed aangesloten en laat het door middel van goed stroom naar de corresponderende.
  • Plaats het apparaat met dH 2 O in een incubator bij 37 ° C gedurende 1 uur, dan weer herhaalt u de wasstap. Was de apparaten drie maal met dH 2 O voor een uur, dat is het totaal.

Opmerking: Vanwege de mogelijkheid dat boraat uit de PLL kan opnemen in het PDMS, sommigen in de Jeon Lab raadt het incuberen van de apparaten 's nachts met geautoclaveerd dH 2 O na een paar iNITIËLE snel spoelt. Dit zal ervoor zorgen dat alle vrije boraat zal lekken uit prior van het PDMS voor het laden van de cellen. Als dit niet gebeurt, kan er een release van boraat in de media na verloop van tijd, wat kan leiden tot cytotoxiciteit.

  • Voeg Neurale Basale Media (NBM), met de nodige factoren (Glutamax, B27, Penstrep) naar de top Wells

Opmerking: De apparaten kunnen worden 's nachts geïncubeerd en bedekt met cellen van de volgende dag, of geïncubeerd een minimum van 3 uur met NMB + factoren voor het uitplaten de cellen.

De voorbereiding van de Neuronen Voor het laden in de apparaten

We maken gebruik van 18 dagen oud foetale rat cortex dat we ofwel kopen van een bedrijf genaamd Brain Bits of dat hier is voorbereid op de campus voor ons. Wij geven de voorkeur om het weefsel fris.

  1. Verkrijgen van een foetale hersenen cortex (2 stukjes weefsel) zijn opgeslagen in de sluimerstand E
  2. Neem 3 lange glazen pipetten en vuur ze elk in achtereenvolgens kleinere maten met behulp van een alcohol-lamp
  3. verwijderen weefsels van Hibernate E met een glazen pipet en plaats in 2 ml van NMB + Factors in een steriele 15 ml buis.
  4. Tritureren: Met behulp van een lamp en glazen pipet de cortex wordt doorgegeven op en neer op ongeveer 5 tot 10 keer. Daarna wordt de eerstvolgende kleinere pipet gebruikt voor het pipet op en neer het weefsel. Tot slot wordt de kleinste pipet gebruikt om de pipet op en neer het weefsel. Wij willen ervoor zorgen dat er geen zichtbare stukjes.

    Let op: Onlangs heeft de Jeon Lab begon te vergelijken cellen van weefsels opgeslagen in de sluimerstand E tot cellen die werden bereid uit Tissue in eerste instantie behandeld met 0,125% Trypsine in 50% Ca + + vrij en Mg + + gratis dissectie buffer. De consensus is dat weefsel bereid met behulp van trypsine opbrengst meer levensvatbare cellen dan weefsel in eerste instantie geplaatst in de sluimerstand E. Als u niet van plan om het weefsel te gebruiken meteen, dan moet je het weefsel op te slaan in de sluimerstand E.

    Als je gaat om het weefsel te gebruiken meteen en wil meer levensvatbaarheid willen, dan behandelen het weefsel met trypsine voorafgaand aan de mechanische tritureren als volgt: 1) 1 ml 0,25% trypsine (Gibco, Invitrogen) verdunnen met 1 ml van Ca + + gratis Mg + + gratis dissectie buffer (laatste Trypsine = 0,125%) in een 15 ml buis (blijven ijskoud), 2) plaats weefsel in buffer en onmiddellijk bij 37 incubeer ° C gedurende 8 minuten 3) voeg 10 ml DMEM/10% FBS tot aan de aanslag trypsine reactie en hieronder verder protocol.

  5. Centrifugeer cellen bij 1100 rpm gedurende 1 minuut
  6. Aangezogen media voorzichtig uit de celpellet
  7. Voeg 1 ml van de NMB + factoren om de pellet en opnieuw opgehangen door en neer te pipetteren
  8. Passeren de re-geschorste cellen door zwaartekracht door een filter om eventuele klonten te verwijderen (BD Falcon cel zeef 40 um nylon)
  9. Tellen en plaat cellen:
    • In een microfugebuis, voeg 60 ul NMB + factoren, 20 pi celsuspensie, en 20 pl van trypan blauw dan mix
    • Voeg ongeveer 10 ul van deze oplossing voor een hemocytometer en tellen van de levende cellen (niet blauw)
    • Aan te passen concentratie 2,5 tot 4,5 x10 6 cellen / ml

      Opmerking: Wij over het algemeen het verkrijgen van een concentratie van ongeveer 2,5 tot 4,5 x 106 cellen / ml. afhankelijk van het volume van de cellen geresuspendeerd in (normaal gesproken 1 ml NBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex). Als het weefsel werd bereid met trypsine, zal de opbrengst waarschijnlijk worden verhoogd.

Plating De apparaten

  1. Load cells (primaire neuronen) in een goed van het toestel
  2. Plaat 5 ul per klein apparaat en 20 ul per big-apparaat

    Opmerking: u kunt laden 10 ul van cellen op de bovenkant van het apparaat en 10 pi aan de onderkant van het apparaat (half totaal volume), of rechtstreeks alle 20 ul van cellen in de bovenste Somal goed (5 pl in de top Somal goed voor de kleine apparaten).

  3. Incubeer gedurende 10 minuten in een 37 ° C incubator, zodat cellen kunnen beginnen te hechten
  4. Voeg ongeveer 150 / 30 ul van NMB + factoren die aan elk putje, afhankelijk van grootte van het apparaat

    Opmerking: Volumes kunnen variëren afhankelijk van de dikte van het PDMS. Het enige dat telt is dat de putten vol zijn.

Aanvullende over het gebruik van de apparaten zonder Plasma Bonding

Zonder plasma behandelen, Christina Tu, een technicus, die het doet met succes elke week zonder plasma, zegt gewoon laden de cellen meteen.

Vergeet niet om de media te verwijderen uit putten op de soma kant (axon kant zal niet uit of je laat de media in). Het is de vloeistofstroom die het mogelijk maakt de cellen in te voeren het belangrijkste kanaal. Als u media in de putten, krijgt u geen vloeistof stromen.

Discussion

Hier hebben we laten zien hoe je het neuron microfluïdische apparaat gebruiken zonder een plasma schoner. We noemen dit als niet-plasma-bonding.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
PDMS Reagent Dow Corning Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you
Cornig No. 1 Cover Glass Cover Glass Corning Corning No. X2935 244 Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D
B27 Reagent Invitrogen 17504-044 B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.
Glutamax Reagent Invitrogen 35050-061 Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.
60 mm Petri Dish Tool Fisher Scientific 08-757-13A 60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.
Poly-L-Lysine Reagent Sigma-Aldrich P-1274
BD Falcon 50 ml Tube Tool BD Biosciences Falcon No. 352098 Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A
BD Falcon 15 ml tube Tool BD Biosciences Falcon No. 352097 Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nat Protoc. 1, (4), 2128-2136 (2006).
  2. Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nat Methods. 2, (8), 599-605 (2005).

Comments

14 Comments

  1. can't view videos?? firefox latest plugins???

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 4, 2007 - 10:33 PM
  2. Hi Ron. I am sorry you are having trouble. To view videos, please make sure that you have the latest version of Flash installed. If you still have problems, please send us an email to support@jove.com with operating system and browser information.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 5, 2007 - 12:48 AM
  3. What protocol do you use when making the PLL solution? 5mg of PLL to 50ml water?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 7, 2008 - 2:47 PM
  4. Hi Lee T
    We dissolve the PLL in borate buffer
    1.²4 g of boric acid and 1.9 g of sodium tetraborate is added to 300 ml of nanopure water (final volume will be 400 ml) and stirred to disolve for about 30 minutes.  Next the pH is adjusted to pH 8.5.  ²00 mg of PLL is added and stirred until disolved.  The final volume is adjusted to 400 ml.  The PLL solution is then sterile filtered and aliquoted into sterile 50 ml tubes in a tissure cutlure hood.  Aliquots are stored at -²0C until use.
    Joseph Harris

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 7, 2008 - 5:57 PM
  5. Just wanted to let everyone know a company is forming to make, sell, and distribute the devices. Email xonamicrofluidics@gmail.com for more information.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    July 4, 2008 - 1:01 PM
  6. Hi there, it it possible to get a protocol for fixation and staining of neurons in microfluidic chambers? Which method is better for this purpose (fixation and staining), plasma- or non-plasma bonding? Is it possible to remove the microfluidic device without damaging the neurons or dŒs it have to stay on during the procedure? By the way: A really impressive method, fantastic! Looking forward to your answer. Best, Harry

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 6, 2008 - 2:32 PM
  7. Hello Harry Probably the best thing would be for you to check out our company website at http://xonamicrofluidics.com/ We have a protocol there available for download.  It gŒs over staining in the device. Also, if you would like to discuss staining in more detail or have any other questions feel free to email us xonamicrofluidics@gmail.com

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 10, 2008 - 4:46 AM
  8. Hi Harry just to follow up.. The device dŒs not have to be removed for staining. However, if you are interested in visualizing in the mid-region of the grooves then it might not stain very well with the device on.  If you only want to visualize neurons in the main channels or axons just entering or leaving the grooves then staining with the device on is just fine. If you want to get a good stain of the middle of the microgroove region then it is best to remove the device before staining.  This means non-plasma bonding will have to be done as plasma bonding is irreversible. Yes, removing the device can and dŒs damage the neurons.  However, done with care and after some practice it is possible to remove the device and keep most of the sample intact. Some researchers like to fix the cells in the device, place the device on ice for 5 minutes then carefully remove it.  Others just remove the device as carefully as possible prior to staining. Please visit our website http://xonamicrofluidics.com/ for our detailed protocol. Also feel free to email us xonamicrofluidics@gmail.com

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 10, 2008 - 4:55 AM
  9. Hello JŒ, thank you very much for your reply and support. The protocol on http://xonamicrofluidics.com/ which you are refering to is indeed very detailed and helpful. I am now curious to see how my experiments work out. :-) All the best and thanks again, Harry

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 11, 2008 - 5:59 PM
  10. This probably dŒsn't work for non-plasma PDMS-PDMS bonding... or, is there a way to treat one of the PDMS layers as glass?

    Reply
    Posted by: Bryn G.
    September 23, 2009 - 8:05 PM
  11. Hello,

    This was a very good video indeed. Could you please let me know how did you make the wells on the PDMS. They are not micronsized wells that we used to make by replicating form a potolithographed Silicon wafer. Did you use some kind of belt puncher? What is the exact product number and brand of the puncher? I use one to make mm sized well on the PDMS slam, however the edges are not good. Or did you use other technique to make such nicely sheped wells? If I want to make recangular or square shaped wells (² mm length/width and .5-1.0 mm height) on PDMS what could I do? I will appreciate your kind advices.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 31, 2012 - 6:39 PM
  12. Hello Taifur

    The wells are 8 mm in diameter. We have special punches machined to punch the wells. However, you can use 8 mm biopsy punches made by Sklar. VWR or Fisher Sci should have them.

    Reply
    Posted by: Joseph H.
    April 6, 2012 - 12:48 PM
  13. For the cells you receive in Hibernate E from Brain Bits, do you digest them with trypsin or even digest them at all prior to trituration. Why or why not?

    Thanks.

    Reply
    Posted by: Angela D.
    July 4, 2012 - 10:08 PM
  14. For the cells you receive in Hibernate E from Brain Bits, do you digest them with trypsin or even digest them at all prior to trituration. Why or why not?

    Thanks.

    Reply
    Posted by: Angela D.
    July 4, 2012 - 10:10 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics