Author Produced

Non-Terminal Bloedafname Technieken in Guinea Pigs

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Hoewel een bekend model, de cavia vertegenwoordigt momenteel een niche in experimentele dierwetenschappen en beperkte gegevens beschikbaar over de uitvoering van de meeste procedures. Hier presenteren we vier verschillende benaderingen van non-terminal in vivo bloedafname technieken in ofwel bewust of verdoofd cavia.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Birck, M. M., Tveden-Nyborg, P., Lindblad, M. M., Lykkesfeldt, J. Non-Terminal Blood Sampling Techniques in Guinea Pigs. J. Vis. Exp. (92), e51982, doi:10.3791/51982 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Cavia's hebben verschillende biologische overeenkomsten met de mens en zijn gevalideerd experimentele diermodellen 1-3. Echter, het gebruik van cavia's is nog een relatief smal gebied van onderzoek en beschrijvende data op specifieke methodologie dienovereenkomstig schaars. De anatomische kenmerken van cavia's zijn iets anders dan andere knaagdieren modellen, vandaar de modulatie van steekproeven om tegemoet te soortspecifieke verschillen, bijvoorbeeld., In vergelijking met muizen en ratten, zijn noodzakelijk om voldoende en kwalitatief hoogwaardige monsters. Aangezien zowel lange en korte termijn in vivo studies vereisen vaak herhaalde bloedafname de keuze van de techniek moet goed worden overwogen, om stress en ongemak te verminderen bij de dieren, maar ook om te overleven, evenals de naleving van de eisen van de steekproefgrootte en de toegankelijkheid te waarborgen. Veneuze bloedmonsters kunnen worden verkregen bij een aantal sites bij cavia's bijvoorbeeld., De vena jugularis enaders, elke techniek die zowel voordelen als nadelen 4,5. Hier presenteren we vier verschillende bloedafname technieken voor zowel bewust of verdoofd cavia. De procedures zijn alle niet-terminale procedures die sample volumes en aantal monsters niet richtlijnen voor bloedafname niet hoger zijn dan bij proefdieren 6. Alle beschreven methoden zijn uitvoerig getest en toegepast voor herhaalde in vivo bloedafname in studies binnen onze onderzoeksfaciliteit.

Introduction

De cavia is een waardevol en gevalideerd proefdiermodel door een aantal biologische band mens zoals een vereiste voor een voedingsbron te voorzien van vitamine C, vergelijkbaar plasma lipoproteïne enzymen en lipoproteïne profiel, en gedeeld overeenkomsten met menselijke placenta en prenatale ontwikkeling 1-3,7,8. Dit maakt de cavia een aantrekkelijke en geschikte model voor het bestuderen van effecten van dieet geassocieerde ziekten zoals niet-alcoholische vette leverziekte, cardiovasculaire aandoeningen en vermeende effecten van vitamine C-tekort kan ook de werking van bijvoorbeeld. Maternale interventie voeding op de ontwikkeling nakomelingen.

Herhaalde bloedafname is vaak nodig in zowel de korte en lange termijn in vivo studies. Vanwege soortspecifieke anatomische verschillen modulatie van de steekproeftechniek noodzakelijk om bloedmonsters in cavia's in vergelijking met andere diermodellen verkrijgen 3,9. Deze techniek maakt herhaalde monsters van kleine hoeveelheden bloed (100-400 ul), bijvoorbeeld., Biochemische merkers in plasma te bepalen. Als een nog kleinere steekproefomvang voldoende is (50-100 ul), dit kan heel gemakkelijk worden verkregen door het aanprikken van de oorader. Deze techniek kan ook bij dieren bij bewustzijn uitgevoerd en is bijvoorbeeld nuttig bij het ​​meten van bloedglucose 10,11. Bemonstering van de halsader maakt verzamelen van grotere hoeveelheden bloed (1-2 ml) maar vereist verdoving.

Hier presenteren we vier verschillende bloedafname technieken voor zowel bewust of verdoofd cavia. De procedures zijn alle niet-terminale procedures die sample volumes en aantal monsters niet richtlijnen voor bloedafname niet hoger zijn dan bij proefdieren 6. Het is in het belang van goede wetenschap en het welzijn van dieren dat stress tot een minimum moet worden beperkt. Daarom alleen goed opgeleide en bevoegde persoonlijk moet het dier uit te voeren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

De getoonde procedures werden uitgevoerd volgens de protocollen van de Deense Dierproeven Inspectie goedgekeurd onder het ministerie van Voedsel, Landbouw en Visserij.

1 Bloedafname van de Lateral Saphenous of Tarsal Vein

  1. Voer deze procedure zonder verdoving en de hulp van een onderzoeker, een behandeling van de cavia, en een het verzamelen van het monster.
  2. Scheer de tarsale regio van de achterpoot met een elektrisch scheerapparaat, totdat de aderen zijn zichtbaar. Zorg dat het gebied is groot genoeg om bont te bemoeien met de prikplaats te voorkomen.
  3. Plaats het achterbeen in een teiltje lauw water en wrijf het been, waardoor de aderen meer verwijde en evident.
  4. Veeg het been met een schone handdoek en ontsmet de prikplaats met een gaasje of een wattenstaafje bevochtigd met 70% alcohol.
  5. Beperken de cavia en breiden het achterbeen naar beneden, terwijl het toepassen van lichte druk direct boven het kniegewricht to bieden stasis.
  6. Prik de ader met behulp van een 21 G naald of lancet. Verzamel bijvoorbeeld bloed. Met behulp van een verzameling of capillair. Voorzichtig manipuleren van het been om de bloedstroom te bevorderen.
  7. Los stasis, nadat het monster is verkregen. Breng een stukje gaas of watten met zachte druk op de prikplaats, totdat bloeden is gestopt.
  8. Zet de dieren hun kooi en monitor 5-10 min hemostase te verzekeren.

2 Bloedafname uit de oorader

  1. Voer deze procedure zonder verdoving alleen of bij voorkeur met behulp van een collega.
  2. Ontsmet het dorsale oppervlak van het oor met behulp van gaas of een wattenstaafje bevochtigd met 70% alcohol.
  3. Druk zachtjes aan de basis van het oor om stasis te verschaffen.
  4. Prik de ader met behulp van een 21 G naald of lancet, en het verzamelen van bloed.
  5. Los stasis, nadat het monster is verkregen, Plak een stukje gaas of watten met gentle druk om de prikplaats tot bloeden is gestopt.
  6. Zet de dieren hun kooi en monitor 5-10 min hemostase te verzekeren.

3 Bloedafname uit de halsader

  1. Doe dit met behulp van de hulp van een extra onderzoeker; een behandeling van de cavia en een het verzamelen van het monster.
  2. Verdoven de cavia met een passend verdovingsmiddel voor de gehele duur van deze procedure. Een mengsel van tiletamine (0.93 mg / kg), zolazepam (0.93 mg / kg), xylazine (1,49 mg / kg) en butorfanol (0.06 mg / kg) worden gebruikt.
  3. Plaats de verdoofde cavia op zijn rug en zachtjes trekken de voorbenen caudaal.
  4. Scheren en desinfecteren (bijvoorbeeld., Met 70% alcohol) het ventrale deel van de nek.
  5. De vacht van de spuit met ofwel heparine of EDTA vóór de bemonstering met het oog op het risico van stolling te verminderen.
  6. Betasten het sleutelbeen en plaats een 25 G (of 23 G) naald gemonteerd op een 1 ml spuit approximately 1 cm lateraal van de middellijn ter hoogte van het schoudergewricht. Houd de spuit in een lichte opwaartse en mediale hoek, terwijl het aanbrengen van een lichte onderdruk. Voorkom schade aan de onderliggende structuren zoals de halsslagader ligt nogal oppervlakkig. Kantel de hals van de cavia iets naar achteren om verhoogde stasis van de ader te bieden.
  7. Laat de voorpoten bij het bloedmonster verkregen en verlichten stasis voordat de naald wordt teruggetrokken. Gebruik een droog gaasje of watten om zachte druk uit te oefenen op de prikplaats.
  8. Terug het dier op een herstel kooi en het beeldscherm in hemostase en terugwinning van anesthesie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vier verschillende benaderingen non-terminal in vivo bloedafname technieken ofwel bewust of verdoofde cavia zijn aangebracht. Figuur 1 toont het verloop van de laterale saphena en tarsal ader in de cavia en mogelijke punctieplaatsen. Oor nerven zichtbaar op het dorsale oppervlak van cavia oor worden weergegeven in Figuur 2 Deze aders kunnen worden gebruikt voor bloedafname wanneer slechts een zeer klein volume gewenst. De positie van de cavia voor halsader bloedafname is zien in figuur 3. Het verloop van de halsader wordt geïllustreerd door de pijlen met de bovenste pijl die naar de aanbevolen prikplaats.

Figuur 1
Figuur 1 De zijdelingse saphenous en tarsal ader in de cavia. Het beeld illustreert het verloop en deprikplaats voor bloedafname uit de laterale saphenous (bovenste pijl) of de tarsale ader (onderste pijl) in de cavia.

Figuur 2
Figuur 2 Ear aderen. Deze afbeelding illustreert oor aderen (pijlen) zichtbaar op het dorsale oppervlak van een cavia oor. Deze aders kunnen worden gebruikt voor bloedafname wanneer slechts een zeer klein volume gewenst.

Figuur 3
Figuur 3 Positie van de cavia voor halsader bloedafname. Dit illustreert de positie van de cavia en de prikplaats voor halsader bloedafname. De pijlen geven de loop van de jugulaire ader met de bovenste pijl wijst naar de aanbevolen prikplaats.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Vergeleken met muizen en ratten, cavia's zijn bang door de natuur en moet rustig worden benaderd en omgang met het oog op het verminderen van stress. Vanuit dierenwelzijn oogpunt handelen met zorg is natuurlijk een prioriteit; echter, zal dit ook het risico van angst geassocieerde effecten van de verzamelde gegevens bijvoorbeeld te verlagen. verhoogde bloedspiegels van corticosteroïden en glucose 12. Ook zal de dagelijkse afhandeling van de dieren wennen aan de normale procedures en kan dienen om stress nog verder te verlagen. Praktische expertise in een bepaald bloedafname techniek moet worden opgedaan door eerst te observeren een ervaren operator en daarna het uitvoeren van de techniek onder begeleiding tot competentie is bereikt. De gekozen techniek moet idealiter zowel het verminderen van stress en ongemak tot een minimum, maar ook om te overleven, evenals de naleving van de eisen van de steekproefgrootte en de toegankelijkheid te waarborgen. Voor alle gepresenteerde bloedafname methoden aseptische technieken moeten wordengebruikt om het risico op besmetting te minimaliseren en zorgen voor inzameling van niet-verontreinigd monsters.

De geïllustreerde benaderingen van bloedafname zorgen voortbestaan ​​van het dier, mits sample volume en de frequentie wordt bereikt volgens richtlijnen en kunnen allemaal worden toegepast herhaalde bemonstering in zowel korte als lange termijn studies 6. Dit maakt consistente monitoring van individuele dieren in de tijd hierbij verminderen variantie en het aantal opgenomen dieren conform (vermindering) van de 3 V's '13,14. De hier gepresenteerde technieken hebben verschillende reeksen van verkrijgbaar monstervolume (een paar pi tot 1-2 ml), die voor de aanvang van een experiment moet worden beschouwd. Hoewel procedures voor het verzamelen van bloed uit de halsader in-un verdoofde cavia's zijn beschreven 12, raden wij het ​​gebruik van anesthesie om stress en ongemak te verminderen zoveel mogelijk. Wanneer u dit doet, moet de keuze van anesthesie voorzichtig te zijny gericht, opmerkend dat cavia zijn notoir moeilijk te verdoven en geven aanzienlijke variatie doeltreffendheid van het anestheticum en een hoge gevoeligheid voor geïnduceerde ademhaling depressie 15,16. Zoals de halsader bij cavia's is niet zichtbaar of voelbaar eventuele verlaging van stasis / veneuze dilatatie kan bemonstering problemen toenemen, dus het is over het algemeen aan te raden om vaso-beklemmende agenten in anesthesie-mengsels te voorkomen. . Voorts bekende effecten van bepaalde verdovende middelen die kunnen interfereren met de gewenste gegevensverzameling bijvoorbeeld, cardiovasculaire effecten en / of verhoogde bloedglucosespiegels volgende α 2 - moet agonist acties in knaagdieren worden beoordeeld 16,17. Het gebruik van inhalatie-anesthesie, zoals isofluraan kan ook een optie zijn, maar zoals intubatie bij cavia's is een zeer moeilijke taak zorg moeten worden genomen om de inmenging van de inhalatie-masker met het hoofd / hals positie te vermijden, omdat dit kan complicaten de procedure onnodig. Gegeneraliseerde anesthesie bijvoorbeeld. Door inhalatie is ook vereist voor hartpunctie waarvoor een groter monstervolume bepalen. Echter, hartpunctie een terminal procedure en derhalve niet toepasbaar voor monsterneming en zullen niet verder worden beschreven.

Mogelijke schadelijke effecten, zoals bloeding, blauwe plekken, trombose, infectie en littekens kan optreden na aanprikken van een ader. In onze ervaring, ofwel de cavia geen verhoogd risico van dergelijke ongewenste complicaties vergeleken met andere diermodellen voorwaarde dat de procedure wordt uitgevoerd zoals beschreven in de huidige manuscript vertonen. Aangezien de halsader niet kan worden gevisualiseerd van het buitenoppervlak is zeer belangrijk om stasis vóór verlichten aan de naald terugtrekt en adequate hemostase verschaffen om het risico van peri-veneuze bloedingen en kneuzingen minimaliseren. In geval van bijwerkingen, de behandeling dient altijd te worden van de verantwoordelijke ve gezochtNarain. Om redenen van goed dierenwelzijn als wetenschap, moeten serieuze overwegingen worden gegeven aan het gecombineerde effect van het monster volume en de frequentie en de keuze van sampling techniek. Alle beschreven bloedafname technieken zijn grondig getest en toegepast voor herhaalde in vivo bloedafname in studies binnen onze onderzoeksfaciliteit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen. Alle procedures werden goedgekeurd door de Dier Experimenten Act van Denemarken, dat is in overeenstemming met de Raad van Europa van ETS 123.

Acknowledgments

Wij erkennen de bekwame hulp van Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belinda B. Bringtoft en de dierverzorgers op de afdeling Experimentele Geneeskunde, Frederiksberg Campus, Faculteit Gezondheid en Medische Wetenschappen, Universiteit van Kopenhagen, Denemarken. Jacob Lønholdt wordt bedankt voor zijn uitstekende technische bijstand bij het filmen van de procedures. Dit onderzoek werd mede ondersteund door de LIFEPHARM Centrum voor in vivo farmacologie en de Universiteit van Kopenhagen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electric shaver Wella (Contura), Denmark 273207 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Syringes  B.Braun-Omnifix-F, Germany 9161406V Alternative product may be used. Multiple suppliers
Needles BD Microlance, Spain 301156 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Microvette collection tube  Sarstedt, D-51588Nümbrecht, Germany 201,288,100 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Accu-Check analyzer Roche A/S Diagnostics, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Heparin 5000 IE/ml LEO Pharma, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Zoletil 50, Chemvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Narcoxyl vet 20 mg/ml, Intervet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Torbugesic vet 10 mg/ml, Scanvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Neutral eye ointment Alternative product may be used. Multiple suppliers
Gauze or a cotton swab  Alternative product may be used. Multiple suppliers
Disinfectant (70% alcohol) Alternative product may be used. Multiple suppliers

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62, (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3, (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105, (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32, (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1, (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832, (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7, (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110, (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15, (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22, (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11, (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48, (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47, (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50, (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35, (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230, (10), 777-784 (2005).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics