Mass histologi att kvantifiera neurodegeneration i

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 1 hour trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Drosophila används allmänt som ett modellsystem för att studera neurodegeneration. Detta protokoll beskriver en metod genom vilken degeneration och som bestämts av vakuolen bildning i hjärnan, kan kvantifieras. Det minimerar även effekter på grund av den experimentella proceduren genom bearbetning och snitt kontroll och experimentella flugor som ett prov.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Sunderhaus, E. R., Kretzschmar, D. Mass Histology to Quantify Neurodegeneration in Drosophila. J. Vis. Exp. (118), e54809, doi:10.3791/54809 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Progressiva neurodegenerativa sjukdomar som Alzheimers sjukdom (AD) eller Parkinsons sjukdom (PD) är ett växande hot mot människors hälsa över hela världen. Även däggdjurs modeller har gett viktiga insikter i de underliggande mekanismerna för patogeniciteten är komplexiteten i däggdjurssystem tillsammans med sina höga kostnader begränsar deras användning. Därför ger den enkla men väletablerad Drosophila modellsystemet ett alternativ för att undersöka de molekylära vägar som berörs i dessa sjukdomar. Förutom beteendestörningar, är neurodegenerativa sjukdomar som kännetecknas av histologiska fenotyper såsom nervcellsdöd och axonopathy. För att kvantifiera neuronal degenerering och för att bestämma hur den påverkas av genetiska och miljömässiga faktorer, använder vi en histologisk strategi som bygger på att mäta vakuoler hos vuxna fly hjärnor. För att minimera effekterna av systematiska fel och att direkt jämföra avsnitten från kontroll och experimental flugor i en beredning, använder vi "krage" metod för paraffin. Neurodegeneration bedöms sedan genom att mäta storleken och / eller antalet vakuoler som har utvecklats i farten hjärnan. Detta kan antingen ske genom att fokusera på en specifik region av intresse eller genom att analysera hela hjärnan genom att erhålla seriesnitt som spänner över hela huvudet. Därför denna metod gör det möjligt att mäta inte bara svår degeneration utan också relativt milda fenotyper som endast påvisas i några avsnitt, som sker under normalt åldrande.

Introduction

Med ökningen av medellivslängden har neurodegenerativa sjukdomar som Alzheimers eller Parkinsons blivit ett allt större hot mot hälsan för befolkningen i allmänhet. Enligt National Institutes of Health, över hela världen 115 miljoner människor förväntas påverkas av demens 2050. Även om betydande framsteg har gjorts när det gäller att identifiera gener och riskfaktorer som är involverade i åtminstone några av dessa sjukdomar, för många av dem, den underliggande molekylära mekanismer är fortfarande okänd eller inte väl förstått.

Enkla ryggradslösa modellorganismer som Caenorhabditis elegans och Drosophila melanogaster erbjuder en mängd olika experimentella fördelar att studera mekanismerna för neurodegenerativa sjukdomar, däribland en kort livscykel, stort antal avkomma, och tillgången på väletablerade och ibland unika genetiska och molekylära metoder 1 -12. Dessutom är dessa organismer är mottagliga för objektivinteraktion skärmar som kan identifiera faktorer som bidrar till dessa sjukdomar genom sina försvårande eller lindra effekter på neurodegenerativa fenotyper.

Analysera sådana genetiska interaktioner och bedöma åldrandets effekter kräver kvantitativa protokoll för att upptäcka neurodegeneration och mäta dess svårighetsgrad. Denna bedömning kan göras relativt enkelt när man mäter beteendeaspekter i Drosophila, såsom lukt lärande, negativa geotaxis eller snabb phototaxis, som ger ett numeriskt prestationsvärdet 13-21. Det är också möjligt att bestämma effekterna på neuronal överlevnad genom att räkna neuroner. Detta är dock endast möjligt när fokusera på en specifik population som är klart identifierbar, som dopaminerga neuroner som påverkas i PD, och även då, har resultaten varit kontroversiell 22-24.

Protokollet som beskrivs här använder kragen metod för att utföra paraffin seriesnitt, en metodsom ursprungligen utvecklades av Heisenberg och Böhl, som använde det för att isolera anatomiska mutanter hjärnan i Drosophila 25. Användningen av kragen metoden har därefter anpassats, bland annat i kryosnitt, vibratome sektioner och plastsektioner 26-28. Här, är denna metod används för att erhålla seriella sektioner av hela flugan huvudet, som sedan kan användas för att mäta de vakuoler som utvecklas i flugor med neurodegenerativa fenotyper 16,21,29-32. Dessa mätningar kan göras på särskilda områden i hjärnan eller kan täcka hela hjärnan; den senare metoden gör att man kan identifiera även svaga degenerativa fenotyper, som observerades under åldrandet. Slutligen, när man använder kragarna, upp till 20 flugor kan behandlas som en förberedelse, som inte bara är mindre tidskrävande, men också tillåter för analys av kontroll- och experiment flugor i samma beredning, vilket minimerar artefakter på grund av små förändringar i förberedelsen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Fastställande chefen på Kragar och inbäddning i paraffin

Notera: Alla steg i fixeringsprocessen bör göras i ett dragskåp. Metylbensoat, utan utgör en hälsorisk, har en mycket distinkt doft, som kan vara överväldigande om de inte hanteras i ett dragskåp.

  1. Innan anesthetizing flugorna, utgör 50 ml av Carnoy lösning genom att tillsätta 15 ml kloroform och 5 ml isättika till 30 ml 99% etanol (inte blanda kloroform och ättiksyra). Häll den i en glasbehållare med en platt botten, såsom en crystalizing maträtt, för att säkerställa att kragarna kan ligga platt och är helt täckta av lösningen.
  2. Söva flugor med CO 2 eller eter.
  3. Gäng flugor (upp till 20 med de flesta kragar) av deras halsar i kragarna med hjälp av pincett. Kom ihåg att anpassa alla huvuden i samma riktning, som visas i figur 1A, och vara försiktig för att säkerställa att inga skador uppstår på huvudet eller ögonen.
  4. Inkludera sinus oculis flugor (pilar, figur 1A) med slumpvisa lägen så att ordningen på flugorna kan lätt identifieras i avsnitten. Dessutom, om de experimentella flugor har en ljus eller vit ögonfärg, trä några röda ögon flugor, såsom vildtyp, mellan dem för att säkerställa att tillräcklig pigment är närvarande för att färga bilden. Anteckna ordningen på flugor på en protokollsida tillsammans med kragen nummer om du använder mer än en krage.
  5. När en krage har avslutats, placera den i den förberedda Carnoy lösning för 3,5-4 timmar.
  6. Dumpa ut Carnoy lösningen i lämplig avfallsbehållaren och börja etanol tvättar. Se till att hälla långsamt för att inte störa placeringen av kragar i behållaren.
  7. Tvätta kragarna under 30 min i 99% etanol två gånger.
  8. Tvätta kragarna i 100% etanol under 1 timme. Var noga med att ändra tvättar i tid för att förhindra overdehydration.
  9. Sätt kragarna i metylbensoatO / N vid RT. Försegla behållaren med parafilm för att förhindra avdunstning av metylbensoat.
  10. Häll methylbenozate in i rätt engångsbehållaren i dragskåp. Lägga till en tidigare framställd blandning av 1: 1 med låg smältpunkt (56-57 ° C) paraffinvax och metylbensoat. Från denna punkt vidare, kragarna måste hållas i en inkubator vid 65 ° C för att säkerställa att paraffinet inte härdar.
  11. Häll ut methylbenozate och paraffin blandning i rätt engångsbehållaren, och häll smält ren paraffin, som hölls vid 65 ° C, på kragarna.
  12. Ändra paraffin efter 30 min och upprepa detta minst 5 gånger. Minst 6 - 8 tvättar bör utföras.
  13. När tvättar är klar placera kragar i en gummi islådan med slitsar ungefär storleken på kragar. Häll smält paraffin över dem tills det är helt täckt och låt den härda O / N (försök att undvika luftbubblor).
  14. Ta bort paraffinblock Containing kragarna från islådan. Separera paraffin kvarter från kragen med hjälp av ett rakblad, försiktigt bryta kragen. Huvudena kommer att vara i paraffinblocket medan kropparna kommer att stanna i kragen. Blocken kan hållas vid rumstemperatur.
  15. För att rengöra kragarna, blöta dem i en deparafinization agent vid 65 ° C för att avlägsna paraffinet, ren med ljus skura, och tvätta i etanol innan återanvändning.

2. Sektione och Montering

  1. Värma en värmeplatta till 50 ° C. Placera objekthållare (eller metallmonteringsblock) och rakblad på plattan och låt dem värmas upp.
  2. Beroende på den önskade orienteringen för sektionering, bifoga paraffinblocket antingen med huvudena mot sidan (för horisontella sektioner) eller uppåt (för frontal avsnitt) till en uppvärmd monteringsblock (kort smälter blocket på kontaktsidan). Ta bort kvarter från värmeplattan och låt den svalna i minst 10 min för att se till att paraffinet härdas tillräckligt för en ordentlig tätning på monteringsblocket. Hålla raden av huvuden inriktade parallellt med blockets yta så mycket som möjligt för att förhindra ojämna sektioner.
  3. Ta ett rakblad och trimma överskottet paraffin ifrån flyga huvuden så att endast en liten rad med de inbäddade huvuden förblir (kan rakbladet värmas upp för att underlätta trimning). Se till att inte trimma för mycket så att paraffinet inte sönder under snittning (mer trimning kan göras under sektionering).
  4. Placera monteringsblocket in i föremålet innehavaren av mikrotomen och se till att anpassningen av raden av huvuden är så parallellt som möjligt till kanten av bladet.
  5. Förbereda objektglas genom att täcka dem med ett tunt skikt av poly-L-lysin (PLL) lösning och låt dem torka under 5 min. Täck dem med vatten strax före användning.
  6. Skär 7 pm sektioner och överföra bandet av sektioner till bilden som flyter på vattnet. <br /> OBS: För att få hela hjärnan för horisontella sektioner, samlar vi bandet från när du börjar skära i ögat tills huvudet har helt skära (skär från snabel in i hjärnan). Mer än en bild kan behövas för hela huvudet.
  7. Placera bilden på en värmeplatta vid 37 ° C och göra det möjligt för bandet att expandera under ca 1 min.
  8. Avlägsna överflödigt vatten (genom att hälla bort det eller använda en vävnad) och torka glider O / N.
  9. Ta bort paraffinvax från bilden genom att placera glasen i en lång, vertikal glid färgning burk fylld med en deparafinization medel (helt täcker sektionerna). Utför 3 tvättar av 30 min - 60 min vardera.
  10. Ta bilden från den sista tvätten. Placera 2 droppar bädda media på bilden och täck den med en stor täck.

3. Fotografering och analysera avsnitten

  1. Låt förberedda glasen torka 1-2 d. Sedan undersöka dem på en fluorescens MicroscOPE i blått ljus.
  2. Använd en lägre förstoring för att bestämma orienteringen av flugorna samt hitta de regionen av intresse om att fokusera på en viss region.
    OBS: För SWS flugor (se figur 2), finner vi det avsnitt som innehåller stora commissure och ta en bild (vanligen vid 40X förstoring). Vid analys av hela hjärnan (som i figur 3), bläddra vi igenom alla delar från ett huvud och antingen fotografera sektionen med den svåraste fenotypen eller alla avsnitt som visar vakuoler.
  3. För en dubbel-blind analys görs och siffer bilder utan att känna till genotyp och registrera kragen antal och placering av huvudet i raden för att identifiera dem senare.
  4. När bilderna har tagits, analysera dem med hjälp av en programvara för bildbehandling.
  5. Räkna antalet vakuoler per avsnitt eller per capita. För att mäta vakuolen storlek, öppna bilderna i ett program och välja vakuoler med ett urval förl. Bestämma mängden av pixlar i de valda vakuoler.
  6. För omvandling till pm 2, ta ett foto av en mikrometern kalibrering glida på förstoringen som används för att förvärva bilder. Bestämma mängden av pixlar i 100 | j, m 2 för att beräkna en omräkningsfaktor.
  7. Konvertera den totala pixelnummer i ^ m 2 genom att dividera antalet pixlar med omvandlingsfaktorn beräknas i steget ovan.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Med användning av de beskrivna metoden resulterar i seriesektioner färgade med ögat pigment 33 som omfattar hela flugan huvudet. En del av detta visas i figur 1B, där sektionerna från ett enskilt huvud visas från topp till botten. Sektionerna från olika flugor sett från vänster till höger i detta exempel. För att underlätta orienteringen och identifiering av flugorna är en eyeless fluga (sinus oculis) införas som en markör vid position 3 (pil, Figur 1B).

För att kvantifiera neurodegeneration, mäter vi bildandet av vakuoler som kan detekteras i dessa avsnitt. Vakuoler definieras som runda, mörka fläckar som ligger inom det grönt fluorescerande neuropil (pilspetsar i fig 2 och 3) eller cortex och som är synliga i minst 2 delar av flugan hjärnan i rad. Kvantifiera neurodegeneration genommäter vakuoler kan antingen göras genom att fokusera på en viss hjärnregion eller genom att analysera hela hjärnan. Att begränsa analysen till en specifik region av hjärnan är användbar i de fall där en mutation endast påverkar en viss region, som luktlober i futsch "OLK mutant 34, men det kan också användas när det är allvarlig degeneration i alla eller många regioner i hjärnan. Ett exempel på det senare är schweizerost (SWS) mutant (Figur 2), där mätning alla vakuoler skulle vara alltför tidskrävande. Vi tog därför bara en bild och för att säkerställa att mätningarna alltid gjordes på samma nivå, tog vi alla bilder på samma nivå som den stora commissure (gc, figur 2A), som endast återfinns i en eller två delar. Medan vi inte upptäcker vakuolen bildning i en dag gamla SWS 1 flugor (data visas ej), en förlust av funktions allel 35, vissa vakuoler kunde detekteras in 7 dagar gamla SWS 1 flugor (pilspetsar, figur 2A). Åldrande flugorna till 14 d (figur 2B) och 21 d (Figur 2C) ökade ytterligare denna fenotyp, visar dess progressiva natur. Räkna antalet vakuoler i deutocerebral neuropil (dn) med användning av den beskrivna metoden bekräftade en signifikant ökning av antalet vakuoler med åldern. Även den kombinerade område som omsluts av vakuoler ökade signifikant med åldrande (figur 2D).

Men inte alla mutanter visar en sådan allvarlig fenotyp som SWS och i sådana fall, skillnader i degeneration är svårt att avgöra när fokusera på en liten yta. På samma sätt är den degeneration som förekommer under åldrandet ganska mild (Figur 3A - C) och därför, analyserade vi hela hjärnan när kvantifiera denna fenotyp. Fastställande av summan av alla vakuoler i hjärnan avslöjadeen betydande ökning med åldern, och detta var också fallet vid mätning av kombinerade området av dessa vakuoler (Figur 3D).

Figur 1
Figur 1. Paraffin seriesnitt. A) Med hjälp av kragen metoden kan försöks- och kontroll flugor behandlas som ett prov genom att trä dem på en krage. Eyeless sinus oculis flugor införas för orienterings (pilar). B) Schematisk visar orienteringen av de flyga huvuden i kragen. C) I den här bilden är delar från olika flyga huvuden orienterade från vänster till höger på bilden. Från toppen till botten på bilden, kan seriesektioner från samma flugan huvudet ses. I detta fall en sinus oculis fluga införas vid position tre (pil). Sektionerna färgas av det fluorescerande ögat pigment som sköljer över sektioner efter styckning. Skalstrecket i A = 5 mm och i C = 0,5 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

figur 2
Figur 2. Progressiv neurodegeneration i schweiziska ost Mutant. Paraffin sektionschef från 7-dag-(A), 14-dag-(B) och 21-dag-(C) gamla SWS 1 flugor. Pilarna pekar på vakuoler som har utvecklats med åldrandet. Den åldersrelaterade degeneration kvantifieras genom att räkna antalet vakuoler och mäta deras sammanlagda yta (D). SEM och antalet analyserade flugor indikeras. Skalan bar = 25 pm. *** P <0,001.csource.jove.com/files/ftp_upload/54809/54809fig2large.jpg "target =" _ blank "> Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 3
Figur 3. Neurodegeneration Inträffar med åldern. Paraffinsektion huvud från 10-dag-(A), 30-dag-(B) och 60-dag-(C) gamla vildtyp flugor. Pilarna pekar på vakuoler som har utvecklats i åldern flugor. Den åldersrelaterade degeneration kvantifieras genom att räkna antalet vakuoler och mäta deras sammanlagda yta (D). SEM och antalet analyserade flugor indikeras. Skalan bar = 25 pm. *** P <0,001. Klicka här för att se en större version av denna siffra. </ A>

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den beskrivna metoden tillhandahåller ett medel för att kvantifiera neurodegeneration i hjärnan hos Drosophila. Medan andra metoder, som räknar en specifik celltyp, kan användas för att identifiera neurodegeneration, är fördelen med denna metod att den kan tillämpas mer generellt. Räkna celler kräver att dessa celler tillförlitligt kan identifieras med användning av antingen en specifik antikropp eller uttrycket av en cellspecifik markör, vilket inte alltid är tillgänglig. Vidare har det visats att dramatiskt olika resultat kan erhållas med denna metod 24, antagligen beroende på de betingelser som används för märkning och för detektering. En annan metod för att detektera degenererande celler är användningen av celldöd markörer, som anti-aktiverad kaspas 3. Emellertid endast detta identifierar celler som aktivt undergår celldöd och när cellerna har dött, de inte längre är detekterbar. En annan fördel med den här föreslagna metoden är att ingen färgning krävs på grund av den autofluorescence orsakas av ögat pigment, vilket sparar tid och minimerar artefakter som orsakas av förändringar i färgningsförhållanden. Det är viktigt att notera att, vid användning av denna metod, flugor ögon har tillräckligt pigment för att färga bilden. Om ögonfärg är för ljus, lägga till några vildtyp flyger till kragen vore lämpligt att säkerställa tillräcklig och även färgning över bilden. En ytterligare fördel med denna metod är att multipla områden kan undersökas, även i samma huvud. Även om vi inte visar data, har vi använt dessa avsnitt för att undersöka neurodegeneration i cellförlust näthinnan och gliaceller i lamina cortex 30,36. Såsom beskrivits här, erbjuder denna metod horisontella sektioner, men genom att vrida på paraffinblocket med 90 ° när den smälter den på föremålshållare, kan man också erhålla frontalsektioner. Således är denna metod en mångsidig förfarande som gör det möjligt att snabbt och effektivt mätning av neurodegeneration i farten hjärnan. Eftersom bildningen av vacuoles har observerats i många flyga modeller av humana neurodegenerativa sjukdomar, däribland modeller för AD, PD, amyotrofisk lateralskleros (ALS), och sjukdomar orsakade av polyglutamine-upprepning 16,37-40, denna metod kan användas för att kvantifiera neurodegenerativa fenotyper i en mängd olika sjukdomsmodeller.

Sammantaget är detta protokoll enkel och lätt avslutad när den första installationen av utrustningen utförs. Några anteckningar att tänka på är att noggrant tajma etanol tvättar för att undvika över uttorkning av cheferna, att noggrant trimma paraffinblock för att inte förlora sektioner eller huvuden, och att inte overexpand bandet på vattnet när bilden är på värmeblocket. Om färgbandet tillåts expandera för långt, att riva av flugan huvudena kan resultera och ordningen på huvudena i bandet kan gå förlorad. Dessutom är viktigt att blinda för genotyp samtidigt som man gör analyser för att undvika partiskhet. Detta uppnås bäst genom att ha en person som förbereder slides och hålla register medan en annan person att ta bilder och göra mätningarna. En av begränsningarna med denna metod är att degeneration av endast ett fåtal celler kommer att vara mycket svårt att upptäcka. I så fall skulle en särskild fläck av den drabbade cellpopulationen vara mer informativ. Dessutom ger denna metod inte tillåter en att skilja mellan olika typer av celldöd, vilket kräver mer specifika metoder, såsom en TUNEL-färgning för att bestämma apoptotisk celldöd. Slutligen kan denna metod inte skilja mellan celldöd och axonal degeneration, vilket också skulle kunna detekteras som vakuoler i neuropil.

Såsom visas i våra resultat, kan denna metod användas för att adressera degenerering i specifika hjärnområden eller i hela hjärnan. Enligt vår erfarenhet, är det användbart att endast analysera ett visst område när fenotypen är ganska stark, även när alla hjärnregioner påverkas. Detta reducerar signifikant arbetsbelastningen och påverkar interesultat. Vi analyserade ursprungligen flera områden i SWS mutanten och observerade mycket liknande resultat i utvecklingen av fenotypen när man jämför bara ett område och när man analyserar alla områden (data visas ej). Emellertid bör det noteras att bör väljas en tydligt identifierbar regionen att undvika artefakter på grund av den analys av olika områden eller områden på olika nivåer.

Däremot i fall där fenotypen är relativt milda, är det bättre att analysera hela hjärnan, eftersom sannolikheten för att hitta vakuoler i en specifik region är låg. Till exempel, är detta fallet när man fastställer åldersrelaterad neurodegenerering, såsom visas i figur 3, vilket resulterar i endast 4-5 vakuoler i hela hjärnan i 60 dagar gamla flugor. När räknar vakuoler i hela hjärnan, måste man ta hänsyn till att små vakuoler endast kommer att dyka upp i ett avsnitt, medan större kommer att sträcka sig över flera sektioner. När det gäller det senare, närhet av adjacent avsnitt när du använder den här metoden (figur 1) ger en annan fördel, eftersom det är relativt enkelt att avgöra om samma vakuolen förekommer i flera avsnitt.

Sammanfattningsvis kan detta protokoll visa sig användbara för att studera många Drosophila modeller av olika neurodegenerativa sjukdomar. Identifiera samverkande proteiner som lindra eller förvärra degenerativa fenotypen kan ge viktiga insikter om de underliggande mekanismer som orsakar eller ändra sjukdomar som Alzheimers och Parkinsons. I denna publikation använder vi denna metod för att detektera degeneration som är progressiv, där djuren utvecklas normalt, men visar ökande degeneration under åldrandet. Dessutom kan denna metod också anpassas för att bestämma degeneration som orsakas av utvecklingsdefekter, som redan bör finnas i nyligen eclosed flugor.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har ingenting att lämna ut.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Name of the Reagent/Equipment Company Catalog Number
Collar Genesee Scientific TS 48-100 We are using custom made collars that are made from one piece of metal instead of layers as the ones by Genesee. A description on how to make collars can be found at http://flybrain.neurobio.arizona.edu/Flybrain/html/atlas/fluorescent/index.html 
Rubber ice cube tray for embedding Household store The size can be made-to-fit by glueing in additional walls 
Crystallizing dish Fisher Scientific company 08-762-3
Ether Fisher Scientific Company E138-1
Ethanol Decon Laboratories Inc. 2701
Choloroform Fisher Scientific Company C298-500
Glacial Acetic Acid Fisher Scientific Company A38-212
Methylbenzoate Fisher Scientific Company M205-500 Distinct Odor - Use in fume hood!
Low Melting Point Paraffin Wax Fisher Scientific Company T565 Make sure to keep extra melted in a 65°C waterbath
Microtome Leica Biosystems Reichert Jung 2040 Autocut
Microscope Slide Fisher Scientific Company 12-550D
Microscope Cover Glass Fisher Scientific Company 12-545-M
SafeClear Fisher Scientific Company 314-629 Three different containers for washes
Vertical Staining Jar with Cover Ted Pella Inc.  432-1
Permount Fisher Scientific Company SP15-500
Poly-L-Lysine Solution (PLL) Sigma Life Science P8290-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Alexander, A. G., Marfil, V., Li, C. Use of Caenorhabditis elegans as a model to study Alzheimer's disease and other neurodegenerative diseases. Front Genet. 5, 279 (2014).
  2. Bonini, N. M., Fortini, M. E. Human neurodegenerative disease modeling using Drosophila. Annu Rev Neurosci. 26, 627-656 (2003).
  3. Calahorro, F., Ruiz-Rubio, M. Caenorhabditis elegans as an experimental tool for the study of complex neurological diseases: Parkinson's disease, Alzheimer's disease and autism spectrum disorder. Invert Neurosci. 11, 73-83 (2011).
  4. Chen, X., Barclay, J. W., Burgoyne, R. D., Morgan, A. Using C. elegans to discover therapeutic compounds for ageing-associated neurodegenerative diseases. Chemistry Central Journal. 9, 65 (2015).
  5. Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R., Elder, G. A. Modeling human neurodegenerative diseases in transgenic systems. Hum Genet. 131, 535-563 (2012).
  6. Jaiswal, M., Sandoval, H., Zhang, K., Bayat, V., Bellen, H. J. Probing mechanisms that underlie human neurodegenerative diseases in Drosophila. Annu Rev Genet. 46, 371-396 (2012).
  7. Konsolaki, M. Fruitful research: drug target discovery for neurodegenerative diseases in Drosophila. Expert Opin Drug Discov. 8, 1503-1513 (2013).
  8. Kretzschmar, D. Neurodegenerative mutants in Drosophila: a means to identify genes and mechanisms involved in human diseases. Invert Neurosci. 5, 97-109 (2005).
  9. Kretzschmar, D., et al. Swiss cheese et allii, some of the first neurodegenerative mutants isolated in Drosophila. J Neurogenet. 23, 34-41 (2009).
  10. Li, J., Le, W. Modeling neurodegenerative diseases in Caenorhabditis elegans. Exp Neurol. 250, 94-103 (2013).
  11. Prussing, K., Voigt, A., Schulz, J. B. Drosophila melanogaster as a model organism for Alzheimer's disease. Mol Neurodegener. 8, (2013).
  12. Wentzell, J., Kretzschmar, D. Alzheimer's disease and tauopathy studies in flies and worms. Neurobiol Dis. 40, 21-28 (2010).
  13. Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila models of neurodegeneration. J Vis Exp. (2011).
  14. Barone, M. C., Bohmann, D. Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining. J Vis Exp. e50339 (2013).
  15. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss-cheese (SWS), the Drosophila orthologue of Neuropathy Target Esterase, is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. (2015).
  16. Iijima, K., et al. Abeta42 mutants with different aggregation profiles induce distinct pathologies in Drosophila. PLoS One. 3, e1703 (2008).
  17. Krishnan, N., et al. Loss of circadian clock accelerates aging in neurodegeneration-prone mutants. Neurobiol Dis. 45, 1129-1135 (2012).
  18. Liu, H., et al. Automated rapid iterative negative geotaxis assay and its use in a genetic screen for modifiers of Abeta(42)-induced locomotor decline in Drosophila. Neurosci Bull. 31, 541-549 (2015).
  19. Papanikolopoulou, K., Skoulakis, E. M. Temporally distinct phosphorylations differentiate Tau-dependent learning deficits and premature mortality in Drosophila. Hum Mol Genet. 24, 2065-2077 (2015).
  20. Ping, Y., et al. Linking abeta42-induced hyperexcitability to neurodegeneration, learning and motor deficits, and a shorter lifespan in an Alzheimer's model. PLoS Genet. 11, e1005025 (2015).
  21. Sujkowski, A., Rainier, S., Fink, J. K., Wessells, R. J. Delayed Induction of Human NTE (PNPLA6) Rescues Neurodegeneration and Mobility Defects of Drosophila swiss cheese (sws) Mutants. PLoS One. 10, e0145356 (2015).
  22. Barone, M. C., Sykiotis, G. P., Bohmann, D. Genetic activation of Nrf2 signaling is sufficient to ameliorate neurodegenerative phenotypes in a Drosophila model of Parkinson's disease. Dis Model Mech. 4, 701-707 (2011).
  23. Coulom, H., Birman, S. Chronic exposure to rotenone models sporadic Parkinson's disease in Drosophila melanogaster. J Neurosci. 24, 10993-10998 (2004).
  24. Navarro, J. A., et al. Analysis of dopaminergic neuronal dysfunction in genetic and toxin-induced models of Parkinson's disease in Drosophila. J Neurochem. 131, 369-382 (2014).
  25. Heisenberg, M., Böhl, K. Isolation of anatomical brain mutants of Drosophila by histological means. Zeitschrift für Naturforschung C. 34, 143 (1979).
  26. Han, P. L., Meller, V., Davis, R. L. The Drosophila brain revisited by enhancer detection. J Neurobiol. 31, 88-102 (1996).
  27. Lin, C. W., et al. Automated in situ brain imaging for mapping the Drosophila connectome. J Neurogenet. 29, 157-168 (2015).
  28. Strausfeld, N. J., Sinakevitch, I., Vilinsky, I. The mushroom bodies of Drosophila melanogaster: an immunocytological and golgi study of Kenyon cell organization in the calyces and lobes. Microsc Res Tech. 62, 151-169 (2003).
  29. Bettencourt da Cruz, A., Wentzell, J., Kretzschmar, D. Swiss Cheese, a protein involved in progressive neurodegeneration, acts as a noncanonical regulatory subunit for PKA-C3. J Neurosci. 28, 10885-10892 (2008).
  30. Bolkan, B. J., Kretzschmar, D. Loss of Tau results in defects in photoreceptor development and progressive neuronal degeneration in Drosophila. Dev Neurobiol. 74, 1210-1225 (2014).
  31. Cook, M., Mani, P., Wentzell, J. S., Kretzschmar, D. Increased RhoA prenylation in the loechrig (loe) mutant leads to progressive neurodegeneration. PLoS One. 7, e44440 (2012).
  32. Wittmann, C. W., et al. Tauopathy in Drosophila: neurodegeneration without neurofibrillary tangles. Science. 293, 711-714 (2001).
  33. Rasmuson, B., Green, M. M., Ewertson, G. QUALITATIVE AND QUANTITATIVE ANALYSES OF EYE PIGMENTS AND PTERIDINES IN BACK-MUTATIONS OF THE MUTANT wa IN DROSOPHILA MELANOGASTER. Hereditas. 46, 635-650 (1960).
  34. Bettencourt da Cruz, A., et al. Disruption of the MAP1B-related protein FUTSCH leads to changes in the neuronal cytoskeleton, axonal transport defects, and progressive neurodegeneration in Drosophila. Mol Biol Cell. 16, 2433-2442 (2005).
  35. Kretzschmar, D., Hasan, G., Sharma, S., Heisenberg, M., Benzer, S. The swiss cheese mutant causes glial hyperwrapping and brain degeneration in Drosophila. J Neurosci. 17, 7425-7432 (1997).
  36. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss cheese (SWS), the Drosophila orthologue of neuropathy target esterase (NTE), is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. 9, 283-294 (2016).
  37. Davis, M. Y., et al. Glucocerebrosidase Deficiency in Drosophila Results in alpha-Synuclein-Independent Protein Aggregation and Neurodegeneration. PLoS Genet. 12, e1005944 (2016).
  38. Dias-Santagata, D., Fulga, T. A., Duttaroy, A., Feany, M. B. Oxidative stress mediates tau-induced neurodegeneration in Drosophila. J Clin Invest. 117, 236-245 (2007).
  39. Kretzschmar, D., et al. Glial and neuronal expression of polyglutamine proteins induce behavioral changes and aggregate formation in Drosophila. Glia. 49, 59-72 (2005).
  40. Li, Y., et al. A Drosophila model for TDP-43 proteinopathy. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 3169-3174 (2010).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics