In Vitro und In Vivo Nachweis von Mitophagy in menschlichen Zellen, C. Elegansund Mäuse

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Summary

Mitophagy, den Prozess der Clearing beschädigt Mitochondrien ist für mitochondriale Homöostase und Gesundheit Wartung notwendig. Dieser Artikel stellt einige der neuesten Mitophagy Nachweismethoden in menschlichen Zellen, Caenorhabditis Elegansund Mäuse.

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Fang, E. F., Palikaras, K., Sun, N., Fivenson, E. M., Spangler, R. D., Kerr, J. S., Cordonnier, S. A., Hou, Y., Dombi, E., Kassahun, H., Tavernarakis, N., Poulton, J., Nilsen, H., Bohr, V. A. In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice. J. Vis. Exp. (129), e56301, doi:10.3791/56301 (2017).

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Abstract

Mitochondrien sind die Kraftwerke der Zellen und zelluläre Energie in Form von ATP zu produzieren. Mitochondriale Dysfunktion trägt zur biologische Alterung und einer Vielzahl von Erkrankungen einschließlich Stoffwechselerkrankungen, vorzeitiges Altern Syndrome und neurodegenerativen Erkrankungen wie Alzheimer-Krankheit (AD) und der Parkinson-Krankheit (PD). Erhaltung der mitochondrialen Gesundheit hängt von mitochondrialen Biogenese und die effiziente Abfertigung der dysfunktionalen Mitochondrien durch Mitophagy. Experimentelle Methoden genau Autophagie/Mitophagy, vor allem in Tiermodellen zu erkennen haben, entwickeln streitig gemacht. Jüngste Fortschritte in Richtung auf das Verständnis der molekularen Mechanismen des Mitophagy ermöglichte die Entwicklung von neuartigen Mitophagy Nachweistechniken. Hier stellen wir einige vielseitige Techniken zur Überwachung der Mitophagy in den menschlichen Zellen, Caenorhabditis Elegans (z.B.Rosella und DCT-1 / LGG-1-Stämme), und Mäuse (Mt-Otamegane). Eine Kombination dieser Mitophagy Erkennung Techniken, einschließlich Cross-Arten Bewertung, verbessert die Genauigkeit der Mitophagy Messungen und führen zu einem besseren Verständnis der Rolle der Mitophagy in Gesundheit und Krankheit.

Introduction

Mitophagy ist für mitochondriale Wartung unerlässlich. Mitochondrien kreuzen sich mehrere Zelle Signalwege und sind universelle subzellulären Organellen verantwortlich für zelluläre Energieproduktion, Zellstoffwechsel und Kalzium Homöostase1,2,3, 4. Mitochondrien erleben ständig Herausforderungen von endogenen und exogenen Quellen wie reaktive Sauerstoffspezies (ROS) und mitochondriale Giftstoffe, bzw. die zu der Generation von "Alter" und dysfunktionale Mitochondrien führen. Ansammlung von Geschädigten Mitochondrien verringert die Effizienz der ATP Produktion bei gleichzeitiger Erhöhung der Menge an schädlichen ROS und altersbedingten Krankheiten wie Stoffwechselerkrankungen, AD, verbunden worden und PD1,5,6 . Zur Vermeidung von Mitochondrien induziert zellulären Dysfunktion bezeichnet Zellen spezifisch erkennen Mitochondrien beschädigt und effizient durch ein zellulärer Prozess zu entfernen müssten mitochondriale Autophagie (Mitophagy). Dies demonstriert Bedeutung von Mitophagy in Gesundheit und Krankheit verdeutlicht die Notwendigkeit für präzise und effiziente Methoden, um Mitophagy zu erkennen in Vitro und in Vivo.

Mitophagy erfolgt in mehreren Schritten mit vielen Proteinen und Protein-komplexe5,7,8. Kurz gesagt, eine beschädigte Mitochondrium zuerst erkannt und verschlungen durch ein Doppel-membraned Phagophore, die von der Plasmamembran, endoplasmatische Retikulum, Golgi-Komplex, Zellkern oder Mitochondrium selbst9,10stammen kann. Die sphärischen Phagophore verlängert und schließlich dichtet die Mitochondrien im Inneren bilden die mitochondriale Autophagosome (Mitophagosome). Die Mitophagosome verschmilzt dann mit den Lysosomen für Abbau, bilden eine Autolysosome, in dem die beschädigten Mitochondrium degradiert und recycelten7,8ist. Große selbstverdauende Proteine, die auch in Mitophagy enthalten: Autophagie Verwandte 7 (ATG7) und Beclin1 (Einleitung), Microtubule-Associated Protein 1A/1 b-Light Chain 3 (LC3-II) (LGG-1 in C. Munders) und p62 (Komponenten des Phagophore), und lysosomale verbundene Membran Glykoprotein 2 (LAMP2)6,7. Darüber hinaus gibt es mehrere wichtige Proteine für Mitophagy, einschließlich PTEN-induzierte vermeintliche Kinase 1 (Rosa-1), Parkin1, nukleare Dot Protein 52 kDa (NDP52), Optineurin, BCL2 Interaktion Protein 3 wie (NIX/BNIP3L) (DCT-1 in C. Elegans), eindeutig unter anderem5,6,11.

Eine gängige Methode zum Erkennen von Änderungen in Höhe der Autophagie ist durch das Verhältnis der LC3-II/LC3-I oder LC3-II/Aktin. Diese Methode ist jedoch unspezifisch, wie eine Erhöhung dieses Verhältnis entweder eine erhöhte Initiation oder eine beeinträchtigte Mischung aus Mitophagosome, Lysosomen12widerspiegeln kann. Eine weitere Methode ist die NS1 zwischen einer Autophagie Marker (z.B.LC3) und eines mitochondrialen Proteins (z.B.Translocase der äußeren mitochondrialen Membran 20 (TOMM20, die durch Proteasomen beeinträchtigt werden könnte)) zu bewerten. Allerdings können nur Änderungen im gesamten Mitophagy Ebenen anzugeben und nicht unterscheiden, den Schritt an die Verstopfung auftritt. Dies kann mithilfe von lysosomalen Inhibitoren (z. B.E64d + Pepstatin A, EP genannt) parallel dazu führen, dass die Anhäufung von Mitophagosomes geklärt werden. Der Unterschied zwischen der Anzahl der Mitophagosomes an der Basislinie und die Anzahl der Mitophagosomes nach der Behandlung mit EP kann Mitophagy angeben. Diese Einschränkungen haben die Entwicklung von neuartigen Mitophagy Nachweistechniken aufgefordert. Im Hinblick auf die zunehmende Bedeutung der Mitophagy in einem breiten Spektrum von Erkrankungen des Menschen stellen wir mehrere robuste Mitophagy Erkennungstechniken, die für Forscher nützlich sein können. Wir decken sowohl in Vitro und in Vivo Techniken und empfehlen kombinieren mehrere Techniken, um Änderungen der Mitophagy zu überprüfen.

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Protocol

Tiere (männlichen und weiblichen Mäusen) geboren und aufgewachsen in einer akkreditierten Tierhaus in Übereinstimmung und Genehmigung des NIH Animal Care und Verwendung. Euthanasie Methoden müssen mit allen nationalen und institutionellen Regelungen übereinstimmen.

1. Erkennung von Mitophagy in menschlichen Zellen

  1. Erkennung von Mitophagy mit Mt-Otamegane plasmid
    Hinweis: Das Otamegane Protein, verschmolzen zu einem Mitochondrien Ziel Signal, als Mt-Otamegane vereinfacht hat für in Vivo Mitophagy Erkennung bewährt. Mt-Otamegane ist ein ratiometrischen pH-Sensitive fluoreszierende Protein das grüne Fluoreszenz (Erregung 458 nm) in basic oder neutralen Bedingungen und rote Fluoreszenz (Erregung 561 nm) unter sauren Bedingungen aufweist. Gesunde Mitochondrien gedeihen in basic oder neutralen Bedingungen (pH 7-8) und sind gekennzeichnet durch grüne Fluoreszenz, wenn mit Mt-Otamegane transfiziert. Wenn Mitochondrien Mitophagy zu unterziehen und mit sauren Lysosomen verschmelzen, der pH-Wert sinkt auf 4,5 und Mitochondrien mit Mt-Otamegane weisen rote Fluoreszenz6,13,14. Wichtig ist, ist Mt-Otamegane resistent gegen lysosomale Proteasen, Bewertung der Mitophagy über einen längeren Zeitraum ermöglicht. Das Protokoll unten ist für 6-Well Platten entwickelt.
    1. Tag 1: Verwenden Sie primären humanen Zellen (z.B. Fibroblasten) oder verewigt menschliche Zellen (z.B. Hela-Zellen oder U2OS Zellen). Samen ca. 0,3-1 × 106 Zellen/gut (abhängig von der Zelle Wachstumsrate damit Zellen 70 % Konfluenz am nächsten Tag zu erreichen) in einem 6-Well-Platte. Halten die Zellen im kompletten Zellkulturmedium (Dulbeccos geändert Eagle Medium (DMEM) Medium ergänzt mit 10 % FBS und 1 % Lösung von Penicillin-Streptomycin gemischt), und in eine Zelle Kultur Inkubator bei 37 ° C inkubieren (20 % O2, 5 % CO2 ). Fügen Sie 1 mL vollständige Zelle Kulturmedium/Brunnen in einem 6-Well-Platte.
      Hinweis: Gen Überexpression/Zuschlag oder medikamentöse Behandlungen können bei dieser Etappe6erfolgen.
    2. Tag 2: Mix Mt-Otamegane Plasmid DNA6 und DNA-Transfection Reagens (die Mischung für einen Brunnen von einem 6-Well-Platte).
      1. Verdünnen Sie 15 µL DNA Transfection Reagens mit 150 µL serumfreien Medium gemäß Protokoll des Herstellers.
      2. Verdünnen Sie 2-5 µg des Mt-Otamegane Plasmid DNA mit 150 µL serumfreien Medium.
      3. Verdünnte DNA Transfection Reagens, Wirbel für 10 verdünnten Mt-Otamegane Plasmid hinzufügen s, und 10 min bei Raumtemperatur inkubieren.
        Hinweis: Optimierung der DNA Transfektion Bedingungen möglicherweise erforderlich, abhängig von der Plattengröße (siehe Hersteller Protokolle für Details).
      4. Fügen Sie DNA/Transfection Reagens Mischung tropfenweise Zellen hinzu, dann schütteln Sie die Platten sanft für 5-10 s, bis die Lösung vollständig vermischt ist.
    3. Tag 3: Wechseln Sie das Medium durch den Austausch von DNA-Transfection Reagens-haltigen Medium mit frischen komplette Zellkulturmedium (1 mL/Na).
    4. Tag 4: Bild mit Hilfe der konfokalen Mikroskopie6Zellen. Verwenden Sie zwei bildgebende Kanäle: Grünkanal (Erregung 458 nm, Emission 570-695 nm) zu visualisieren, normale Mitochondrien und Rotkanal (Erregung 561 nm, Emission 570-695 nm), Mitochondrien zu visualisieren, die Mitophagy durchmachen. Nach dem Zufallsprinzip 20 Bildbereiche unter 40 X Vergrößerung um insgesamt 100-200 Zellen in jedem gut zu decken.
    5. Datenanalyse. Berechnen Sie die "Mitophagy-Index" (Anteil der Mitochondrien in der Mitophagy), mit Bildanalyse-Software, um die Höhe der Fluoreszenz in der roten und grünen Kanäle zu quantifizieren: nehmen Sie das Verhältnis der rote Fluoreszenz, rote + grüne Fluoreszenz, und multiplizieren mit 1006.
      Hinweis: Alternativen zur Transfektion mit Mt-Otamegane stabil ausgedrückt HeLa-Zelle Linien14enthalten. Da HeLa-Zellen nicht Parkin ausdrücken, muss stabil Parkin ausgedrückt werden, um Parkin-abhängigen Mitophagy in diese Zelllinie zu studieren.
  2. Erkennung von Mitophagy mit dem NS1 zwischen Cytochrom C Oxidase Untereinheit II (COXII) und LAMP2
    Hinweis: COXII ist ein mitochondrialen Genom kodiert innere Membran-Protein. Der Mitophagy-Index entspricht das Verhältnis der COXII colocalized mit LAMP2, ausgedrückt als Prozentsatz der Gesamtsumme der COXII.
    1. Saatgut, HeLa-Zellen (oder andere Zellen des Interesses in Schritt 1.1.1 erwähnten) in einer 4-Well-Kammer-Folie (1 bis 5 × 104 Zellen in 1 mL vollständige Zelle Kulturmedium/Brunnen) in einer Zelle Kultur Inkubator bei 37 ° C (20 % O2, 5 % CO2) über Nacht.
    2. Fügen Sie 3.0 µL 10 mM Carbonyl Cyanid - 4-(Trifluormethoxy-) Phenylhydrazone (FCCP) und inkubieren Sie in die Zelle Kultur Inkubator (Schritt 1.2.1) für 3 h.
      Hinweis: Andere Medikamente beeinflussen Mitophagy können verwendet werden.
    3. Entfernen Sie das Kulturmedium mit einer 1 mL-Pipette, waschen Sie die Zellen zweimal mit 1 mL/auch von Kälte (0-4 ° C) 1 X PBS. Lassen Sie die Lösung für 10-30 s vor der nächsten Wäsche sitzen. 0,5 mL 3,7 % Paraformaldehyd (PFA) mit 1 X PBS-Puffer in jede Vertiefung geben und inkubieren Sie für 10 min auf Eis, um die Zellen zu beheben.
      Achtung: PFA ist Toxin. Arbeiten Sie in einem Abzug bei der PFA Verwendung.
    4. Entsorgen Sie die PFA-Lösung mit einer 1 mL-Pipette, waschen Sie die Zellen zweimal mit Kälte 1 X PBS (1 mL/Well; lassen Sie Lösung sitzen für 10 s vor der nächsten Wäsche), und permeabilize der Zellen mit 1 mL/auch von 0,25 % Waschmittel (mit 1 X PBS-Puffer) für 10 min auf Eis.
    5. Entsorgen Sie die permeabilizing Puffer, vorsichtig Waschen der Zellen zweimal mit kalten 1 x PBS und entsorgen (lassen Sie die Lösung für 10 sitzen s zwischen den Waschgängen). Blockieren Sie die Zellen mit 1 mL/auch von 5 % FBS mit 1 X PBS-Puffer bei 4 ° c über Nacht Decken Sie die Kammern um Feuchtigkeitsverlust zu verhindern.
    6. Vorbereiten von 0,5 mL/Brunnen von einer gemischten Antikörperlösung mit COXII Antikörper (Maus, Verdünnung 1: 250) und LAMP2-Antikörper (Kaninchen, 01:20-01:50 Verdünnung) mit 1 X PBS-Puffer mit 5 % FBS und Shop auf Eis für 0,5-1 h.
    7. Der 4-Well-Kammer-Folie aus den kalten Raum herausnehmen Sie und entsorgen Sie die blockierende Lösung mit einer 1-mL-Pipette. Vorsichtig waschen die Zellen zweimal mit 1 mL/auch von kalten 1 x PBS und entsorgen (lassen Sie die Lösung für 10 sitzen s zwischen den Waschgängen), dann fügen Sie 0,5 mL/sowie der gemischten Antikörperlösung. Inkubation bei 37 ° C für 1 h auf einem Boston-Shaker mit niedriger Geschwindigkeit.
    8. Der erste Antikörperlösung mit einer 1 mL-Pipette zu verwerfen und sanft die Zellen dreimal mit 1 mL/auch von kalten 1 X PBS waschen und entsorgen. Lassen Sie die Lösung für 10 sitzt s vor der nächsten Wäsche. Fügen Sie 1 mL/Brunnen des fluoreszierenden Sekundärantikörper (z.B. Ziege Anti-Kaninchen mit Wellenlänge 568 nm rot fluoreszierenden Proteins (RFP) für LAMP2; und Ziege-Anti-Maus mit Wellenlänge 488 nm grün fluoreszierendes Protein (GFP) für COXII) in 1: 250 Verdünnung mit 5 % FBS mit 1 X PBS-Puffer. Die 4-Well-Kammer-Folie mit Alufolie abdecken und Inkubation bei 37 ° C für 1 h auf einem Boston-Shaker mit niedriger Geschwindigkeit.
    9. Entsorgen Sie die zweite Antikörperlösung mit einer 1-mL-Pipette. Waschen Sie vorsichtig die Zellen sechsmal mit 1 mL/auch von kalten 1 X PBS. Lassen Sie die Lösung für 1 min vor der nächsten Wäsche sitzen.
    10. Montieren Sie die Zellen mit 50 µL/Well antifade Eindeckmedium mit DAPI und fügen Sie Deckel rutscht hinzu.
    11. Bild der Zellen unter einem confocal Mikroskop mit 66 x Vergrößerung und Immersion Öl (Fliese scannt / Mosaiken können verwendet werden, um die Zahl der Zellen, die durch die Software abgebildet). Verwenden Sie dieselben Einstellungen wie Kanal Belichtungszeit, digitale Verstärkung, digital Offset, etc. in allen bildgebenden Verfahren (siehe Software Anleitung für Details)15.
    12. Verwendung NS1 Analysesoftware, quantitativ zu analysieren, mindestens 20 zufällige Bilder von 100 Zellen15. Die Funktion "Bezier geschlossen" gesamte einzelne Zellen auswählen. Vergleichen Sie die Pearson NS1 Koeffizient der GLP, RFP, gewichtet oder ungewichtet, Mitophagy Ebenen in den analysierten Zellen bestimmen. Pflegen Sie Werte für die horizontale und vertikale Fadenkreuz der NS1-Analyse-Software in der gesamten Analyse. Um genau diese Fadenkreuz eingestellt, bereiten Sie zwei zusätzliche Gruppen von Zellen vor und beschriften Sie eine COXII und die anderen LAMP2. Legen Sie anschließend Fadenkreuz direkt über die Pixelverteilung für jeden Kanal15 (siehe Software Anleitung für Details).
  3. Ein hoher Durchsatz imaging-Messung für Mitophagy-screening
    Hinweis: Die Durchführung von Hochdurchsatz-Bildschirme von Mitophagy Induktion oder Hemmung der Mitophagy Verbindungen aus großen zusammengesetzten Bibliotheken ist technisch anspruchsvoll. Ein bildgebendes Verfahren, basierend auf dem NS1 der Mitochondrien mit Autophagosom ist ein einfacher, aber sehr empfindlich Alternative für Mitophagy screening-16.
    1. Tag 1: Samen Zellen (z.B. menschliche primäre Fibroblasten an 5.000 Zellen/100 mL Zelle Nährmedien/Brunnen) in eine 96-Well-Platte (siehe Schritt 1.1.1).
    2. Tag 2: Behandlung der Zellen ab dem zweiten Tag mit FCCP oder andere Verbindungen des Interesses für die angegebenen Inkubationszeit (siehe Punkt 1.2.2).
    3. Befolgen Sie Schritte 1.2.2-1.2.9 mit dem primären Antikörper für COXII (Maus, 1: 250 Verdünnung mit 5 % FBS mit 1 X PBS-Puffer) und LC3B (Kaninchen, 1: 100-Verdünnung 1: 200 mit 5 % FBS mit 1 X PBS-Puffer). Alternativ können primäre Antikörper für COXII und LAMP2 verwendet werden.
    4. Bild mit einem fluoreszierenden Leser16Zellen. Sammeln Sie Bilder in zufällig platzierte Felder und mit einem minimalen 500 Zellen/gut.
    5. Analysieren Sie Daten mithilfe einer Zelle Analyzer angepasst Protokoll16.

2. Nachweis von Mitophagy in C. elegans

Hinweis: Der Fadenwurm C. Elegans bietet eine Plattform für Mitophagy organismal Ebene bestimmen. Zwei Stämme können verwendet werden, um Mitophagy zu überwachen: (1) Mitochondrien-gezielte Rosella (MtRosella) oder Mitophagy (2) Rezeptor DCT-1 verschmolzen mit GFP zusammen mit Autophagosomal Marker LGG-1 mit Discosoma SP. rot fluoreszierenden Proteins (DsRed)5, verschmolzen 17.

  1. Mitophagy Überwachung mit Rosella biosensor
    Hinweis: Rosella ist eine molekulare Biosensor, der einen pH-unempfindliche DsRed verschmolzen zu einer pH-Sensitive-GFP-Variante kombiniert. Der Rosella Biosensor nutzt die pH-Wert-Unterschiede zwischen der sauren Lysosomen (pH ~ 4,5) und anderen zellulären Kompartimenten. Diese Biosensor wurde zur Mitophagy in Saccharomyces Cerevisiae und einige Säugetier-Zelle Linien, wie z. B. HeLa, HEK293 und HCT11618,19erfolgreich zu überwachen. Wir dieser vielseitige Dual-fluoreszierende Reporter angepasst und generiert transgenen C. Elegans Nematoden Mitochondrien gezielt Rosella (MtRosella) in den Muskelzellen Körperwand zum Ausdruck zu bringen. Mitophagy Induktion wird durch eine reduzierte GLP/DsRed-Verhältnis von MtRosella Fluoreszenz.
    1. Tag 1: Wählen Sie L4-Larven der Würmer, die Mitochondrien gezielt Rosella (MtRosella) in den Muskelzellen der Körperwand auf einen Fadenwurm Wachstum Medien (NGM) Teller ausgesät mit E. Coli (OP50) mit einer Dissektion Mikroskop5zum Ausdruck zu bringen. Mindestens drei 3,5 cm Platten 10-20 Würmer/Platte auflegen. Inkubieren Sie die Nematoden in der standard Temperatur von 20 ° C5.
      Hinweis: Finden Sie unter Referenz für die Wurm-Anatomie, einschließlich Ermittlung der L4-Larven-20und der Weg, um eine Wahl zu machen, die verwendet wird, um die Würmer von einem Ort an einen anderen21übertragen.
    2. 5.Tag: Nematoden durch Auswahl von 15-20 L4 transgenen Larven synchronisieren und übertragen sie auf frisch OP50 ausgesät NGM Platte. Verwenden Sie mindestens fünf Platten pro Versuchsbedingung.
    3. 7. Tag: Bereiten Sie Fahrzeug Platten Mitophagy beeinflussen Drogen oder Positivkontrollen vor.
      1. E. Coli (OP50) Bakterien durch die Aufdeckung NGM Platten für 15 min mit 222 µW/cm2 (Intensität) von UV-Licht zu gewährleisten, dass Mitophagy-induzierende Verbindungen nicht bakteriell metabolisiert werden ausgesät zu töten. Platten müssen mit 2.000 J/m2ausgesetzt werden.
        Hinweis: Sekunden der Exposition erforderlich = 2.000/((intensity in µW/cm2) * 100).
      2. Fügen Sie widerrufen von Interesse an die Spitze der gesäten NGM-Platten. Fügen Sie eine entsprechende Menge an zusammengesetzten Fahrzeug (Lösungsmittel verwendet, um die Verbindung, wie Dimethyl Sulfoxid (DMSO) auflösen) an den Fahrzeug-Platten als Negativkontrolle. Für positive Kontrolle der Mitophagy Induktion, eine mitochondriale Schlüpfzeit wurde Paraquat (8 mM Endkonzentration) verwendet. Fügen Sie eine Lösung mit 10 µL 8 M Paraquat Lager mit 190 µL DdH2O auf der Oberseite der Agarplatte für die Behandlungsgruppe. Fügen Sie für die Fahrzeuggruppe eine Lösung mit 10 µL von DMSO mit 190 µL DdH2O auf der Oberseite der Agarplatte.
        Hinweis: Die Paraquat-Arbeitslösung kann 1 Monat bei 4 ° c aufbewahrt werden
      3. Sanft die Platten schwenken, bis das Medikament oder Fahrzeug überzieht die gesamte Fläche. Lassen Sie die Platten mit dem Deckel geschlossen bei Zimmertemperatur mindestens 1 h vor der Übertragung der Würmer trocknen.
        Hinweis: Droge Platten können auch vorbereitet werden, durch Hinzufügen von Drogen in der flüssigen NGM, bevor es erstarrt.
    4. 7. Tag: Transfer 10-20 2-Tag-alte Erwachsene transgener Tiere in Schritt 2.1.2 auf Platten mit entweder Paraquat, widerrufen, oder Fahrzeug (DMSO) vorbereitet. 2 Tage inkubieren Sie die transgenen Tiere bei 20 ° C.
    5. 9. Tag: Bereiten Sie 2 % Agarose-Pads (siehe Ergänzendes Material). Dann fügen Sie einen Tropfen (10 µL) von 20 mM Levamisol in M9 Schreibblock. Die transgenen Tiere für die Bildgebung, indem man sie in der Drop-M9-Levamisole zu immobilisieren. Legen Sie ein Deckglas vorsichtig auf der Oberseite.
    6. Erfassen Sie einzelne transgene Tiere verwenden eine Kamera an einem Epifluoreszenz Mikroskop angeschlossen. Erwerben Sie fluoreszierende Bilder des gesamten transgener Nematoden, die mit dem Ausdruck MtRosella in den Muskelzellen der Körperwand bei 10 X Vergrößerung5. Die gesammelten Bilder zu speichern.
    7. Die erworbenen Bilder mit ImageJ-Software verarbeitet. Analysieren Sie die Körperwand Muskelzellen befindet sich in den Kopf des Wurms Autofluoreszenz in das Darmgewebe zu vermeiden. Durchschnittliche Pixel Intensität Wert insgesamt Bereich und für jedes fluoreszierende Bild nur der Kopfbereich eines jeden Tieres zu messen. Analysieren Sie die spezifischen Interessengebiet:
      1. Wählen Sie unter "Bild" und "Farbe" Drop-Down-Menü Bilder konvertieren "split Kanal".
      2. Nutzen Sie das Tool "Freihandauswahl" um die fluoreszierenden Interessengebiet zu erfassen.
      3. Wählen Sie den Befehl "Messung" unter "analysieren" Drop-Down-Menü und eine Pixel Intensität durchzuführen.
      4. Pixel Intensität sollte normalisiert werden, indem man Intensität durch die Gesamtfläche analysiert. Berechnen Sie bei der Normalisierung die GFP DsRed Verhältnis22.
    8. Verwenden Sie statistische Analyse Software entweder führen Student t-Test (Vergleich zwischen beiden Gruppen) oder ANOVA (Vergleich zwischen mehreren Gruppen) für die statistische Analyse mit p < 0,05 als bedeutende5,17 .
  2. Mitophagy mit Co Lokalisierung zwischen DCT-1 und LGG-1 Bewertung
    Hinweis: DCT-1 ist ein äußeren Mitochondrien-Membran-Protein, die als Mitophagy Rezeptor in Reaktion auf stress Bedingungen, ähnlich wie seine vermeintliche Orthologe BNIP3 und NIX/BNIP3L in Säugetieren5wirkt. So wird Mitophagy Einleitung von Co Lokalisierung zwischen DCT-1 Mitophagy-Rezeptor und Autophagosomal Membranprotein LGG-1 (Homolog von Säugetieren LC3) bewertet.
    1. Tag 1: Pick L4-Larven von transgenen Tieren, die mit dem Ausdruck DCT-1::GFP und DsRed::LGG-1 in Körperwand Muskel Zellen5 auf eine OP50 ausgesät NGM Platte. Legen Sie ca. 5-10 Würmer/3.5 cm Platte, und verwenden Sie mindestens drei Platten zu. Die Nematoden bei 20 ° c inkubieren
      Hinweis: Transgene auf separaten Plasmide befinden und sie werden nicht in das Genom integriert. Nematoden, tragen rol-6(su1006) und p-Myo-2 GFP Contransformation Marker abholen. Nur express transgenen Würmer mit beide Contransformation Marker DCT-1::GFP und DsRed::LGG-1 im Körper-Wand Muskelzellen.
    2. Folgen Sie den Schritten von 2.1.2-2.1.5.
    3. Bild einzelne Körperwand Muskelzellen mit eine Kamera an einem confocal Mikroskop5,23angeschlossen. Die Grenzen des gesamten Körperwand Muskelzellen zu erkennen und nehmen Sie Z-Stapel Bilder unter 63 X Vergrößerung. Höherer Vergrößerung kann auch verwendet werden.
    4. Öffnen und Bearbeiten von Bildern mit der konfokalen Software erworben. Einleitung des Mitophagy wird durch Co Lokalisierung des Mitophagy-Rezeptors (DCT-1::GFP) die Autophagosomal-Marker (DsRed::LGG-1). Manuell messen Sie Co Lokalisierung Ereignisse in jedem Stapel der Körperwand Muskel Zelle5. Es ist wichtig, alle Einstellungen von Mikroskop und Kamera (Objektiv und Lupe, Filter, Belichtungszeit, Auflösung, Laserintensität, Gewinn, etc.) Experimente konstant zu halten. Alle Einstellungen sollten beachtet werden.
    5. Verwenden Sie statistische Analyse Software entweder führen Student t-Test (Vergleich zwischen beiden Gruppen) oder ANOVA (Vergleich zwischen mehreren Gruppen) für die statistische Analyse mit p < 0,05 als bedeutende5,17 . Für zwei-Wege-Vergleiche der Student t verwenden-test (p < 0,05 gilt als bedeutende). Verwenden Sie für Mehrfachvergleiche Einzelfaktor (ANOVA)-Varianz-Analyse, durch die post-Hoc Bonferroni Test korrigiert. Es wird empfohlen, mindestens 50-70 Tiere oder 30-50 Körperwand Muskelzellen für jede experimentelle Bedingung zu analysieren. Wiederhole das Experiment mindestens dreimal.

3. Nachweis von Mitophagy bei Mäusen

Hinweis: Bisherige Methoden zur Erkennung von Mitophagy bei Mäusen waren schwerfällig, unempfindlich und schwer zu quantifizieren. Transgenen Mausmodell mitochondriale ausgerichtete Form der fluoreszierenden Reporter Otamegane ausdrücken kann (Mt-Otamegane) jetzt genutzt werden, um Niveaus des Mitophagy in einer Vielzahl von physiologischen und pathophysiologischen Bedingungen festzusetzen.

  1. Einschläfern Sie Mäuse mit einem Protokoll genehmigt durch das institutionelle Animal Care und Use Committee14.
  2. Sichern Sie die Maus (ventrale Seite nach oben) auf die Arbeitsbühne mit Stiften in den Gliedern. Machen Sie einen Schnitt in den Unterleib mit Mikrochirurgie Schere und Pinzette, um die Leber24verfügbar zu machen. Schneiden Sie ein Stück der Leber (z.B. ein Stück des rechten Lappen 1 × 1 × 1 cm) mit Mikrochirurgie Schere und Zange.
    Hinweis: Nachweis von Mitophagy bei Mäusen ist kompliziert und erfordert Kenntnisse über Maus Anatomie und Umgang mit sehr geschickten Maus und Maus Chirurgie. Dieses Protokoll enthält grundlegende, wichtige Schritte auf diese Methode, und eine genauere Methode ist24.
  3. Legen Sie die Leber Probe auf einer Metallplatte auf dem Eis das Gewebe rasch abkühlen lassen. Halten Sie das Gewebe auf der kalten Metallplatte und bearbeiten Sie so schnell wie möglich. Optimal, innerhalb 1 h nach Dissektion zu nutzen.
  4. Heben Sie die Leber Probe mit gebogenen Pinzette und spülen Sie mit 5 mL eiskaltes 1 X PBS.
  5. Übertragen Sie die Leber auf einer Petrischale (Ø 100 mm) auf Eis mit einem Spatel Löffel Ende.
  6. Die Leber Probe von hand geschnitten Sie in 0,5-1 mm dicke Schichten mit Single-Rand klingen.
  7. Übertragen Sie die Gewebeschnitte auf einer Glasschale unten mit Mikrochirurgie Pinzette sorgfältig.
  8. Legen Sie vorsichtig die Leber Abschnitt mit Zangen, flach auf dem Boden.
  9. Die in Scheiben geschnittene Leber mit 3-5 Tropfen kalten 1 X PBS zu decken.
    Hinweis: DAPI-Färbung wird empfohlen, die Region des Interesses an bestimmten Geweben (z.B. Gehirn)24identifizieren. Um Co Lokalisierung des roten Mt-Otamegane Signals mit den Lysosomen zu validieren, können lysosomale Farbstoffe wie Dextran Kaskade blau und Lysosensor, gebrauchte24sein.
  10. Die Gewebeschnitte unter konfokalen Mikroskopie über zwei sequentielle Erregungen24Bild. Stellen zwei bildgebende Kanäle: "grüne" Mt-Otamegane Kanal (Erregung 458 nm, Emission 570-695-nm-Bereich) und "rot" Mt-Otamegane (Erregung 561 nm, Emission 570-695-nm-Bereich). Pflegen Sie bildgebende Einstellungen zwischen experimentellen Bedingungen. Analysieren Sie für eine effizientere Bildgebung zwei Tiere gleichzeitig.

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Representative Results

Erkennung von Mitophagy in menschlichen Zellen:

Bei der hier vorgestellten Verfahren wurden menschliche HeLa-Zellen mit Mt-Otamegane Plasmid transfiziert. Gesunde Zellen zeigten ein gut organisiertes mitochondriale Netz (GFP, 488 nm) mit wenigen Fälle von Mitophagy (RFP, 561 nm). Allerdings Zellen vorbehandelt mit einer mitochondrialen Entkuppler FCCP (30 µM für 3 h) eine tiefgreifende Steigerung im Mitophagy auftreten (Abbildung 1A) ausgestellt. Mitophagy wurde auch mit dem Co Lokalisierung zwischen LAMP2 und COXII (Abbildung 1 b) gemessen.

Erkennung von Mitophagy in C. Elegans

Wir untersuchten die Körperwand Muskel, den Zellen der transgene Fadenwürmer, die mit dem Ausdruck DsRed verschmolzen mit LGG-1 und MtRosella oder DCT-1 mit GFP unter normalen und Mitophagy-induzierenden Bedingungen wie oxidativer Stress verschmolzen. Transgene Tiere waren Paraquat (8 mM für 2 Tage) ausgesetzt. Mitophagy Induktion wird durch das verminderte GFP/DsRed-Verhältnis der MtRosella Fluoreszenz (Abbildung 2A). Darüber hinaus bedeutet die erhöhte Anzahl der Co Lokalisierung Ereignisse zwischen DCT-1::GFP und DsRed::LGG-1 Signale Mitophagy Anregung in Reaktion auf oxidativen Stress (Abb. 2 b).

Erkennung von Mitophagy unter Verwendung der Mt-Otamegane Mäuse:

Analyse von Mitophagy in Vivo Imaging bietet Einblick in Mitophagy in normalen und pathophysiologischen Bedingungen. Mit der oben beschriebenen Protokoll, kann Mitophagy auftreten in anderen Organ Gewebe wie Leber und Kleinhirn (Abbildung 3), mit konfokale Mitophagy visualisiert werden.

Figure 1
Abbildung 1: Verschiedene Methoden zur Mitophagy in den menschlichen Zellen auswerten. (A) menschliche HeLa-Zellen mit Mt-Otamegane Plasmid für drei Tage transfiziert wurden, gefolgt von Bildgebung bei beiden 488 nm und 561 nm. Als Positivkontrolle waren Ceflls mit FCCP (30 µM) 3 h vor Bildgebung behandelt. (B) Bilder der menschlichen primäre Fibroblasten gebeizt mit LAMP2 (RFP) und COXII (GFP). (C) Bilder von menschlichen Fibroblasten gebeizt mit Anti-TOM20 (rot) und Anti-LC3 (grün) Antikörper. Die Balken auf der rechten Seite zeigen das Auslesen der Mitochondrien Co Lokalisierung mit Autophagosom. Co Lokalisierung wird erhöht durch energetische Stress (Glukose-freie Galaktose Medien) und die Zugabe von lysosomalen Inhibitoren E64d und Pepstatin A (EP) für 24 h repräsentative Maßstabsleisten für (A), (B) und (C) mit der Bezeichnung am letzten Abbildung der einzelnen Panels unabhängig. Quantitative Daten erscheinen im Mittelwert ± S.E.M ***p < 0,001; t-test. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2. In Vivo Nachweis von Mitophagy in C. Elegans. (A) transgener Nematoden mit dem Ausdruck MtRosella in den Muskelzellen Körperwand mit 8 mM Paraquat behandelt wurden. Mitophagy Stimulation durch das verminderte Verhältnis zwischen pH-Sensitive GFP zu pH-unempfindliche DsRed bezeichnet wird (n = 50; ***p < 0,001; t-test). Pfeilspitzen hinweisen Darm Autofluoreszenz. Maßstabsleisten bezeichnen 20 µm. Erwerb Details: Belichtungszeit, 200 ms; Kontrast, mittlere. Bilder wurden mit einem 10 X-Objektiv erworben. Quantitative Daten werden im Mittelwert ± S.E.M Werte angezeigt. (B) transgener Nematoden Co Ausdruck Mitophagy Rezeptor, die DCT-1 mit GFP zusammen mit dem Autophagosomal Protein fusioniert, die LGG-1 mit DsRed in den Muskelzellen Körperwand verschmolzen waren 8 mM Paraquat ausgesetzt. Mitophagy Induktion durch Co Lokalisierung der GLP bezeichnet wird und DsRed-Signale (für jede Gruppe von Bildern DCT-1 auf Top, Autophagosom unten in rot und eine zusammengeführte Bild unten; grün dargestellt ist n = 30; ***p < 0,001; t-test). Verkauf Bars bezeichnen 20 µm. Erwerb Details: Auflösung 1.024 X 1.024; Meister zu gewinnen, Track1: 562 und Track2: 730; Emission Filter, Track1 Channel1: 639 nm und Track2 Channel2: 519 nm; Laser-Intensität, Track1 (543 nm): 12,9 % und Track2 (488 nm): 39,4 %. Bilder wurden mit einem 40 X Objektiv erworben. Quantitative Daten erscheinen im Mittelwert ± S.E.M Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.

Figure 3
Abbildung 3. In Vivo Nachweis von Mitophagy bei transgenen Mäusen Mt-Otamegane. Repräsentative Bilder von Mt-Otamegane Signale in der Leber (oben) und Kleinhirn-Bereich (einschließlich Purkinje-Zellen, untere Leiste) Mausklick Mt-Otamegane (458 nm, grün; 561 nm, rot). Maßstabsleiste bezeichnet 10 µm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Discussion

Genaue Messung des Mitophagy ist technisch anspruchsvoll. Hier haben wir mehrere robuste Techniken vorgestellt, die sowohl qualitativen Nachweis von Mitophagy und Quantifizierung der Mitophagy Ebenen in alle gängigen Labor experimentelle Modelle ermöglichen.

Um reproduzierbare Daten zu erhalten, ist ein experimentelles Design mit mindestens drei biologische Wiederholungen notwendig. Alle Forscher in Experimenten und Analyse beteiligt müssen experimentelle Gruppe Identitäten Blenden zu lassen. Darüber hinaus muss die imaging-Felder nach dem Zufallsprinzip während der Bildaufnahme gewählt werden. Für Zellkultur und C. Elegans Studien sollten mindestens drei biologische Wiederholungen durchgeführt werden. Für Mt-Otamegane Studien an Mäusen empfiehlt es sich, eine ausreichende Anzahl von Mäusen zu verwenden, um statistische Signifikanz zu erreichen. Säugetierzellen 30-100 Zellen für jedes Experiment zu analysieren, und mindestens 3 verschiedene Experimente durchführen. Quality Control bei diesen Schritten ermöglicht reproduzierbare Ergebnisse. Erkennung von Mitophagy in der Hefe wurde vor kurzem an anderer Stelle25zusammengefasst.

Es gibt mehrere wichtige Schritte in die in-vitro- Mitophagy Erkennungstechniken. Transfektion Effizienz, die abhängig von der Qualität der Reagenzien und der DNA verwendet, während der Transfektion von Mt-Otamegane Protein ist von entscheidender Bedeutung. Somit ist die Optimierung des Wirkungsgrades Transfektion unter verschiedenen Bedingungen (z. B.mit verschiedenen Zelllinien) notwendig. Für die LAMP2/COXII-Methode Antikörperbesonderheit und optimale Primärantikörper Verdünnung Falten beeinflussen die Qualität der Bilder und sollten vor Beginn der Experimente getestet werden. Das gleiche gilt für das High-Content bildgebende Verfahren, wo Antikörper Qualität und Verdünnung ausschlaggebend sind. Das automatisierte Mikroskopie-System und die individuelle Analyse-Protokoll ermöglicht die Darstellung und Analyse von mindestens 1.500 Zellen/Zustand, wodurch die Ergebnisse äußerst robust im Vergleich zu anderen in-Vivo imaging-basierte Methoden. Darüber hinaus enthält das Analyse-Protokoll Daten über weitere mitochondriale Parameter wie Länge und insgesamt auf eine Zelle für Zelle-Basis, die sehr nützlich in der Mitophagy Forschung ist.

In einigen Fällen es empfiehlt sich nicht die NS1 LAMP2 mit mitochondrialen Außenmembran Proteine wie TOMM20 assay. Einem sehr frühen Stadium des Mitophagy beinhalten Parkin-vermittelten Ubiquitination der mitochondrialen Außenmembran Proteine, einschließlich TOMM20 und Mitofusin-1 (MFN1). Parkin Konjugate mehrere verschiedene Ubiquitin Kette Verknüpfungen auf diese Proteine einschließlich K48 verknüpft Ubiquitin-Ketten, die Förderung der Abbau des Proteins durch das Proteasom 26S. Daher können diese Ubiquitinated mitochondrialen Außenmembran Proteine noch abgebaut werden, obwohl Mitophagy blockierte6ist. Dies kann die Daten, die in Fehlalarme in insgesamt Dateninterpretation verzerren. Darüber hinaus Beseitigung der mitochondrialen DNA (MtDNA ausgedehnt) ist ein zweiter Indikator für Mitophagy, und es kann durch Immunfluoreszenz mit einem Anti-DNA-Antikörper6quantifiziert werden.

Einige wichtige Schritte zur Überwachung der in Vivo Mitophagy in C. Elegans sind nachfolgend aufgeführt:

1. Übertragung der transgene Tiere zu neuen Platten alle 24-48 h empfiehlt sich der Auswuchs der Nachkommen, zu vermeiden, führt zu eine Mischpopulation oder Hunger, die selbst kann Mitophagy auslösen. Daher sollte nicht verhungert Nematoden verwendet werden.

2. Levamisol ist eine milde Narkose dient zum Nematoden zu immobilisieren. Vermeidung von Anästhetika, die mitochondriale Aktivität, z. B. Natriumazid beeinträchtigen könnten. Natriumazid blockiert Komponenten der mitochondrialen Atmungskette und Energieerzeugung, führt zu mitochondrialen und oxidativen Stress stört. Natriumazid wird somit voraussichtlich Mitophagy auslösen.

3. Proben darf nicht austrocknen während mikroskopische Untersuchung. Daher empfiehlt die Verwendung von M9 Puffer anstelle von Wasser günstigen osmotischen Verhältnisse zu gewährleisten.

(4) Darm Autofluoreszenz steigt mit dem Alter in C. Elegans. So sollte Körperwand Muskelzellen in der Nähe des Darms während mikroskopische Untersuchung vermieden werden.

(5) unterlässt Paraquat induzieren Mitophagy: a. erhöhen Paraquat Belichtungszeit auf Würmer, b. Erhöhung der Paraquat Konzentration oder c. vorzubereiten einen frischer Tanklösung von Paraquat, da seine Wirksamkeit im Laufe der Zeit abnimmt.

6. wenn matricidal Schlupf erhöht wird bei Würmern ausgesetzt, Paraquat, entweder beobachtet: a. reduzieren die Zeit der Paraquat-Behandlung, b. verringern Sie Paraquat Konzentration, c. Ergänzung Platten mit Fluorodeoxyuridine (FUdR) (Final Konzentration von 100-400 μM), ein Inhibitor der DNA-Synthese, das Ei schlüpfen oder d. verhindert führen das Experiment im älteren Würmer (z.B. 4-Tag-alte Würmer).

Dieses Verfahren beschreibt die Schritte zur Aufnahme von Mitophagy in der Leber mit der Mt-Otamegane transgene Mäuse, wie in Abbildung 3dargestellt. Gewebe außerhalb des Gehirn und Leber wurden mit der Mt-Otamegane System14analysiert. Dual-Erregung Verhältnis Bildgebung in der Leber Gewebe wird über zwei sequentielle Erregungen gewonnen. Alle Bilder müssen frisch ausgeschnittenen Organe entnommen werden. Gewebe geprüft sollte kalt und verarbeiteten so schnell wie möglich gehalten werden. Leber Scheiben erhalten Sie in jedem Alter. Beim Mitophagy abbilden, optimieren Sie Laser Befugnisse und Belichtung Zeiten für jedes Organ bei der mikroskopischen Analyse. Laserleistung sollte mit der niedrigsten Leistung festgelegt werden, die klare Visualisierung der Mt-Otamegane Signal14ermöglicht. Es gibt jedoch einige Einschränkungen für den Mt-Otamegane transgenen Mäusen. Aufgrund der Instabilität des Tages sowie den Verlust eines pH-Gradienten durch die lysosomale Membran unter Fixierung eignet sich diese Maus-Modell nicht für Cryo-schneiden und Immunohistochemistry. Eine weitere Einschränkung ist, dass Mt-Otamegane oder Matrix Aggregate dieses Proteins beeinträchtigen unbekannte mitochondriale oder zelluläre Funktionen, obwohl es nicht mitochondriale Sauerstoff Verbrauch Rate14ändert. Außerdem machen die Zeit und Kosten im Zusammenhang mit Mt-Otamegane Mäuse es weniger wünschenswert für Hochdurchsatz-Analyse als die vorgenannten Zellkultur und C. Elegans Methoden. Neben den hier genannten Methoden sind andere Wege, um quantitativ Mitophagy bei Mt-Otamegane Mäusen studieren Western-Blot oder FACS. Neben den Mt-Otamegane transgenen Mäusen zu merken gibt es ein weiteres Mitophagy-Maus-Modell der "Mito-QC", einem transgenen Mausmodell mit einem pH-Sensitive mitochondriale Fluoreszenzsignal26. Aufgrund der Komplexität und Dynamik der Mitophagy empfehlen wir die Kombination der oben genannten Fluoreszenz-Methoden mit anderen gemeinsamen Mitophagy Nachweisverfahren, wie z. B. Elektronenmikroskopie und Western blotting, um die Ergebnisse zu stärken.

Die Entwicklung von neuen Mitophagy Erkennungstechniken wie den hier genannten haben breite Anwendungen von mechanistische Studien von Mitophagy, Hochdurchsatz-Drogen-Bildschirme. Es sei darauf hingewiesen, dass die Mitophagy leicht durch endogene und exogene Schwankungen (z.B., Zelle Kulturbedingungen wie Zelldichte, Hunger, Hypoxie) betroffen ist 1 , 5 , 8. Daher ist es sehr wichtig, dass die gleichen Versuchsbedingungen für alle Experimente gepflegt werden. Es ist wichtig, eine Kombination von verschiedenen Mitophagy Nachweismethoden in in Vitro und in Vivo Studien zu verwenden, um die richtige Interpretation des Mitophagy-Status zu überprüfen. Weitere Verständnis der Mechanismen der Mitophagy, erreicht durch hierin genannten Techniken ermöglicht die Entwicklung von neue, präzisere Methoden der Mitophagy-Erkennung.

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Disclosures

Die Bohr-Labor hat CRADA Vereinbarungen mit ChromaDex und GlaxoSmithKline.

Acknowledgments

Wir danken Dr. Atsushi Miyawaki und Dr. Richard J. Youle für den Austausch der Mt-Otamegane Plasmid und Mt-Otamegane integriert Hela-Zellen. Raghavendra A. Shamanna und Dr. Deborah L. Croteau danken wir für die kritische Lektüre des Manuskripts. Diese Forschung durch den intramuralen Forschungsprogramm des NIH (VAB) unterstützt wurde, Nationales Institut auf Altern sowie ein 2014-2015 und 2016-2017 NIA Intra-Labor (EFF, VAB) gewähren. EFF wurde unterstützt durch das SOR-OST RHF (Projekt Nr.: 2017056) und Research Council of Norway (Projekt-Nr.: 262175).

AUTOR BEITRÄGE:

EFF gestaltet das Manuskript und den Entwurf; KP, NS, EMF, RDS, JSK, SAC, YH und ED schrieb verschiedene Abschnitte des Papiers; NT, JP, HN und VAB überarbeitet das Manuskript und Know-how zur Verfügung.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
mt-Keima mouse Jackson Laboratory
Lipofectamine 2000 DNA transfection reagent Thermofisher #11668027
Opti-MEM medium (Gibco) Thermofisher #31985062 serum-free medium
mtKemia plasmid: pCHAC-mt-mKeima addgene #72342
COXII antibody (mouse) abcam #ab110258
LAMP2 antibody (rabbit) NOVUS #CD107b
goat-anti-rabbit with wavelength 568 nm of red fluorescent protein (RFP) Thermofisher #Z25306 Alexa Fluor 568 dye
goat-anti-mouse with wavelength 488 nm of green fluorescent protein (GFP) Thermofisher #Z25002 Alexa Fluor 488 dye
prolong gold antifade with DAPI Invitrogen #P36931
6-well plate SIGMA
Corning Costar
#CLS3516
4-well chamber slide THermofisher, Nunc Lab-Tek #171080
Nunc F 96-well plate Thermofisher #152038
LC3B antibody rabbit NOVUS #NB100-2220
DNA antibody Progen Biotechnik #anti-DNA mouse monoclonal, AC-30-10
DAPI Thermofisher #D1306 antifade mounting medium with DAPI
IN Cell analyzer (fluorescent reader ) GE Healthcare Life Sciences #IN Cell analyzer 2200
Eclipse TE-2000e confocal microscope Nikon #TE-2000e
Colocalization software Volocity #Volocity 6.3 alternative Zeiss ZEN 2012 software
IN Cell Investigator Software GE Healthcare Life Sciences #28408974
cell culture medium Thermofisher #DMEM–Dulbecco's Modified Eagle Medium
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Thermofisher #15140122
Fetal Bovine Serum Sigma-Aldrich #12003C-1000ML
Cell culture Incubator Thermofisher #Thermo Forma 3110 CO2 Water Jacketed Incubator
epifluorescence microscope Zeiss Zeiss Axio Imager Z2
camera Olympus Olympus DP71
confocal microscope Zeiss Zeiss Axio Observer Z1
confocal software Zeiss ZEN 2012
image analysis software Image J colocalization analysis, etc https://imagej.nih.gov/ij/
statistical analysis software GraphPad Software Inc., San Diego, USA GraphPad Prism software package
material to make a worm pick Surepure Chemetals #4655 The pick is made of 30 gauge 90% platinum 10% iridium wire
IR: N2;Ex[pmyo-3 TOMM-20::Rosella] Material inquiry to Tavernarakis Nektarios Maintain transgenic animals at 20 °C
IR: N2; Ex[pdct-1 DCT-1::GFP; pmyo-3 DsRed::LGG-1] Material inquiry to Tavernarakis Nektarios
pmyo-3 TOMM-20::Rosella Material inquiry to Tavernarakis Nektarios
pdct-1 DCT-1::GFP Material inquiry to Tavernarakis Nektarios
pmyo-3 DsRed::LGG-1 Material inquiry to Tavernarakis Nektarios
Paraquat solution see supplementary data for preparation
M9 buffer see supplementary data for preparation
M9-levamisole buffer see supplementary data for preparation
Glass Microscope Slides and Coverslips Fisher Scientific #B9992000
Surgical forceps STERIS Animal Health 19 Piece Canine Spay Pack Economy
Surgical scissors STERIS Animal Health 19 Piece Canine Spay Pack Economy
1x PBS Thermofisher #AM9625 10x PBS needs to be diluted to 1x PBS by using ddH2O
shaker Fisher Scientific #11-676-178 Thermo Scientific MaxQ HP Tabletop Orbital Small Open Air Platform Shaker Package A
2% agarose pad see supplementary data for preparation
Vibroslice blades World precision instruments #BLADES-2 single-edge blade
metal plate MSC #78803988 0.012 in thick x 6 in wide x 12 in long, 430 Stainless Steel Sheet
Triton X-100 detergent
Methyl viologen dichloride hydrate Sigma-Aldrich #856177 paraquat
Incubator for nematodes AQUALYTIC Incubator to maintain 20 °C
Dissecting stereomicroscope Olympus SMZ645
Confocal microscope Zeiss AxioObserver Z1 For nematodes (step 2)
epifluorescence microscope Zeiss AxioImager Z2 For nematodes (step 2)
UV crosslinker Vilber Lourmat BIO-LINK – BLX-E365 UV light source; 356 nm

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References

  1. Fang, E. F., et al. Nuclear DNA damage signalling to mitochondria in ageing. Nat Rev Mol Cell Biol. 17, (5), 308-321 (2016).
  2. Scheibye-Knudsen, M., Fang, E. F., Croteau, D. L., Wilson, D. M. 3rd, Bohr, V. A. Protecting the mitochondrial powerhouse. Trends Cell Biol. 25, (3), 158-170 (2015).
  3. Sun, N., Youle, R. J., Finkel, T. The Mitochondrial Basis of Aging. Mol Cell. 61, (5), 654-666 (2016).
  4. Shadel, G. S., Horvath, T. L. Mitochondrial ROS signaling in organismal homeostasis. Cell. 163, (3), 560-569 (2015).
  5. Palikaras, K., Lionaki, E., Tavernarakis, N. Coordination of mitophagy and mitochondrial biogenesis during ageing in C. elegans. Nature. 521, (7553), 525-528 (2015).
  6. Lazarou, M., et al. The ubiquitin kinase PINK1 recruits autophagy receptors to induce mitophagy. Nature. 524, (7565), 309-314 (2015).
  7. Kerr, J. S., et al. Mitophagy and Alzheimer's Disease: Cellular and Molecular Mechanisms. Trends neurosci. 40, (3), 151-166 (2017).
  8. Fivenson, E. M., et al. Mitophagy in neurodegeneration and aging. Neurochem Int. (2017).
  9. Menzies, F. M., Fleming, A., Rubinsztein, D. C. Compromised autophagy and neurodegenerative diseases. Nat Rev Neurosci. 16, (6), 345-357 (2015).
  10. Rubinsztein, D. C., Shpilka, T., Elazar, Z. Mechanisms of autophagosome biogenesis. Curr Biol. 22, (1), R29-R34 (2012).
  11. Kerr, J. S., et al. Mitophagy and Alzheimer's disease: cellular and molecular mechanisms. Trends neurosci. 40, (3), 151-166 (2017).
  12. Menzies, F. M., Moreau, K., Puri, C., Renna, M., Rubinsztein, D. C. Measurement of autophagic activity in mammalian cells. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 15, Unit 15 16 (2012).
  13. Katayama, H., Kogure, T., Mizushima, N., Yoshimori, T., Miyawaki, A. A sensitive and quantitative technique for detecting autophagic events based on lysosomal delivery. Chem Biol. 18, (8), 1042-1052 (2011).
  14. Sun, N., et al. Measuring In Vivo Mitophagy. Mol Cell. 60, (4), 685-696 (2015).
  15. Fang, E. F., et al. Defective mitophagy in XPA via PARP-1 hyperactivation and NAD(+)/SIRT1 reduction. Cell. 157, (4), 882-896 (2014).
  16. Diot, A., et al. A novel quantitative assay of mitophagy: Combining high content fluorescence microscopy and mitochondrial DNA load to quantify mitophagy and identify novel pharmacological tools against pathogenic heteroplasmic mtDNA. Pharmacol Res. 100, 24-35 (2015).
  17. Schiavi, A., et al. Iron-Starvation-Induced Mitophagy Mediates Lifespan Extension upon Mitochondrial Stress in C. elegans. Curr Biol. 25, (14), 1810-1822 (2015).
  18. Rosado, C. J., Mijaljica, D., Hatzinisiriou, I., Prescott, M., Devenish, R. J. Rosella: a fluorescent pH-biosensor for reporting vacuolar turnover of cytosol and organelles in yeast. Autophagy. 4, (2), 205-213 (2008).
  19. Sargsyan, A., et al. Rapid parallel measurements of macroautophagy and mitophagy in mammalian cells using a single fluorescent biosensor. Sci Rep. 5, 12397 (2015).
  20. Altun, Z. F., Hall, D. H. Introduction to C. elegans anatomy. WormAtlas. (2009).
  21. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An introduction to worm lab: from culturing worms to mutagenesis. J Vis Exp. (47), e2293 (2011).
  22. Palikaras, K., Tavernarakis, N. In vivo Mitophagy Monitoring in Caenorhabditis elegans to Determine Mitochondrial Homeostasis. Bio Protoc. 7, (7), e2215 (2017).
  23. Palikaras, K., Tavernarakis, N. Assessing Mitochondrial Selective Autophagy in the Nematode Caenorhabditis elegans. Methods Mol Biol. 1567, 349-361 (2017).
  24. Sun, N., et al. A fluorescence-based imaging method to measure in vitro and in vivo mitophagy using mt-Keima. Nat Protoc. 12, (8), 1576-1587 (2017).
  25. Eiyama, A., Okamoto, K. Assays for Mitophagy in Yeast. Methods Mol Biol. 1567, 337-347 (2017).
  26. McWilliams, T. G., et al. mito-QC illuminates mitophagy and mitochondrial architecture in vivo. J Cell Biol. 214, (3), 333-345 (2016).

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