小鼠脑切片准备扣押样活性的直接电流刺激和多电极阵列记录

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lu, H. C., Chang, W. J., Chang, W. P., Shyu, B. C. Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation. J. Vis. Exp. (112), e53709, doi:10.3791/53709 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

阴极经颅直流电刺激(TDCS)诱导的耐药性癫痫发作的抑制作用。要进行有效的行动,刺激参数( 例如 ,方向,电场强度和持续时间的刺激),需要在老鼠大脑切片筹备工作进行检查。测试和安排相对于小鼠脑切片的位置的电极的取向是可行的。本方法保留thalamocingulate途径来评估DCS对前扣带皮层癫痫样活动的影响。多信道阵列记录的结果表明,阴极DCS显著降低的刺激诱发反应的4-氨基吡啶和荷包牡丹碱诱导的癫痫样活动的振幅和持续时间。这项研究还发现,在15分钟阴极DCS应用程序引起的长期萧条的thalamocingulate途径。本研究探讨DCS对thalamocingulat的影响Ë突触可塑性和急性发作之类的活动。当前程序可以测试最佳刺激参数,包括方向,磁场强度,并在体外的小鼠模型刺激持续时间。此外,该方法可以评估的DCS上皮层癫痫样活动在细胞和网络两级的作用。

Protocol

涉及受试动物的程序是由机构动物护理和利用委员会,中央研究院,台北,台湾批准。

1.准备多电极阵列记录实验方案及设备

  1. 制备人造脑脊髓液(ACSF; 124 mM氯化钠,4.4毫摩尔的KCl,1mM的的NaH 2 PO 3,2硫酸镁 ,2毫氯化钙 ,25mM的碳酸氢钠 ,和10mM葡萄糖,用95%氧气鼓泡2和5%的CO 2)。
  2. 使用两种类型的MEA的探针:6×10平面MEA和8×8的MEA。前者探针盖,其包括皮质,纹状体和丘脑的区域。后者探头只包括皮质区域。
  3. 使用60通道放大器0.1 Hz和1200扩增3千赫之间设置一个带通滤波器。收购在10 kHz采样率的数据。
  4. 将两个氯化银涂层的银线的MEA室里面的DCS。使用氯化银涂覆的银线,以产生由一个孤立的刺激产生的电场。
  5. 放置一个钨电极(直径,127微米;长度,7.62厘米; 8°的AC锥形尖端;电阻,5MΩ)为丘脑刺激,并放置在MEA室中的参比电极。交付使用由脉冲发生器控制的分离的激励器的钨电极的电流。

2.脑切片准备

  1. 使用雄性C57BL / 6J小鼠,4-8周龄。房子动物在空调房间(21-23℃,湿度50%; 12小时/ 12小时亮/暗循环,在8:00 am开灯),自由获取食物和水。
  2. 把在步骤1.1中制备的脑脊液的250毫升等分试样,并将其放置在含有冰的烧杯中。与此同时,供给它由95%O 2和5%CO 2的连续气体。
  3. 手术
    1. 麻醉,用4%的异氟醚的动物中的玻璃框约3分钟。一旦动物达到手术的麻醉深度(由于缺乏脚趾掐响应的指示),将它放在一个浅盘一个充满碎冰,并用剪刀去除头。
    2. 暴露颅骨,并剪掉剩余的肌肉。接下来,用咬骨钳,剥远离大脑头骨的背水面。剪掉用咬骨钳头骨的侧面。消毒所有手术器械的具有75%的乙醇溶液。
    3. 用刮刀切嗅球和​​神经连接沿大脑腹面,并取出大脑。断头后,大脑迅速转移到填充有冰冷含氧学联的烧杯中。
  4. 内侧丘脑(MT)-ACC脑片的制备
    注意:准备包含从MT到ACC 13通路切片。
    1. 手切两个削减矢状脑块2.0毫米外侧中线在每个半球显示皮层下解剖。然后提出两个斜切。使交叉切割平行于纹状体可见纤维束的第一。
    2. 使从该中点的前连合和视束是腹侧和平行于thalamocingulate通路之间小​​脑和视觉皮层之间的连接的第二横切。
    3. 附加脑块的角板(〜120°)与腈基丙烯酸酯粘合剂,和使切割正好途径的转折点的上​​方。展开板,压平,然后把它粘到vibratome的室内舞台。
    4. 使内侧丘脑-ACC脑切片(500微米厚),然后沉浸其中在冰冷含氧aCSF.Transfer切片到录音室,而根据连续灌流(12毫升/分钟)保持在32℃下用含氧脑脊液1小时。

3.灌注腔的研制多电极阵列记录

  1. 制备灌注腔
    1. 放置一个多通道系统上的MEA的探针,并使用两个单独的聚乙烯管,以将探头连接到蠕动泵。用一个管引导脑脊液到MEA腔和其他管引导脑脊液出室。最后,不断灌注用温水(29-30℃)含氧学联(8毫升/分钟)的规定编制。
  2. 脑转移切片MEA。按住用湿棉签MEA大脑切片。仔细动脑子片,保证了ACC是面向在电极上方。
  3. 使用切片锚套件和保持起伏按脑片。这个步骤保证了片和电极之间的良好的电连接。

通过DCS电场4代

注意:在电场方向的定义是基于在ACC的axodendritic轴的方向。树突和索玛车厢的方向是使用高尔基染色12证实。

  1. 放置氯化银电极(定义为阳极)的近端到ACC,以及放置在另一电极(定义为阴极)远端到ACC。记录由所述两个场取向(平行和垂直于ACC axodendritic纤维)通过在MEA中产生的磁场强度,并提供使用刺激电场的电流。
  2. 修复氯化银电极(约1.5-2厘米)的距离,并调整刺激的电流强度,使DCS的0.5和2 3mA之间。

5.电致皮层突触反应

注意:通过在MT电刺激,其中,一个可编程的电刺激发生器产生的矩形双相电流脉冲诱导在ACC突触反应。

  1. 重复上述第3节。
  2. 放置在MT钨电极,并且从刺激器传送脉冲到贫通过双极钨电极片酰胺区域。
  3. 使用不同的电流强度,以确定引起ACC的反应阈值。在这里,采用±150μA的强度和持续时间200微秒,这引起了ACC在大多数切片80%的最大反应。
  4. 移动沿thalamocingulate途径(从MT能够胼胝体)的钨电极在MT-ACC切片,以获得最佳的响应曲线。
  5. 使ACC对10-20扫描,并使用软件自动平均所有MT刺激诱发ACC的。 ISS在ACC由MT-ACC途径从MT刺激诱发突触反应的结果。

6.电诱发癫痫样活动

注意:癫痫样活性诱导的4-氨基吡啶的应用(4-AP; 250μM)和荷包牡丹碱(5μM)。上一个时间控制的研究表明,最大的和稳定的反应出现药后应用14 2-3小时。

  1. 重复上述第5节。
  2. 添加药物的灌注溶液中。使用4-AP(250μM)和荷包牡丹碱(5μM)。混合均匀的药物,继续灌注2-3小时。
  3. 为了便于癫痫样活动,保持在一个相对较快的灌注速率(8毫升/分钟),这也可以帮助防止pH梯度的积聚灌注泵。
  4. 放置在一个MT钨极,并提供电刺激(150μA,200微秒持续时间),以获得ACC响应曲线。
  5. 让10-20扫描和平均响应。
  6. 替换用新鲜脑脊液灌注溶液洗出药物。重复步骤6.5。

DCS对诱发皮层响应7.测试效果

  1. 并重复第3 4.确保均匀电场通过使被置于其内M个两个平行的AgCl涂层的银导线之间的电流产生的EA室。如果没有问题,在DCS停留0.5和2 3mA之间。
  2. 关闭DCS,并把钨电极刺激丘脑(±150μA,200微秒持续时间)。为了获得在ACC最大突触反应,使10-20扫描和平均响应。
  3. 同时打开的DCS(2毫伏/毫米DCS强度)和丘脑刺激(350微安,200微秒持续时间)。评估DCS在丘脑刺激诱发的ACC反应的幅度的变化。
  4. 关掉DCS和添加4-AP(250μM)和荷包牡丹碱(5微米),以灌注溶液。然后等待2-3个小时。当药物影响大脑切片,切片生产皮质发作的反应。
  5. 使ACC对10-20扫描,然后测量电诱发癫痫发作皮质反应的幅度和持续时间。
  6. 步骤7.5之后,同时打开在DCS(2毫伏/毫米DCS强度)和丘脑刺激(150微安,200 durati在微秒)。在评估过程中DCS应用的幅度和皮质诱发癫痫发作的反应持续时间的变化。
  7. 更换新学联灌注液洗出的药物,并重复步骤7.2和7.3。
  8. 收集所有的记录数据,并且数据分组为不同的实验条件。评估不同的实验条件下,皮质癫痫响应的幅度和持续时间。

8.数据分析

  1. 使用软件( MC机架软件)来自动平均记录的响应,以及原始数据导出到电子表格。分析原始数据的幅度和持续时间,并产生颜色的数字。
  2. 以检测振荡发作的事件,使用软件来测量基准值和标准偏差(SD)。设置3 SD噪声电平阈值。振荡活动期间的峰值振幅是超过这个阈值的自动检测编辑。
  3. 执行使用学生的t检验进行统计分析。
  4. 明示的测量和在文本以平均值±SE的方差(ANOVA)结果单向分析,其中n指示的片的数目的研究12。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

在Thalamocingulate切片和MEA记录系统设置的准备

从小鼠MT-ACC切片是一种特殊的切片准备,允许thalamocingulate通路的电生理特性的探索。 图1A示出了制备MT-ACC切片的方式。老鼠的大脑迅速取出并存放于阴凉含氧学联( 图1A,A,B)。揭示皮层下解剖,将脑切2.0毫米横向从中线在每个半球获得矢状脑块( 图1A,C,D)。两个成角度的腹侧削减了在大脑中的块作出保留thalamocingulate通路。第一横切口是在大脑块的前面制成,平行于在纹状体中可见纤维束。第二横切于脑块从连接下注后制成吐温小脑和视觉皮层的前连合和视束之间的中点。切口作了后,大脑块被粘在成角度的塑料板(120°角),和一个切直接通过皮质( 图1A,例如 )在背侧制成。大脑块板粘在vibratome和凉爽的含氧学联淹没。最后,几片(500微米厚)被从脑块中取出,并氧化学联孵育( 图1A,H,I)。

图1B示出在MEA记录系统的设置。的示意图示出了连接到记录计算机的灌注和MEA系统。空MEA探针置于放大器​​内部,并灌注开始以8毫升/分钟的流速。在MT-ACC脑切片放置在MEA探针同时确保的记录区域是尽可能靠近于中心。刺激剂是使用d,来刺激脑切片并产生电场。所有的步骤完成后,该系统记录的thalamocingulate通路的电生理特性。

图1C示出的记录区域图和在其中的MT-ACC脑切片放置在MEA探头的方式。 图1C-a显示在MEA探针的外观。探头上的黑线(红色箭头)帮助用户确定所述放大器内的探头的正确方向。 图1C-b显示在MEA探针的主要电路。 图1C-C示出了在覆盖在电阵列皮层组织。

测试诱发反应

为了确认在切片准备thalamocingulate途径保存,这项研究刺激丘脑并在电生理实验在ACC记录。仅当在MT传送的少量电流是在实验中使用与在ACC突触后电位切片。 图2A示出在ACC的刺激和记录的电极和典型丘脑刺激诱 ​​发反应的位置。为了诱导癫痫样活动,4-AP(250μM)和荷包牡丹碱(5μM)被用来诱导癫痫样活动。典型的4-AP用荷包牡丹碱诱导的自发癫痫样活性组成的发作的发病,随后是强直期持续时间长。被选定为在图2B的放大倍率的痕迹。这项研究还试图诱导药物引起癫痫发作后,在MT递送刺激。 4-氨基吡啶/荷包牡丹碱诱发癫痫样活动被电刺激( 图2C)后诱导。

测试DCS和切片的方向

先前的临床研究表明,阴极的DCS的电场的取向影响丘脑刺激诱 ​​发活性。 图3A示出电场,它被安排平行或垂直于在ACC枝晶和胞体室的取向不同的取向。当电场被布置成平行于神经元细胞,阴极刺激抑制在ACC( 图3B的内侧部分丘脑刺激诱 ​​发反应, 上图)。当电场被布置成垂直于神经元细胞,观察到( 图3B,下图)上丘脑刺激诱 ​​发反应无显著影响。并行阴极DCS也能抑制4-AP-并在ACC( 图3C,上图)的内侧部分荷包牡丹碱诱导的癫痫样的活动。它缩短癫痫样活动的持续时间,并观察到( 图3C,下图)垂直阴极的DCS的无显著效果。这些结果证实,电场的方向是在thalamocingulate通路调控突触传递重要。

DCS对癫痫发作影响

经颅磁刺激的临床应用,TDCS和DCS提供了耐药性发作的治疗无创的方法。以往的研究表明,场刺激调​​制各脑区突触可塑性的影响癫痫样活动。本结果表明,阴极TDCS压下thalamocingulate突触传递。刺激诱 ​​发反应和癫痫样活动的持续时间的幅度被按下(11 9的片,81.82%; URE 4A,左图)。 图4A(右图)显示,阴极DCS的15分钟有效地诱导长期抑郁(LTD)在MT-ACC途径和抑郁诱发反应(N = 11,P <0.05)。 图4B(左图)显示,丘脑刺激在扣带皮层诱发健壮癫痫样活性。经过三十分钟15分钟阴极DCS应用,丘脑刺激诱发癫痫样活动的持续时间缩短。研究结果还表明,癫痫发作持续时间15分钟后,阴极DCS没有DCS应用(N = 9,P <0.05相比显著下降; 图4B, 右图)。

图1
图1:在Thalamocingulate切片和MEA记录系统设置的准备 )MT-ACC切片亲cedure( )消除大脑和(b)转移到冷却含氧学联。 ( )建立从中线2矢状窦旁切口。脑块的内侧部分( )侧视图。 ( )使大脑块的两个成角度腹削减。 (F)的胶块大脑到一个角度的塑料板。 (g)在背部切口,展开脑块。 (H)胶在vibratome脑块。 (ⅰ)收集从大脑块切片。 (B)MEA记录系统设置。 (C)的MEA记录区域。 ( )MEA探头。 ( )MEA电路。 ( )脑片的ACC电极探针上面导向。 请点击此处查看该图的放大版本。

E =“1”> 图2
图2:不同的诱发反应丘脑刺激和药物引起的刺激ACC(A)丘脑刺激诱 ​​发反应 (B)4 Aminopyridine-和荷包牡丹碱诱导的癫痫样的活动。 (C)丘脑stimulation-和药物引起的癫痫样的活动。 请点击此处查看该图的放大版本。

图3
图3:DCS的不同方向的影响 )电场的不同方向。 (B)中与DCS丘脑刺激诱 ​​发反应。阴极DCS( )对癫痫样的活动。://www.jove.com/files/ftp_upload/53709/53709fig3large.jpg“目标=”_空白“>点击此处查看该图的放大版本。

图4
图4:阴极TDCS对癫痫发作 (A)十五分钟阴极DCS诱导LTD郁闷诱发性的影响(B)的癫痫样活动的发生阴极刺激期间下降。癫痫样活性的15分钟阴极DCS即使DCS的应用被终止忍受的抑制。 请点击此处查看该图的放大版本。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

在本研究中,DCS系统上ACC癫痫样活动的持续时间和方向的影响进行了试验。以获得在小鼠脑切片稳定的数据,如何保持在MT-ACC通路的完整性,并避免损坏它是关键,特别是在其中两个成角度的腹侧削减和皮质的背切制成的步骤。此外,以制备脑切片的时间也可以影响脑切片,这应该是尽可能短的时间,以保持大脑新鲜和强的活性。先前的研究表明,对靶组织的电化学损伤可在体内制备15发生。 体外脑切片制剂可用于避免这一问题。 在体外制备中,组织不直接接触的电极,从而最大限度地减少电化学效应16。 DCS的影响与被定向在不同的方向上该电极进行了比较。当该电极ES在90°和270°取向,DCS没有影响诱发活性( 图3)。因此,这种对照实验排除了电化学反应的任何副作用的损坏在我们的研究组织DCS的可能性。大脑切片的保护恢复方法是另一个关键;在这项研究中的脑脊液公式提供到保护切割方法的替代,并且是在脑切片的神经元保存从4至8周龄的动物的高度有效的。该方法不适合所有年龄的动物中使用;使用的Tris脑脊液的出现是在老年小鼠6周,老年人使用NMDG保护回收方法是有效的年轻小鼠。因此,用户应该牢记的相对年龄换算公式跨越物种选择实验的最佳方法。

使用的MEA记录大脑切片中的常用技术,但一个电场与MEA记录SYS组合统通常不进行。影响到MEA记录系统的半导体解决方案的直流场是一个有趣的方法,特别是对于以分钟多少​​秒时间。先前的研究表明,DCS应用没有改变pH值在脑脊液溶液,这表明该导电溶液的pH为在该实验装置12稳定。相对快速灌注率(8毫升/分钟)保持以促进癫痫样活动,并在MEA探针的化学变化的任何产物进行灌注冲洗掉,从而避免了pH梯度的积聚。多电极阵列记录技术往往是由脑切片和范围记录电极的类型的限制。类型脑切片的确定哪个电路通路被记录下来,并且该记录电极的范围内确定的单个或多个脑核是否被记录。这些条件必须在实验之前进行确认。

预 vious研究表明,DCS的长期影响通过突触传递17的调制发生。在本研究中,阴极的DCS在MT-ACC途径引起LTD。所述LTD。或发作相关增强的depotentiation提议是癫痫发作抑制的潜在机制的一部分,这表明TDCS治疗的结果的该增强是可能的。然而,没有发表的研究一直专注于在扣带皮层的场强。在皮层的内侧部分的扣带皮层的深位置难以测试。例如,这是不可避免的电流流动可能影响是更接近表面的组织和血管。通过TDCS针对深部组织的难度可能会限制TDCS 体内研究中的应用。因此,要理解的DCS是如何影响神经元活动,一个脑切片准备应被使用,如非特异性血管效应需要排除。

jove_content“>对于建立一个实验模型的目的,所描述的查封是在一个健康的大脑引起的。在癫痫样活动是由一个电脉冲进一步诱发。在癫痫发作的时间可以精确控制被应用DCS时该结果可为TDCS治疗的更多信息。另一个重要发现是长期在被诱导TDCS区域皮质兴奋性的变化。在未来,如果TDCS的基本机制可以阐明,那么DCS的组合,药物治疗以增强LTD。在治疗癫痫症可能是一个非常有趣的发展。

总之,提供了调查DCS对thalamocingulate和胼突触可塑性和急性发作的影响的方法。 DCS对我们的大脑切片准备癫痫样活性的长期影响通过LTD样的机制发生。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anesthetic:
Isoflurane Halocarbon Products Corporation  NDC 12164-002-25 4%
Name Company Catalog Number Comments
aCSF (total:1 L):
D(+)-Glucose MERCK 1.08337.1000 10 mM
Sodium hydrogen carbonate MERCK 1.06329.0500 25 mM
Sodium chloride MERCK 1.06404.1000 124 mM
(+)-Sodium L-ascorbate, >=98% SIGMA A4034-100G 0.15 g/2 c.c
Magnesium sulfate, anhydrous, ReagentPlus SIGMA M7506-500G 2 mM
Calcium chloride dihydrate MERCK 1.02382.1000 2 mM
Sodium dihydrogen phosphate monohydrate MERCK 1.06346.1000 1 mM
Potassium chloride May & Baker LTD Dagenham England MS 7616 4.4 mM
Name Company Catalog Number Comments
Drugs:
(+)-Bicuculline TOCRIS 0130 5 µM in aCSF
4-Aminopyridine TOCRIS 0940 250 µM in aCSF
Name Company Catalog Number Comments
Brain slice Preparation:
Vibratome Vibratome Series 1000 Block slicing into 500 µm thick slices
Name Company Catalog Number Comments
MEA system:
Multielectrode array (MEA) probes: 6 x 10 planar MEA Multi Channel Systems 60MEA500/30iR-Ti-pr MEAS 6x10 electrode diameter, 30 µm; electrode spacing, 500 µm; impedance, 50 kΩ at 200 Hz
Multielectrode array (MEA) probes: 8 x 8 MEA  Ayanda Biosystems 60MEA200/10iR-Ti-pr MEAS 8x8 pyramidal-shaped electrode; diameter, 40 µm; tip height, 50 µm; electrode spacing, 200 µm; impedance, 1,000 kΩ at 200 Hz
A 60-channel amplifier was used with a band-pass filter set between 0.1 Hz and 3 KHz at 1,200X amplification Multi-Channel Systems MEA-1060-BC
MC Rack software at a 10 KHz sampling rate Multi-Channel Systems Software for data collect and recordings
control of a pulse generator Multi-Channel Systems STG 1002
slice anchor kits and hold-downs Warner Instruments SHD-26H/10; WI64-0250
Peristaltic Pump-minipuls3 Gilsom MINIPULS3 perfusion rate : 8 ml/min
Name Company Catalog Number Comments
Stimulation system:
Isolated stimulator A-M Systems Model 2100 intensity of ±350 μA , duration of 200 μsec
Tungsten electrode A-M Systems 575300 placed in thalamus

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schiller, Y., Najjar, Y. Quantifying the response to antiepileptic drugs: effect of past treatment history. Neurology. 70, (1), 54-65 (2008).
  2. Fregni, F., et al. A controlled clinical trial of cathodal DC polarization in patients with refractory epilepsy. Epilepsia. 47, (2), 335-342 (2006).
  3. Auvichayapat, N., et al. Transcranial direct current stimulation for treatment of refractory childhood focal epilepsy. Brain Stimul. 6, (4), 696-700 (2013).
  4. Chung, M. G., Lo, W. D. Noninvasive brain stimulation: the potential for use in the rehabilitation of pediatric acquired brain injury. Arch Phys Med Rehabil. 96, (4 Suppl), S129-S137 (2015).
  5. Del Felice, A., Magalini, A., Masiero, S. Slow-oscillatory Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Memory in Temporal Lobe Epilepsy by Altering Sleep Spindle Generators: A Possible Rehabilitation Tool. Brain Stimul. 8, (3), 567-573 (2015).
  6. Garnett, E. O., Malyutina, S., Datta, A., den Ouden, D. B. On the Use of the Terms Anodal and Cathodal in High-Definition Transcranial Direct Current Stimulation: A Technical Note. Neuromodulation. (2015).
  7. Biraben, A., et al. Fear as the main feature of epileptic seizures. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 70, (2), 186-191 (2001).
  8. Zaatreh, M. M., et al. Frontal lobe tumoral epilepsy: clinical, neurophysiologic features and predictors of surgical outcome. Epilepsia. 43, (7), 727-733 (2002).
  9. Karim, A. A., et al. The truth about lying: inhibition of the anterior prefrontal cortex improves deceptive behavior. Cereb. Cortex. 20, (1), 205-213 (2010).
  10. Keeser, D., et al. Prefrontal transcranial direct current stimulation changes connectivity of resting-state networks during fMRI. J. Neurosci. 31, (43), 15284-15293 (2011).
  11. Nelson, J. T., McKinley, R. A., Golob, E. J., Warm, J. S., Parasuraman, R. Enhancing vigilance in operators with prefrontal cortex transcranial direct current stimulation (tDCS). Neuroimage. 85, (Pt 3), 909-917 (2014).
  12. Chang, W. P., Lu, H. C., Shyu, B. C. Treatment with direct-current stimulation against cingulate seizure-like activity induced by 4-aminopyridine and bicuculline in an in vitro mouse model. Exp. Neurol. 265, 180-192 (2015).
  13. Lee, C. M., Chang, W. C., Chang, K. B., Shyu, B. C. Synaptic organization and input-specific short-term plasticity in anterior cingulate cortical neurons with intact thalamic inputs. Eur. J. Neurosci. 25, (9), 2847-2861 (2007).
  14. Chang, W. P., Shyu, B. C. Involvement of the thalamocingulate pathway in the regulation of cortical seizure activity. Recent Research Developments in Neuroscience. Pandalai, S. G. 4, Research Signpost. Kerala. 1-27 (2013).
  15. Brummer, S. B., Turner, M. J. Electrochemical considerations for safe electrical stimulation of the nervous system with platinum electrodes. IEEE Trans. Biomed. Eng. 24, (1), 59-63 (1977).
  16. Durand, D. M., Bikson, M. Suppression and control of epileptiform activity by electrical stimulation: a review. Proc. IEEE. 89, (7), 1065-1082 (2001).
  17. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66, (2), 198-204 (2010).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics