Une chambre de mesure de la migration des cellules personnalisable

Biology

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Summary

Ce protocole décrit en détail une méthode personnalisable pour mesurer la migration cellulaire en réponse à des chimioattracteurs qui peuvent également être utilisés pour déterminer le débit d'un médicament par diffusion hors d'une matrice de polymère.

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Chowdhury, A. N., Vo, H. T., Olang, S., Mappus, E., Peterson, B., Hlavac, N., Harvey, T., Dean, D. A Customizable Chamber for Measuring Cell Migration. J. Vis. Exp. (121), e55264, doi:10.3791/55264 (2017).

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Abstract

La migration cellulaire est une partie essentielle de la réponse immunitaire, la croissance et la cicatrisation des plaies. La migration cellulaire est un processus complexe qui fait intervenir des interactions entre les cellules, la matrice extracellulaire et des facteurs chimiques solubles et non solubles (par exemple, chemoattractants). méthodes standard pour la mesure de la migration des cellules, telles que le dosage de la chambre de Boyden, le travail en comptant les cellules de part et d'autre d'un diviseur. Ces techniques sont faciles à utiliser; cependant, ils offrent peu de modification géométrique pour différentes applications. En revanche, les dispositifs microfluidiques peuvent être utilisés pour observer la migration des cellules avec des gradients de concentration personnalisables des facteurs solubles 1, 2. Cependant, des procédés de fabrication des tests microfluidique à base peuvent être difficiles à apprendre.

Ici, nous décrivons une méthode simple pour la création de chambres de culture cellulaire pour mesurer la migration cellulaire en réponse à des gradients de concentration du produit chimique. Nos mi cellulairesMéthode de la chambre gration peut créer différents gradients de concentration linéaire, afin d'étudier la migration des cellules pour une variété d'applications. Cette méthode est relativement facile à utiliser et est généralement effectuée par des étudiants de premier cycle.

La chambre de microcanaux a été créée en plaçant un insert acrylique en forme de la chambre de microcanaux finale bien dans une boîte de Pétri. Après cela, le poly (diméthylsiloxane) (PDMS), a été versé sur le dessus de l'insert. Le PDMS a été autorisé à durcir, puis l'insert a été retiré. Cela a permis la création de puits dans toute forme ou taille souhaitée. Les cellules peuvent ensuite être ajoutés à la chambre à micro-canaux, et des agents solubles peuvent être ajoutés à l'un des puits par trempage d'un bloc d'agarose à l'agent désiré. Le bloc d'agarose est ajouté à l'un des puits, et les images en accéléré peut être pris de la chambre de microcanaux afin de quantifier la migration cellulaire. Les variations de cette méthode peut être faite pour une application donnée, ce qui rend cette méthode highly personnalisable.

Protocol

1. Produire une chambre Microchannel pour créer un gradient de concentration

  1. Couper une pièce de moule acrylique
    1. Obtenir une feuille acrylique de la largeur souhaitée. Typiquement utiliser 1 feuilles acryliques / 16 pouces d'épaisseur. feuilles épaisses sont difficiles à couper ainsi et très minces feuilles ne pas la résistance mécanique, qui se cassent ou se déformer au cours du processus.
    2. Créer un fichier CAO avec la forme désirée de la pièce acrylique pour produire une cavité à l'intérieur du polydiméthylsiloxane (PDMS). Ajuster la largeur du canal et la longueur pour obtenir le gradient désiré correspondant à des protocoles expérimentaux individuels.
      1. Ici, utiliser une pièce acrylique des dimensions suivantes: deux carrés (0,254 cm x 0,254 cm) reliés par un canal large de 0,127 cm (0,254 cm de long) (Figure 1).
    3. Importer le fichier CAO dans l'appareil de découpe au laser et à placer la pièce acrylique dans une découpeuse à laser selon la fabrile protocole cant.
      REMARQUE: Vous pouvez également 3D imprimer la pièce à partir de la conception CAO. L'avantage de cette méthode est que les matériaux alternatifs peuvent être utilisés pour le moule; Cependant, la résolution et la reproductibilité peut être réduit grâce à l'impression en 3D par rapport à la découpe au laser.

Figure 1
Figure 1: Conception assistée par ordinateur (CAD) Représentation de Microchannel Chambre. Cette image représente le dessin CAO de l'insert acrylique nécessaire pour créer la chambre de microcanaux. 1 A) Vue de dessus dessin CAO, 1B) Vue latérale du CAD dessin avec dimensions en pouces, 1C) Vue de dessus CAD dessin avec dimensions en pouces S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

    Verser le polydiméthylsiloxane (PDMS)
    1. Dans un bateau peser, mélanger 10 parties en poids de base de Elastomer commerciale (par exemple Sylgard 184) avec 1 partie en poids d'élastomère commercial Agent de polymérisation (par exemple Sylgard 194). Typiquement, mélanger 10 g de Elastomère base à 1 g de Elastomer Agent de polymérisation.
    2. Bien mélanger la base et l'agent de durcissement avec une micropipette pendant 5 min.
    3. Mettre en place une cloche à vide et placer le bateau avec PDMS peser dans le vide pendant 30 minutes pour éliminer les bulles d'air piégées.
    4. Éteignez l'aspirateur et enlever le bateau peser. Verser le PDMS sur le dessus de la découpe acrylique dans une petite boîte de Pétri. Assurez-vous que les PDMS couvre complètement l'insert.
    5. Laisser les PDMS pour guérir la nuit (au moins 18 h) à la température ambiante.
  1. Retrait de l'insert de PDMS
    1. Après le durcissement du PDMS, retirer l'insert en coupant soigneusement les PDMS autour de la pièce acrylique avec un scalpel.

    2. Placage les cellules dans une chambre Microchannel

    1. Stériliser la chambre pour le placage des cellules.
      REMARQUE: Pendant PDMS peuvent être stérilisés à l'oxyde d'éthylène ou d'autres techniques, un traitement UV rapide est rapide, peu coûteuse et suffisante pour les études de culture cellulaire. La durée du traitement UV courte n'a pas porté atteinte à l'intégrité de la structure ou mécanique de la pièce PDMS.
      1. Dans une armoire de culture cellulaire standard, couvrir complètement la chambre avec 70% d'éthanol.
      2. Mettez la boîte de Pétri dans une hotte à flux laminaire avec les couvercles hors.
      3. Fermez le capot et allumer la lumière UV. Exposer à la lumière UV pendant 1-2 h.
      4. Ouvrez le hotte à flux laminaire et attendre 15 min pour rétablir l'écoulement.
      5. Éliminer l'éthanol à 70%.
      6. Laver les chambres à deux reprises avec une solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS). Utiliser 1 ml de PBS pour chaque lavage. Retirer du PBS et permettent chambres sécher toute la nuit avec les couvercles de congé.
        REMARQUE: Vous pouvez également, à la placed'utiliser une hotte à flux laminaire, utilisez une boîte de chambre UV pour la stérilisation, si l'on est disponible. Faire une boîte UV en plaçant une source de lumière UV dans le fond d'une boîte en carton doublée de papier d'aluminium. La feuille d'aluminium réfléchit la lumière pour permettre un éclairage uniforme de l'échantillon.
    2. Placage des cellules dans la chambre
      1. Compter les cellules à l'aide de bleu Trypan et un hémocytomètre.
        1. Ajouter 100 ul de la suspension cellulaire à 400 pi de 0,4% Trypan bleu et mélanger doucement. Appliquer 100 pi de cette solution à l'hémocytomètre en remplissant les deux chambres doucement sous la lamelle couvre-objet en verre.
        2. Utiliser un microscope avec un objectif 10X à se concentrer sur la grille à l'hémocytomètre. Utilisez un compteur à main pour compter les cellules non colorées en direct au sein d'un ensemble de 16 places sur la hémocytomètre.
        3. Compter les cellules dans toutes les 4 séries de 16 cases. Prenez le nombre de cellules moyenne des 4 séries de 16 cases et multiplier par 5x10 4. Ce nombre final est le number des cellules / ml dans la suspension de cellules.
      2. Ajouter 2.500 cellules à un puits dans chaque chambre. Cela se traduit par une densité quasi-confluente de cellules ~ 30 000 / cm2.
      3. Laisser les cellules à siéger dans la chambre pendant 60 minutes avant d'ajouter les médias (milieu de Eagle modifié par Dulbecco, 10% de sérum bovin fœtal, 1% de pénicilline-streptomycine).

    3. Blocs Agarose Dextran Soaked

    1. Création d' un bloc d' agarose
      1. Verser 3% d'agarose dans le moule 3D imprimé (2 mm x 2 mm x 2 mm).
      2. Permettre à l'agarose se solidifie dans une chambre à vide pendant 30 minutes pour éliminer les bulles.
      3. Retirer le bloc d'agarose du moule.
        REMARQUE: Vous pouvez également verser 3% d'agarose dans petite boîte de Petri à une épaisseur de 2 mm. Découper un bloc x 2 mm x 2 mm 2 mm à l'aide d'un scalpel ou d'un autre outil de coupe. Ce ne sont pas aussi précis que le système de moule, mais il peut être un peu plus facile à faire.
    2. Complètement submerge bloc d'agarose dans une solution de concentration voulue du facteur chimiotactique. Pour évaluer la formation de gradient de concentration, rincer la première chambre avec dextran fluorescent. La concentration et la masse moléculaire du dextrane doit correspondre à celui d'un facteur ou d'un médicament d'intérêt soluble.
    3. Faire tremper le bloc nuit agarose.

    4. Time-lapse de la Diffusion Dextran pour évaluer le gradient de concentration du facteur soluble

    1. Placez le bloc d'agarose dextran trempé dans un petit puits carré de la chambre de microcanaux.
    2. Placez la chambre de microcanaux dans un système d'imagerie cellulaire ou utiliser un autre microscope à fluorescence avec une capacité time-lapse. Commencez le time-lapse selon les instructions du fabricant.
      NOTE: Les résultats présentés sont prises avec filtre GFP, 50% de lumière, 4/10 pH et 4X grossissement.

    5. Time-lapse de la croissance cellulaire

    1. cellules de la plaque dans la chambre de microcanal à une extrémité de lachambre. Ici, utiliser des fibroblastes 3T3. Ajouter 2500 cellules à un puits dans la chambre à micro-canaux. Compter les cellules comme décrit au point 2.2.1.
      1. Laisser les cellules à siéger dans la chambre pendant 60 minutes avant d'ajouter les médias (milieu de Eagle modifié par Dulbecco, 10% de sérum bovin fœtal, 1% de pénicilline-streptomycine). Maintenir la chambre à micro - canaux avec des cellules étalées à 37 ° C dans 5% de CO2. La migration des cellules à travers le canal peut être vu avec un microscope.
      2. Ajouter un marqueur ou d'utiliser un défaut microscopique dans la chambre comme un marqueur afin de servir comme point de départ pour quantifier la distance du front de la cellule se déplace.
    2. Établir un gradient en plaçant un gel d'agarose à 8 mm (3 à blocs) contenant le facteur de croissance concentré, chimio-attractant, un médicament ou un autre facteur à tester (ici 40% de FBS est utilisé comme exemple) à une extrémité du microcanal chambre.
    3. Prenez des photos time-lapse de la face avant de la cellule en mouvement. Ici, les résultats montrent des images de la cellule front qui ont été prises toutes les 12 h en utilisant un système d'imagerie.
    4. Utiliser des images de la face avant de la cellule pour quantifier le taux de croissance cellulaire. Calculer le taux en utilisant d'abord la fonction de polyfit MATLAB (roipoly) pour créer un masque polygonal défini par l'avant de la cellule, les parois du canal, et le marqueur de référence croissance. Les dimensions de ce masque donnent la distance de migration du front à partir de laquelle la vitesse du front de cellule moyenne est calculée. D' autres études ont utilisé une méthode similaire 8.
      REMARQUE: comparer l'arête du front de croissance des cellules sur chaque trame de la concentration du facteur soluble à cette même distance. Soluble dans le gradient de concentration de facteur est calculée en utilisant un modèle de diffusion approximation 1D.
    5. Prenez des images fluorescentes des cellules en utilisant phalloïdine et coloration DAPI.
      1. Fixer les cellules avant coloration avec phalloïdine.
        1. Chaud paraformaldéhyde 4% à 37 ° C.
        2. Ajouter suffisamment paraformaldéhyde 4% pour couvrir les cellules. Gardez les cellules dans leparaformaldéhyde pendant 10 min.
        3. Rincer deux fois avec PBS pendant 15 min à chaque fois. Utilisez suffisamment de PBS pour couvrir les cellules.
      2. Retirer du PBS à partir des cellules et ajouter une solution de perméabilisation suffisante (0,1% de Triton X-100 dans du PBS) pour recouvrir les cellules. Laisser la solution pendant 10 min.
      3. Laver deux fois avec du PBS pendant 5 min à chaque fois. Utilisez suffisamment de PBS pour couvrir les cellules.
      4. Retirer du PBS à partir des cellules et ajouter la solution (1% d'albumine de sérum bovin dans du PBS) de blocage pendant 20 min.
      5. Retirer la solution de blocage et laver 2 fois avec du PBS pendant 5 minutes à chaque fois. Utilisez suffisamment de PBS pour couvrir les cellules.
      6. De ce point, protéger les cellules de la lumière avec une feuille d'aluminium lorsqu'ils ne sont pas utilisés. Retirer du PBS à partir des cellules et ajouter 488 phalloïdine dilué 1:50 dans du PBS pendant 1 h.
      7. Laver 2 fois dans du PBS pendant 5 min pour chaque lavage. Utilisez suffisamment de PBS pour couvrir les cellules. Ensuite, retirer PBS à partir de cellules.
      8. Ajouter le DAPI (4 ', 6-diamidino-2-phénylindole) dilué 1: 1000 dans du PBS à des cellules pendant 15 min.
      9. Retirer DAPI etlaver les cellules deux fois avec du PBS pendant 5 min pour chaque lavage.
      10. Retirez dernier lavage et ajouter suffisamment de PBS pour couvrir les cellules. Les cellules peuvent maintenant être imagés avec un microscope à fluorescence.

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Representative Results

La figure 2 montre le déplacement du front de la cellule à travers le canal en réponse à un gradient de sérum de veau fœtal placé à l'extrémité opposée du canal à partir duquel les cellules sont plaquées. La face avant de la cellule est représentée à 48 h (figure 2A), 72 h (figure 2B), 96 h (figure 2C), et 120 h (figure 2D) après placage. Le mouvement de l'avant de la cellule a été suivi avec ces images en accéléré, et le taux de distance de migration et la croissance ont été calculés par la fonction polyfit MATLAB. De là, la vitesse frontale moyenne des cellules est révélée être de 13,4 um / h (figure 3). La figure 4 illustre le gradient de fluorescence établie en plaçant un bloc d' agarose imbibé dextrane à une extrémité du canal et permettant dextrane se diffuser à travers le canal pendant 12 h. Une image time-lapse a été prise à chaque heure, et la fluorescence à travers la distance de le canal a été mesurée et tracée comme représenté sur la figure 4 et par rapport à un modèle de diffusion 1D.

Figure 2
Figure 2: Cellule Mouvement avant. images Time-lapse de la face avant de la cellule dans la chambre de microcanaux se déplaçant à travers le canal. La face avant de la cellule marquée dans les lignes d'orange, et la distance de migration est inclus. Cette distance de migration a été mesurée à partir du marquage sur la plaque à l'avant de la face avant de la cellule, comme indiqué. Une barre d'échelle de 1 mm est représenté en blanc. A) 48 h après le placage, B) 72 heures après placage, C) 96 heures après placage, D) 120 heures après placage. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 3: Taux de croissance du calcul. Cellule mouvement de front suivis avec des photos time-lapse. Le taux de croissance a été calculé en utilisant la fonction polyfit MATLAB (roipoly) pour donner la vitesse moyenne de l'avant de la cellule de 13,4 um / h. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4
Figure 4: Gradient Fluorescent avec Dextran. intensité de fluorescence mesurée sur la distance du canal dans lequel chaque ligne représente le gradient à une heure particulière. ImageJ a été utilisée pour calculer l'intensité de fluorescence. Cela peut être fait en utilisant la Analyze | outil de mesure. Tout d'abord, choisissez Définir les mesures dans Analyser et sélectionnez l'intensité. Ensuite, choisissez Mesure sous Analyser afin d'obtenir average intensité de pixel. Cela peut être tracée en fonction de la distance en microns comme le montre cette figure. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Discussion

Notre chambre à micro-canaux peut être utilisé pour une multitude de fins, y compris la détermination du taux de migration cellulaire en réponse à des facteurs de croissance et chimioattractifs et en mesurant le taux d'un médicament par diffusion à partir d'une matrice de polymère. Il est possible d'utiliser notre chambre à microcanaux pour cultiver des cellules et placer un facteur chimiotactique à une extrémité de la chambre. Les cellules se développent en réponse à la chimiotactique, et la migration des cellules peuvent être quantifiés en prenant des images de time-lapse qui peuvent être analysés afin de déterminer le taux de migration des cellules. Les résultats représentatifs de cette méthode sont présentés dans la figure 3, où le taux de croissance a été déterminée à 13,4 um / h en utilisant la fonction polyfit MATLAB.

Une autre utilisation de notre chambre à microcanaux est de mesurer le taux d'un médicament par diffusion hors d'une matrice de polymère. Un dextrane étiqueté par fluorescence d'un poids moléculaire semblable au médicament d'intérêt peut être utilisé pour modéliser la diffusion de la drug d'intérêt. Il est important de noter que les échantillons doivent être manipulés avec précaution comme une grande quantité de convection va perturber le gradient. Les résultats représentatifs de cette méthode sont présentés dans la figure 4. Un avantage de ce modèle en comparaison avec le dosage de la chambre de Boyden est qu'il est plus applicable aux types de cellules adhérentes en raison de la surface plane; alors, les cellules doivent passer à travers un petit tube dans la chambre de Boyden avant d'adhérer. Une autre limitation du dosage de la chambre de Boyden est qu'il est un essai de point final; ainsi, la chimiotaxie ne peuvent pas être observés visuellement. En revanche, avec notre méthode, chimiotaxie est observé à travers les images de time-lapse 9. L'utilisation de micropipettes contenant chemoattractants ont également été utilisés un procédé d'observation de la migration cellulaire. Cependant, le principal inconvénient de ce procédé est 10 un faible débit. La chambre de chimiotactisme Dunn est un autre test qui est utilisé en conjonction avec l'imagerie time-lapse comme eméthode de e détaillée ici 11, 12. La chambre se compose de deux cercles concentriques gravés sur la face de la lame de verre afin de créer un puits intérieur et extérieur, et un pont sépare les deux puits. Le chimioattractant est placé dans le réservoir externe et les cellules sont autorisés à migrer à partir du puits interne au puits extérieur. Cette migration est quantifiée en utilisant des images de time-lapse qui sont analysées à l'aide du logiciel d'analyse d'image. Similaire au dosage de Boyden, une des limites du test de Dunn chambre est qu'il ne peut pas être facilement modifié pour créer solubles sur mesure des gradients de concentration des facteurs.

Une autre technique simple pour évaluer la migration cellulaire est une in vitro gratter 13. Cette méthode est rapide et peu coûteuse car elle ne nécessite la création d'une égratignure dans la monocouche cellulaire et capture des images de la migration cellulaire time-lapse près du zéro précédemment créé. however, le principal inconvénient de cette méthode est qu'il ne convient pas pour mesurer les réponses à un gradient de concentration de facteur chimique. Notre méthode offre la possibilité de créer un gradient chimique et de quantifier la migration cellulaire par rapport au gradient chimique. Notre méthode peut être combinée avec la méthode de zéro en tant que zéro peut être créé dans la monocouche cellulaire, alors qu'un facteur chimiotactique est présent dans l'un des puits dans la chambre à micro-canaux. Cela permet la quantification et la modélisation de la cicatrisation des plaies. Une autre application potentielle de notre dispositif est de déterminer la réponse des cellules cancéreuses à des agents qui inhibent la croissance des cellules.

D' autres systèmes microfluidique à base ont également été utilisés pour les études de migration de cellules 14, 15. Ces études utilisent des techniques de lithographie avec des chambres propres à créer des moules maîtres en silicium et / ou usinage au laser pour créer des canaux microfluidiques dans des tranches de silicium. Silicon Wafer micro-usinage peut être coûteux en comparaison à notre méthode qui utilise des matériaux moins chers (PDMS et acrylique) pour fabriquer une chambre à microcanaux. Notre dispositif surmonte la limitation des autres PDMS à base de dispositifs microfluidiques dans lesquels il n'a pas été possible de créer de petits canaux 3D 15. Avec notre méthode, nous avons créé avec succès dispositif basé PDMS avec des canaux de petit diamètre. D' autres études ont utilisé un dispositif microfluidique à base de PDMS avec deux couches de microcanaux et un mélangeur de gaz multi-canal qui est contrôlé par ordinateur afin de créer des gradients arbitraires d'oxygène pour étudier la migration des cellules sous différents gradients d'oxygène 16. Il est possible que notre appareil d'être utilisé de manière similaire avec l'addition d'une chambre de mélange de gaz à une extrémité de la chambre de microcanaux.

Les dispositifs microfluidiques sont souvent fabriqués à l'aide de techniques lithographiques douces; ceux-ci peuvent être adaptés pour créer la migration des cellules chambers. Ces méthodes impliquent l'impression d'un masque avec des motifs de canal avec la conception assistée par ordinateur (CAO). Ces masques sont ensuite projetées sur un moule maître revêtu d'une résine photosensible à travers la lithographie optique. Après que le moule maître est faite, PDMS est versé sur le maître et laisse durcir afin de créer un moule PDMS qui peut être utilisé pour des études microfluidiques 17, 18, 19. Composés Chemoattractant ou chemorepulsive sont placés dans la chambre à haute concentration dans l' un des réservoirs pour créer des gradients 17. Bien que ces techniques sont similaires à notre mise en place, ils peuvent être coûteux en raison du coût élevé de la création du moule maître pour le système et l'utilisation de salles blanches. En outre, ces méthodes peuvent être difficiles pour les étudiants d'apprendre dans un cadre à base de classe. Les inserts utilisés dans notre set-up pour créer les canaux peuvent être créés avec une variété de méthodes, y compris pr 3DInting et découpe laser. Ainsi, le système permet la création d'une grande variété de moules pour un coût relativement faible d'autant plus que l'impression 3D devient plus abordable et largement disponibles.

PDMS sur la base des dispositifs microfluidiques pour la mesure de la migration cellulaire et la croissance ont été utilisés pour une large gamme d'applications. Par exemple, dans Neuroscience Research Studies 20, des dispositifs ont été fabriqués en utilisant des techniques de lithographie douce dans laquelle le composant PDMS a été placée sur une boîte de culture tissulaire ou un verre afin de former deux compartiments qui sont séparés par une barrière physique avec des rainures de taille micronique pour permettre les neurones de se développer à travers les compartiments. images Time-lapse ont été prises pour montrer les neurones qui traversent la barrière. La méthode de micromodelage utilisée pour produire ce dispositif est complexe, alors que la méthode de production pour notre dispositif est simple et peut être utilisé par des chercheurs de tous les niveaux. Une autre étude a également utilisé une méthode facile et peu coûteuse pour produire un simicrofluidique milar PDMS en utilisant un moule maître créé à partir du ruban adhésif afin de créer une impression dans les PDMS pour produire des microcanaux. Un avantage de notre approche par rapport à celle décrite dans cette méthode est que les canaux de notre méthode sont fabriqués en une seule étape, alors que ce protocole requiert l' adhésion entre deux couches de PDMS qui crée des problèmes avec débit moyen des cellules 21.

En conclusion, notre méthode de la chambre de microcanaux est personnalisable et peut être utilisée pour obtenir des résultats différents. Le procédé permet la création d'un gradient de concentration afin de répondre aux besoins de l'utilisateur. En outre, notre appareil offre un avantage par rapport aux dispositifs existants en raison de son coût relativement faible et la facilité d'utilisation pour les chercheurs à tous les niveaux.

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Disclosures

Les auteurs n'ont rien à dévoiler.

Acknowledgements

Les auteurs reconnaissent le programme d'enquête Creative de l'Université Clemson et NSF CBET1254609 pour fournir un financement pour ce projet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Sigma-Aldrich 761036 poly(dimethylsiloxane) 2-part kit including silicone elastomer base and silicone elastomer curing agent
Acrylic Sheets US Plastic 44200
Disposable Petri Dishes  Falcon  25373-041
Fluorescein isothiocyanate–dextran Sigma-Aldrich FD20s-100MG
Agarose, Type I, Low EEO Sigma-Aldrich A6013-100G
Dulbecco's Modified Eagle's Medium Fisher Scientific 11965092 Cell media components
Fetal Bovine Serium Fisher Scientific 16000036 Cell media components
Penicillin-streptomycin Fisher Scientific 15140148 Cell media components
Phosphate Buffered Saline (PBS) Fisher Scientific BP24384
EVOS XL Cell Imaging System Thermo Fisher Scientific AME3300 Instrument used for taking time-lapse images
Versa Laser Universal Laser Systems, Inc.  Model number VLS2.30 Laser cutter used for cutting plastic

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References

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