Afleiding van Cardiac stamcellen uit embryonale stamcellen

Developmental Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Developmental Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

ERRATUM NOTICE

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z. Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells. J. Vis. Exp. (95), e52047, doi:10.3791/52047 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Hart-en vaatziekten nog steeds de belangrijkste oorzaak in de wereld van vandaag en de sterftecijfers hebben vrijwel onveranderd gebleven in de afgelopen twee decennia (American Heart Association). Er is dringend behoefte aan het ontwikkelen van nieuwe therapeutische strategieën om effectief te voorkomen of om te keren hartfalen. Een veelbelovende strategie-celtherapie na de snelle ontwikkeling van stamcelbiologie 1. In dit opzicht zou multipotente CPC een uitstekende bron cel voor de therapie vanwege hun vermogen tot prolifereren doch slechts gehouden cardiale lineage differentiatie. Daarom efficiënte en robuuste methode te genereren en te isoleren CPC is van groot belang voor hart celtherapie.

Dit protocol is gericht op embryonale CPC's die tijdens de vroege embryogenese en hoe hun generatie van de SER. Verschillende getuigschriften zijn geïsoleerd uit embryonale en volwassen harten, zelfs uit beenmerg 2. Tijdens de ontwikkeling van het embryo, bot morphogesche eiwitten (BMP's), vleugelloze-type MMTV integratieplaats familieleden (Wnt) en Nodal signalen van de inzet van de Mesp1 + multipotente mesoderm 3 induceren. Mesp1 + cellen vervolgens differentiëren in de embryonale CPC 4. Deze CPC's worden doorgaans gekenmerkt door HCN4, NK2- homeobox 5 (Nkx2-5), Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-doos 5 (Tbx5), en myocyte enhancer factor 2C (MEF2C), vormen de primaire en tweede hart velden, en bijdragen aan het grote delen van het hart tijdens cardiogenese 5-10. Zowel Nkx2-5 + en Isl1 + / MEF2C + CPC's zijn in staat om te differentiëren in hartspiercellen, gladde spiercellen (SMC) en endotheelcellen 5-8. Dus deze CPC's zullen leiden tot cardiale bloedvaten evenals hartweefsels geven en zijn een ideale bron van cellen voor cel-gebaseerde hart therapie. Bijgevolg is het genereren van CPC's in vitro heeft een groot onderzoeksproject focus op cardiovasculaire studies geweest. Sinds SER hebben onbeperkt capaciteitsuitbreiding eennd vertegenwoordigen de ICM cellen in het blastocyststadium, is de differentiatie van de SER in embryonale CPC's als gevolg van de natuurlijke embryogenese beschouwd als een logische en effectieve aanpak van CPC's te verkrijgen.

Een grote schaal toegepast aanpak van CPC's te verkrijgen van de SER is het SER aggregeren tot EBS 11. Om de differentiatie efficiëntie, gedefinieerde chemische en groeifactoren gebaseerd op de kennis van hartontwikkeling gebruikt 12-14. Er zijn echter geen definitieve CPC markers, met name niet celoppervlak markers, die wijd geaccepteerd in het veld. Om dit probleem aan te pakken, SER's zijn ontworpen om Isl1 + of MEF2C + CPC's en hun derivaten met TL-verslaggevers met behulp van Cre / loxP systeem te markeren. Het cre recombinase stoot in onder besturing van Isl1 / MEF2C promoter / enhancer. Gemodificeerde fluorescerend eiwit RFP of YFP-gen aangedreven door een constitutieve promoter kan worden geactiveerd door excisie van flox stopcodon met cre-recombinase(ISL1: cre; pCAG-Flox-STOP-Flox-GFP of RFP / Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP) 5,6. Zodra de SER worden gedifferentieerd in tweede hart veld CPC's, zal Isl1 / MEF2C promotor / enhancer gedreven cre de tl-reporters activeren en CPC's kunnen worden verrijkt door FACS-zuivering. In het kort wordt EB aggregatie gebruikt ESC differentiatie initiëren. Om differentiatie efficiëntie, worden de gedifferentieerde cellen behandeld met ascorbinezuur (AA) en groeifactoren zoals Bmp4, activine A en VEGF 13,15. Dit protocol maakt robuuste en efficiënte CPC differentiatie met behulp van zowel muis en mens SER.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Afleiding van muis embryonale CPC's van Mouse SER

  1. Bereid je muis embryonale fibroblasten (MEF) feeder laag.
    1. Warm MEF medium (10% FBS in DMEM) tot 37 ° C.
    2. Bereid gelatine beklede platen.
      1. Voeg 1 ml van 0.1% gelatine in water in een putje van 6-well plaat of 5 ml in een 10 cm schaal.
      2. Laat platen of schotels bij 37 ° C of kamertemperatuur gedurende ten minste 30 min. Aspire gelatine voor gebruik.
    3. Dooi bestraald MEF snel in een 37 ° C waterbad, onder voorzichtig schudden.
    4. Breng de cellen zachtjes 15 ml of 50 ml conische buis. Voeg 5 ml voorverwarmde MEF medium. Schud de cellen langzaam en centrifugeer bij 200 xg gedurende 5 minuten.
    5. Resuspendeer cellen in MEF medium en tel levensvatbare cellen. Gebruik de volgende hoeveelheden MEF medium: 2 ml voor cellen per putje van een 6-well plaat en 10 ml voor cellen van een 10 cm schaal.
    6. Plaat cellen in 6-well platen of 10 cm schalen 1-2x 10 6 per plaat / schotel.
    7. Incubeer de MEF platen / schotels bij 37 ° C, 5% CO2 ten minste 24 uur vóór gebruik.
      OPMERKING: Gooi MEF platen / borden ouder dan een week.
  2. Bereid muis SER
    1. Cultuur de Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP muis SER op MEF tot 90% samenvloeiing. Gebruik ES-celmedium bestaande uit 410 ml DMEM, 75 ml FBS, 0,1 mM MEM NEAA, 2 mM L-glutamine, 0,1 mM pyruvaat, 100 E Pen / Strep, en 0,1 mM β-mercaptoethanol.
    2. Bereid gelatine beklede platen met 6 putjes zoals beschreven in 1.1.2.
    3. Zuig medium uit platen en spoel cellen met DPBS.
      1. Zuig DPBS en voeg 0,4 ml 0,25% trypsine in een putje van 6-wells plaat. Incubeer de cellen bij 37 ° C, 5% CO2 gedurende 5 min. Voeg 1 ml voorverwarmde ES medium tot trypsine reactie te staken.
    4. Oogst cellen en centrifuge cellen bij 200 xg en zuig medium. Resuspendeer cellen in 1 ml ES-cel medium en tel de cellen. </ Li>
    5. Plaat SER op met gelatine beklede platen met dichtheid van 3 x 10 4 / cm2. Incubeer bij 37 ° C, 5% CO2 gedurende ongeveer 2 dagen bij SER bereiken ongeveer 90% confluent. Verander het medium elke dag.
    6. Wanneer SER zijn 90% samenvloeiing, herhaalt u stap 1.2.2-1.2.5 om volledig te verwijderen van de MEF feeders.
  3. Induceren CPC differentiatie door EB vorming
    1. Bereid differentiatiemedium als volgt: 36 ml IMDM, 12 ml Ham's F12, 2 mM L-glutamine, 0,34 ml BSA (7,5%), 0,25 ml N2, 0,5 ml B27, 50 ug / ml AA, en 0,45 mM 1-thioglycerol.
    2. Zuig medium van de cellen en spoel af met DPBS. Zuig DPBS en voeg 0,4 ml 0,25% trypsine in een putje van 6-wells plaat. Incubeer bij 37 ° C gedurende 5 min.
    3. Voeg 1 ml differentiatie medium om de reactie en pipet omhoog staken en neer naar cel clusters verspreiden in enkele cellen.
    4. Centrifuge SER bij 200 xg gedurende 5 minuten en het medium te verwijderen.
      1. Resuspendeer 1 x 10 6 </ Sup> SER in 1 ml differentiatie medium. Tel de cellen en de cellen te kweken in lage onthechting petrischaal in een concentratie van 1 x 10 5 cellen / ml in differentiatie medium bij 37 ° C eerst EB aggregatie.
    5. Twee dagen na EB vorming, overdragen EBS van gerechten tot 50 ml buizen. Draaien op 200 xg gedurende 1 min. Verwijder medium en spoel EVSA met 10 ml DPBS zonder Ca 2+ en Mg 2+.
    6. Aspireren DPBS en voeg 1 ml 0,25% trypsine. Incubeer bij 37 ° C gedurende 5 min. Voeg 4,5 ml differentiatiemedium om de reactie te stoppen. Pipet op en neer om EBS distantiëren in enkele cellen.
    7. Centrifugeer de cellen bij 200 xg gedurende 5 minuten. Zuig middelgrote en resuspendeer cellen in 1 ml differentiatie medium.
    8. Tel de cellen en verdun 2 x 10 6 cellen tot 1 x 10 5 cellen / ml in differentiatiemedium. Voeg VEGF, Bmp4 en activine A aan het medium eindconcentratie van 5 ng / ml, 0,8 ng / ml, en 5 ng / ml. Culture cellen petrischaal voor de tweede EB formatie bij 37 ° C.
    9. 40 uur na de tweede EB vorming, transfer EBS tot 50 ml buizen. Spoelen met DPBS eenmaal dissociëren EBS met 1 ml 0,25% trypsine bij 37 ° C gedurende 5 min. Pipet op en neer om EBS distantiëren in enkele cellen.
    10. Resuspendeer de cellen in StemPro-34-medium met 5 ng / ml VEGF, 10 ng / ml bFGF en 12,5 ng / ml FGF10. Plaat de cellen bij 2 x 10 5 / cm2 gelatine beklede platen. Cultuur in 37 ° C incubator voor ongeveer 32 uur voordat CPC isolement.
  4. Isoleer mCPCs
    1. Zuig medium en spoel af met DPBS. Voeg 0,5 ml 0,25% trypsine cultuur platen bij 37 ° C gedurende 5 min. Voeg 4,5 ml differentiatiemedium om de reactie te stoppen. Pipet op en neer om EBS distantiëren in enkele cellen. Verzamel de cellen door centrifugeren en hersuspenderen cellen in 2% FBS / PBS voor FACS-zuivering.
    2. Run ongedifferentieerde SER op sorteerder als de negatieve controle. Verandering spanning naar voren scat passenter (FSC) en zijwaartse verstrooiing (SSC) om de gewenste populatie te selecteren. Gebruik voorwaartse verstrooiing versus zijwaartse verstrooiing en voorwaartse verstrooiing hoogte versus breedte aan puin en wambuis uit te sluiten. In de geselecteerde sub-populatie, volgens de verdeling van de ESC controles, trek je een poort van YFP- positief op histogram naar cel autofluorescence elimineren. Verzamel YFP + CPC's van YFP- + gating.
    3. Plate het gezuiverde CPC (YFP + cellen) in 6-well platen met differentiatie medium (1.3.1). Cultuur extra 3-5 dagen bij 37 ° C gedurende differentiatie van CPC in hartspiercellen en gladde spiercellen.

2. Afleiding van menselijke embryonale CPC's van Human SER

  1. Bereid Voeders
    1. Bereid muis embryonale fibroblasten (MEF) feeder-laag zoals hierboven beschreven bij een dichtheid van 2 x 10 4 / cm2.
  2. Handhaaf de menselijke SER
    1. Handhaaf de menselijke ISL1: cre; pCAG-Flox-STOP-Flox-GFP of RFP SER routinematig op MEF met behulp van reguliere hESC medium (Knockout DMEM / F-12 385 ml, Knockout SR 100 ml, 2 mM L-glutamine, 0,1 mM NEAA, 0,1 mM β-mercapto-ethanol, 10 ng / ml basis FGF). Voorafgaand aan cardiale differentiatie, overdragen menselijke SER in feeder gratis voorwaarde voor ten minste 2 passages.
  3. Bereid de menselijke SER in feeder vrije toestand
    1. Bereid beklede platen voor menselijke SER cultuur.
      1. Dooi matrigel bij 4 ° C gedurende de nacht. Zet een 50 ml buis op ijs en voeg 30 ml koud DMEM / F12-medium in de buis.
      2. Voeg 1 ml matrigel in het koude medium en meng goed. Voeg 1 ml koude Matrigel-DMEM / 12 medium in een putje van 6-well plaat of 5 ml in een 10 cm schaal.
      3. Laat platen / schotels bij 4 ° C gedurende de nacht of bij kamertemperatuur gedurende 2 uur. Zuig medium vóór gebruik.
    2. Gesplitst menselijk SER op de platen: Aspireren media uit MEF plaat en spoel de menselijke SER met DPBS. Voeg vervolgens 1 ml dispase (1 mg / ml) om een ​​putje van 6-wells plaat. Incubeer cellen bij 37 ° Cincubator tot randen van kolonies gaan los.
    3. Verwijder dispase oplossing. Spoelen met DPBS tweemaal, voeg dan 2,5 ml / per putje mTeSR medium of MEF-geconditioneerd medium aan de plaat.
    4. Schraap cellen met behulp van een cel schraper en zorgvuldig pipet op en neer om de menselijke ESC kolonies breken in kleine groepjes.
    5. Breng de ESC bosjes en verdun 1: 3 in de beklede platen.
    6. Voeg 2 ml / putje mTeSR medium of MEF-geconditioneerd medium en dagelijks veranderen medium.
    7. Cultuur menselijke SER in mTeSR middelgrote of MEF-geconditioneerd medium op gecoate platen gedurende minstens 2 passages.
  4. Induceren CPC differentiatie van menselijke SER
    1. Wanneer cellen zijn ~ 90% confluent, zuig het medium en spoel af met DPBS. Incubeer daarna de hESCs in 0,5 mg / ml Dispase bij 37 ° C gedurende 20 min.
    2. Spoel de hESCs met DPBS twee keer, verwijder cellen van platen met een mobiele tillift, vervolgens opnieuw in suspensie cel klemmen in differentiatie medium (DMEM / F12 met 18% FBS, 0,1 mM NEAA, 2 mML-glutamine, 0,1 mM β-mercaptoethanol en 50 ug / ml ascorbinezuur).
    3. Transfer cellen in 6-well ultralage bevestigingsplaten voor EB vorming.
    4. Veranderen volgende dag differentiatie medium.
    5. Vervang medium om de 3 dagen en EBS te behouden in suspensie cultuur.
  5. Isoleer HCPCS
    1. Verzamel EBS uiterlijk dag 9 van differentiatie voor menselijke CPC isolement.
    2. Zuig medium en spoel EVSA met DPBS tweemaal. Voeg 0,5 ml 0,25% trypsine aan elk putje van 6-putjes platen bij 37 ° C gedurende 5 min.
    3. Voeg gelijke volume differentiatiemedium om de reactie te stoppen. Pipet op en neer om EBS distantiëren in enkele cellen. Verzamel de cellen door centrifugeren bij 200 xg gedurende 5 minuten en resuspendeer cellen in 2% FBS / DPBS. Filter cellen met 40 micrometer cel zeef en FACS-gezuiverde de RFP + CPC-cellen zoals beschreven in 1.4.3.
    4. Plaat naargelang HCPCS op-geltin gecoate platen. Cultuur HCPCS in differentiatie medium voor 7-9 Dagen te differentiëren in cardiomyocyten en gladde spiercellen. 7 dagen na plating, cultuur gedifferentieerde cellen met 5% Knockout SR in DMEM / F12-medium.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Het protocol geeft afleiding van CPC's uit verschillende ES cellijnen. SER's worden samengevoegd om te vormen EBS te differentiëren in CPC's. SER's worden routinematig bijgehouden op MEF feeders (Figuur 1A, F) en feeders worden verwijderd voordat de differentiatie. Na aggregatie SER in EBS in differentiatiemedium (Figuur 1B, G), worden de tweede gevormd EBS behandeld met Bmp4 en activine A het mesoderm differentiatie in muizen cellijnen (figuur 1C) versterken. SER's worden onderscheiden in de hartspier afkomst als geïdentificeerd door fluorescerende eiwit YFP- / RFP (figuur 1D). CPC waren FACS-gezuiverde (Figuur 1H) en verder gekweekt te differentiëren tot hartspiercellen en gladde spiercellen. De kleuring van cTnT en SM-MHC toonde de differentiatiecapaciteit van CPC in hartspiercellen en gladde spiercellen (Figuur 1 E, I, J). Typisch worden 80-90% CPC verkregen uit de muis ESC differentiatie protocol en 0,5-5% CPC's zijn verkregen uit de menselijke ESC differentiatie protocol.

Figuur 1
Figuur 1: Differentiatie van de SER in multipotente CPC's. (AE) muis ESC differentiatie. (A) morfologie van de muis ESC in feeder cellen. (B) Eerste EB vorming van de muis SER. (C) Tweede EB-vorming in differentiatie medium met groeifactoren. (D) CPC uiten YFP-. (E) Cardiomyocytes (cTnT +) afgeleid van FACS-gezuiverde CPC's. (FJ) Differentiatie van menselijke SER. (F) morfologie van de menselijke ESC gehandhaafd op feeder cellen. (G) EB vorming van menselijke embryonale stamcellen. (H) FACS-gezuiverd van CPC. (IJ) CPC gedifferentieerd in cardiomyocyten (cTnT +) en gladde spiercellen (SM-MHC + Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
FBS Thermo scentific SH30070.03E
Knockout SR Life technology 10828028
Knockout DMEM Life technology 10829018
DMEM Life technology 11965118
NEAA Life technology 11140050
GlutaMAX Life technology 35050061
N2 Life technology 17502048
B27 Life technology 12587010
Ham’s F12 Life technology 11765062
IMDM Life technology 12440061
Pen/Strep Life technology 15140122
Pyruvate Life technology 11360070
Dispase Life technology 17105041
Stempro-34 Life technology 10639011
DMEM/F12 Life technology 11330032
BSA  Life technology 15260037
Trypsin  Life technology 25200056
Ascobic Acid  Sigma A5960
1-Thioglycerol Sigma M1753
2-Mercaptoethanol Sigma M3148
VEGF R&D 293-VE
Bmp4 R&D 314-BP
ActivinA R&D 338-AC
bFgf R&D 233-FB
Fgf10 R&D 345-FG
mTeSR Stemcell technologies 5850
Matrigel BD Biosciences 354277

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Garbern, J. C., Lee, R. T. Cardiac stem cell therapy and the promise of heart regeneration. Cell Stem Cell. 12, (6), 689-698 (2013).
  2. Passier, R., van Laake, L. W., Mummery, C. L. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart. Nature. 453, (7193), 322-329 (2008).
  3. Bondue, A., Blanpain, C. Mesp1: a key regulator of cardiovascular lineage commitment. Circulation Research. 107, (12), 1414-1427 (2010).
  4. Bondue, A., et al. Mesp1 acts as a master regulator of multipotent cardiovascular progenitor specification. Cell Stem Cell. 3, (1), 69-84 (2008).
  5. Bu, L., et al. Human ISL1 heart progenitors generate diverse multipotent cardiovascular cell lineages. Nature. 460, (7251), 113-117 (2009).
  6. Lei, I., Gao, X., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF protein component BAF250a regulates cardiac progenitor cell differentiation by modulating chromatin accessibility during second heart field development. The Journal of Biological Chemistry. 287, (29), 24255-24262 (2012).
  7. Lei, I., Liu, L., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF in cardiac progenitor cell differentiation. Journal of Cellular Biochemistry. 114, (11), 2437-2445 (2013).
  8. Wu, S. M., et al. Developmental origin of a bipotential myocardial and smooth muscle cell precursor in the mammalian heart. Cell. 127, (6), 1137-1150 (2006).
  9. Spater, D., et al. A HCN4+ cardiomyogenic progenitor derived from the first heart field and human pluripotent stem cells. Nature Cell Biology. 15, (9), 1098-1106 (2013).
  10. Verzi, M. P., McCulley, D. J., De Val, S., Dodou, E., Black, B. L. The right ventricle, outflow tract, and ventricular septum comprise a restricted expression domain within the secondary/anterior heart field. Developmental Biology. 287, (1), 134-145 (2005).
  11. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circulation Research. 91, (3), 189-201 (2002).
  12. Wada, R., et al. Induction of human cardiomyocyte-like cells from fibroblasts by defined factors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, (31), 12667-12672 (2013).
  13. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8, (2), 228-240 (2011).
  14. Takahashi, T., et al. Ascorbic acid enhances differentiation of embryonic stem cells into cardiac myocytes. Circulation. 107, (14), 1912-1916 (2003).
  15. Wamstad, J. A., et al. Dynamic and coordinated epigenetic regulation of developmental transitions in the cardiac lineage. Cell. 151, (1), 206-220 (2012).
  16. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339, (6121), 819-823 (2013).
  17. Ding, Q., et al. Enhanced efficiency of human pluripotent stem cell genome editing through replacing TALENs with CRISPRs. Cell Stem Cell. 12, (4), 393-394 (2013).
  18. Gaj, T., Gersbach, C. S. 3rd, Barbas, T. A. L. E. N. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering. Trends in Biotechnology. 31, (7), 397-405 (2013).
  19. Joung, J. K., Sander, J. D. TALENs: a widely applicable technology for targeted genome editing. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 14, (1), 49-55 (2013).
  20. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154, (6), 1370-1379 (2013).
  21. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339, (6121), 823-826 (2013).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nature. biotechnology. 25, (9), 1015-1024 (2007).
  23. Burridge, P. W., et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PloS One. 6, (4), e18293 (2011).
  24. Kouskoff, V., Lacaud, G., Schwantz, S., Fehling, H. J., Keller, G. Sequential development of hematopoietic and cardiac mesoderm during embryonic stem cell differentiation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, (37), 13170-13175 (2005).
  25. Xu, X. Q., et al. Chemically defined medium supporting cardiomyocyte differentiation of human embryonic stem cells. Differentiation: Research in Biological Diversity. 76, (9), 958-970 (2008).
  26. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, (27), E1848-1857 (2012).
  27. Bizy, A., et al. Myosin light chain 2-based selection of human iPSC-derived early ventricular cardiac myocytes. Stem Cell Research. 11, (3), 1335-1347 (2013).

Erratum

Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 08/10/2016. Citeable Link.

A correction to the author list was made to: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells.

The following author is now listed as a co-corresponding author:

Lei Bu

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics