Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Het doel van dit protocol is om in kleine en grote dieren veilige obductie-technieken aan te tonen voor het verkrijgen van bevredigende weefselmonsters voor rabiës testen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Het laboratorium van de New Yorkse staat Department of Health (nysdoh) rabiës ontvangt jaarlijks tussen 6.000 en 9.000 specimens en voert rabiës testen uit voor de gehele staat, met uitzondering van New York City. Het rabiës laboratorium necropsies een verscheidenheid van dieren, variërend in grootte van vleermuizen tot bovids. De meeste van deze specimens zijn dieren die neurologische symptomen vertonen, maar minder dan 10% test in feite positief voor rabiës; veroorzaken trauma, laesies of andere infectieuze agentia als de oorzaak van deze symptomen. Vanwege het risico op het aerosolizing van niet-gediagnosticeerde infectieuze agentia gebruikt het rabiës laboratorium geen elektrisch gereedschap of zagen. Drie necropsie technieken zullen worden gepresenteerd voor dieren waarvan de schedels ondoordringbaar zijn met een schaar. Het laboratorium heeft deze technieken geïmplementeerd om mogelijke blootstelling aan infectieuze agentia te verminderen, onnodige manipulatie van het preparaat te elimineren en de verwerkingstijd te verkorten. De voordelen van een voorkeurs techniek in tegenstelling tot de andere zijn onderhevig aan de getrainde individuele verwerking van het preparaat.

Introduction

Werken aan de obductie-vloer van een rabiës laboratorium is inherent gevaarlijk. Soms komen specimens met ingesloten stekelvarken Quills, vreemde voorwerpen met inbegrip van pijlen/kogels/pellets of blootgestelde bot scherven die de beschermende scheepvaart wrap kunnen doordringen. Onjuiste verpakking kan leiden tot lekkage, waardoor personen die specimens uitpakken, in gevaar worden gebracht. Naast lichamelijk letsel riskeren obductie technici de blootstelling aan onbekende zoönoseverwekkers uit het CZS en lichaamsvloeistoffen van de specimens. Bovendien kunnen ectoparasieten die door het specimen worden gedragen andere zoönoseverwekkers overdragen, aangezien vlooien en teken vaak voorkomen op ingediende dieren. Afhankelijk van de geografische ligging en de soorten die betrokken zijn, variëren de blootgestelde ziekten. Arbovirussen zoals Eastern Equine encefalitis virus (eeev) of West Nile Virus (WNV), door teken overgedragen ziekten zoals de ziekte van Lyme of tularemia, bacteriën die Q-koorts of tuberculose veroorzaken, en infectieuze prionen noemen een klein aantal van de mogelijke gevaren1 , 2 , 3.

Het doel van deze methoden is om te demonstreren veilige en efficiënte obductie technieken met behulp van instrumenten die het potentieel voor verstuiving in tegenstelling tot elektrisch gereedschap of zagen4,5minimaliseren. Gewoonlijk vereist de obductie van kleine dieren in het rabiës laboratorium de schedel spieren weg te knippen en een hamer en beitel te gebruiken om het caudale ruggedeelte van de calvarium6te openen. Het verwijderen van dit gebied van calvarium blootstelt de Hind hersenen, met inbegrip van de hele cerebellum en craniale hersenstam. Gemodificeerde necropsie technieken kunnen worden uitgevoerd op het ventrale deel van de schedel, waarbij de grote schedel spieren en de dikkere gebieden van de schedel worden vermeden. Deze gemodificeerde obductie technieken zijn echter alleen mogelijk wanneer het preparaat zonder halswervels is.

Evenzo kan hersenweefsel bij grote dieren worden verwijderd door de schedel spieren te scheiden en het caudal ruggedeelte van de schedel7te openen. Er is aanzienlijke inspanning nodig om het cerebellum en de hersenstam bloot te leggen, omdat de schedels van grotere dieren over het algemeen dikker zijn. Om te voorkomen dat de schedel indringt, wordt het hoofd van een groot dier gepositioneerd zodat het ventro-caudale gedeelte van de schedel naar de technicus wordt gericht. Met behulp van gemodificeerde instrumenten worden de cerebellum en de hersenstam verwijderd door het foramen magnum. Dit is vergelijkbaar met de steekproefmethode die wordt aanbevolen door het TSE-onderzoek van de Europese Unie voor onderzoeken naar overdraagbare spongiforme encefalopathie (TSE)8. Craniale wervels moeten vooraf worden verwijderd om toegang te geven tot het foramen magnum.

Toepassing van deze technieken zijn gunstig voor voldoende opgeleide technici in rabiës laboratoria. Aangezien het laboratorium van rabiës monsters van verschillende groottes ontvangt, van jonge vleermuizen tot volwassen trekpaarden9, heeft de technicus verschillende methoden om uit te kiezen op basis van de individuele omstandigheid. De methode die wordt gedemonstreerd voor een groot dier is ook geschikt voor dierenartsen die necropsies uitvoeren in het veld, omdat het verzenden van een hele grote dierlijke kop voor rabiës testen omslachtig en kostbaar is. Het implementeren van een van deze technieken zal de veiligheid verbeteren door het potentieel van Aerosol productie te verminderen, de behandeling van het preparaat te reduceren en de verwerkingstijd te besparen. Aangezien het veld echter niet dezelfde voordelen heeft als een specifiek laboratorium voor rabiës testen, is het van wezenlijk belang dat alle wijzigingen in deze procedures gericht zijn op veiligheid, in het bijzonder het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Wadsworth Center institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC).

1. voorbereiding

  1. Don PPE, bij minimale oogbescherming (bril of gelaatsscherm), chirurgisch of N-95 masker, en niet-latex handschoenen.
  2. Werkruimte voorbereiden, idealiter een bio-Safety Cabinet (BSC), met een wegwerp werkoppervlak bekleding (bijv. Kraft papier of absorberende pads) en schone obductie instrumenten (Figuur 1).
  3. Plaats het preparaat op het werkoppervlak en gebruik instrumenten om het te manipuleren om de toestand van het monster te beoordelen, met inbegrip van bewijs van ontleding, beschadiging van de schedel, mogelijke gevaren (bijv. stekelvarken Quills, scalpel bladen) en de kwaliteit van de onthoofding.

2. ventrale methode

Opmerking: wanneer het preparaat op de kaaklijn goed is onthoofd, zullen de foramen magnum en de occipitale condyle worden blootgesteld. De ventrale methode is minder ingewikkeld voor het ophalen van de cerebellum en de hersenstam.

  1. Plaats het preparaat met de ventrale kant omhoog en de neus geleide naar de achterkant van de BSC.
  2. Houd een orthopedische hamer/hamer in de rechterhand (als rechtshandig) en op hetzelfde moment houden een worden beitel in de linkerhand.
  3. Plaats de beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel die tussen de rechterkant van het temporale bot en het occipitale bot leidt en een "V"-opening maakt.
  4. Sla de bovenkant van de beitel met de hamer tot de twee botten scheiden. Maak de snede naast het basisfenoïde bot.
  5. Herhaal dit aan de linkerzijde van het temporale bot/occipitale bot (Figuur 2a).
  6. Buig het "V"-gebied van de schedel naar beneden met de beitel. Blootstellen van het gehele Rhombencephalon gebied van de hersenen (cerebellum en hersenstam) (Figuur 2b).
  7. Schep de hersenstam en het cerebellum uit met een schaar en een tang. Verwijder alle overgebleven stukken uit de schedel als de hersenstam en het cerebellum niet in een enkel stuk uit komen.

3. dorsale methode

Opmerking: als het preparaat een slechte onthoofding heeft (foramen magnum niet zichtbaar) en de nek niet gemakkelijk kan worden verwijderd tijdens obductie of als schade aan het cerebellum wordt vermoed, moet de rugmethode worden gebruikt.

  1. Plaats het preparaat dorsaal met de neus die DISTAAL naar de achterkant van BSC leidt.
  2. Met behulp van tumor tenacula, pak de linker temporele spier met tanden van tenacula en vergrendelen door het handvat te knijpen.
  3. Snijd de temporale spier tot bot met scherp snijmes.
  4. Draai het preparaat 180 ° met tenacula en mes (niet met de hand) en herhaal het proces op de tegenovergestelde temporele spier. Bloot de schedel.
  5. Plaats een beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel op het midden van de schedel op het moment van het pariëtale en het intraparietale bot.
  6. Sla de bovenkant van de beitel op met een hamer totdat er een horizontale opening wordt gemaakt op de bovenste helft van de schedel bij pariëtale botten.
  7. Draai het preparaat 180 ° en herhaal het proces aan de andere kant.
  8. Steek het punt van de beitel in het uiteinde van snede 1 (Figuur 3a) en op 90 ° van de horizontale opening. Sla met de hamer op tot de opening het occipitale bot bereikt (ongeveer 10 cm afhankelijk van de grootte van het preparaat).
  9. Rol het preparaat en herhaal aan de andere kant aan het einde van snede 2.
    Let op: met specimen rug en neus gepositioneerd naar de achterkant van BSC, de openingen in de schedel lijken op een ondersteboven "U".
  10. Steek de tanden van de tenacula in de schedel onderaan de "U" en wrik naar zichzelf. Bloot het caudale uiteinde van het hersenen en het cerebellum (Figuur 3b).
  11. Gebruik een schaar als schep en wrik uit hele cerebellum uit binnen de holte.
  12. Gebruik weefsel tang om de hersenstam van de foramen te plagen.

4. grote dier methode

  1. Plaats het preparaat zodanig dat het rugdeel van de schedel in aanraking komt met het oppervlak van de necropsie met het caudale gedeelte van de schedel en foramen magnum tegenover de technicus.
  2. Plaats het gemodificeerde stiletto-mes zo ver mogelijk in de foramen magnum tussen het ruggenmerg en de spinale hersenvliezen.
  3. Scoor rond het ruggenmerg om het cerebellum en de hersenstam van de spinale hersenvliezen te scheiden. Nadat het mes door het foramen magnum is ingebracht, moet het mes voorzichtig zo veel mogelijk langs de schedel volgen.
  4. Voeg een chemie spatel of dunne, lang behandelde lepel in de ruimte tussen het zenuwweefsel en de ruggengraat hersenvliezen.
  5. Sonde rond het ruggenmerg en de cerebellum om ervoor te zorgen dat de verbinding met de spinale hersenvliezen zijn verbroken.
  6. Houd de hersenstam met een tang. Met de andere kant, vooruit de lepel rostrally dan schrapen om te schepping van het cerebellum. Trek tegelijkertijd de hersenstam terug met de Tang en schep het cerebellum met behulp van de lepel uit.
    Opmerking: het kan meer dan één poging om voldoende cerebellum voor rabiës testen te herstellen.

5. post obductie

  1. Gooi alle wegwerp materialen (handschoenen, pads, werkruimte bekledingen) en ongebruikte weefsels in biologisch gevaarlijk afval weg.
  2. Reinig en desinfecteer alle instrumenten met de beschikbare methode (bijv. industriële vaatwasser, autoclaaf, chemisch ontsmettingsmiddel, koken).
  3. Reinig en desinfecteer alle werkoppervlakken met 20% bleekwater en/of 70% ethanol.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Alle terrestrische monsters die met schedels werden ingediend tussen 31 januari 2019 en 28 februari 2019 hadden informatie over de aanwezigheid van een nek en de verzamelde methode van obductie. Gedurende die tijd werden 170 hoofden geobduceerd met 18 soorten vertegenwoordigd. 52% (89/170) werd goed onthoofd. De resterende had ten minste één wervel, met inbegrip van drie hele lichaam specimens. De ventrale methode werd gebruikt 75% (128/170) van de tijd, van die, nek waren aanwezig op 49. Monsters die met een nek worden ingediend, zullen tijdens de obductie worden verwijderd om de ventrale methode zoveel mogelijk toe te laten. Drie grote dieren (koe, hert, varken) werden ingediend en in twee gevallen werd het grote dier protocol gebruikt. Het grote dier protocol werd niet gebruikt op het varken omdat extra hersenweefsel monsters nodig waren voor extra testen. Een eekhoorn werd ingediend met een gemalen schedel en gewoon het snijden van de huid blootgesteld hersenweefsel, dus geen van de bovenstaande methoden werden gebruikt (tabel 1).

Op vers intacte inzendingen zullen alle drie de methoden resulteren in het vereiste weefsel voor betrouwbare rabiës diagnostische testresultaten. Af en toe kunnen de cerebellum en de hersenstam niet intact worden verwijderd, hoewel deze weefsels na het verwijderen van al het weefsel uit de achterhersenen kunnen worden geïdentificeerd en dienovereenkomstig worden verwerkt.

Deze drie waardevolle methoden kunnen niet compenseren voor slechte specimen kwaliteit die vóór ontvangst in het lab wordt veroorzaakt. Trauma, ontleding en slechte onthoofding methoden kunnen invloed hebben op het resultaat, ongeacht hoe efficiënt de monsters worden verzameld.

Figure 1
Figuur 1: instrumenten die worden gebruikt bij de obductie van rabiës. Gebogen scherp-Blunt Mayo schaar, glad-getipt weefsel dressing Tang zonder tanden, wethouder orthopedische bot beitel, orthopedisch hamer-hamer, vergrendeling tumor-tenacula, restaurant-kwaliteit carving mes, gemodificeerde stiletto mes, chemie lepel, en geslepen eetlepel. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: ventrale methode van obductie. A) locatie van de sneden: plaats punt van een beitel aan de basis van de pijl, knip in de richting van de groene pijl en herhaal de gele pijl die een "V" rond het foramen magnum vormt. Pry "V" naar beneden om de hersenstam en cerebellum bloot. B) hersenstam (groen) en cerebellum (blauw) bij blootstelling met behulp van de ventrale methode van obductie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: rugmethode van obductie. A) locatie van de sneden: plaats punt van een beitel aan de basis van de pijl en knip in de richting van de pijl in de aangegeven volgorde van een "U". Pry "U" naar beneden om het cerebellum met de hersenstam eronder bloot. B) cerebellum (omcirkeld) wanneer het wordt blootgesteld met behulp van de dorsale methode. Hersenstam ligt direct onder en is niet zichtbaar totdat cerebellum wordt verwijderd. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Soort(en) vaste wervels gebruikte methode V = ventral, D = dorsaal, LA = groot dier Totale Opmerkingen
Dragen No V 2
Cat No V 32
Cat No D 3 2 klein genoeg om schedel met schaar te openen, 1 had abces die werd onderzocht blootstelling van de top van de schedel
Cat Ja V 11
Cat Ja D 8
Koe No La 1
Coyote No V 1
Coyote Ja V 2
Coyote Ja D 3
Herten No La 1
Hond No V 19
Hond No D 3
Hond Ja V 2 1 was kleine hond
Hond Ja D 18
Ferret No V 1
Fisher No V 1
vliegende eekhoorn Ja D 1 hele lichaam
grijze vos No V 2
grijze vos Ja V 4
Varken Ja V 1
Porcupine No V 1
Wasbeer No V 16
Wasbeer No D 1 Bevroren
Wasbeer Ja V 26
Red Fox No V 2
Skunk No V 1
Skunk Ja V 3
Eekhoorn No V 1
Eekhoorn Ja D 1 volledige lichaam, verpletterde schedel, gebruikte schaar om de huid weg te snijden naar de blootgestelde hersenholte
weasle No D 1
Woodchuck Ja D 1 hele lichaam
Totale 170
Uitsplitsing van het totaal
met nek 81
geen nek 89
ventrale methode 128
dorsale methode 39
grote dier methode 2
andere methode 1
ventrale methode met hals 49

Tabel 1: afbraak van specimens waarvoor weefsel verwijdering uit de schedel is ingediend vanaf 31 januari 2019 tot en met 28 februari 2019 in het laboratorium van het staats ministerie van volksgezondheid rabiës van New York.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Voor rabiës obductie ingediende specimens hebben vaak een geschiedenis van klinische symptomen die verenigbaar zijn met een neurologische aandoening. De aanwezigheid van een klinische ziekte kan gepaard gaan met een verscheidenheid aan aandoeningen, waaronder zoönoseverwekkers, waardoor het risico voor het personeel van een in het laboratorium verworven infectie toeneemt. Om deze Risico's te beperken, zijn er technieken geïmplementeerd die de hantering en manipulatie van specimens verminderen.

De Gedemonstreerde methoden vormen een obductie-gebeurtenis om de gewenste weefsels van een enkel dier te verwijderen. Meer in het algemeen worden meerdere specimens verwerkt in een verschuiving en zorg is nodig om te zorgen voor geen kruisbesmetting tussen de monsters. Een schoon werkoppervlak (wegwerp Kraft papier of-pads), een nieuwe set van schone, gedesinfecteerde instrumenten en wijzigingen in de handschoen zijn verplicht. Zodra weefsels zijn verkregen, kan het Protocol van het individuele laboratorium voor verwerking worden gevolgd, inclusief het maken van dia's voor microscopie of RNA-extractie voor moleculaire methoden.

Er zijn verschillende essentiële voorwaarden voor het succesvol implementeren van deze technieken in het laboratorium of het veld. Voorafgaande rabiësvaccinatie en PBM zijn van cruciaal belang voor iedereen die necropsying een rabiës verdachte dier. Personen die werkzaam zijn in laboratoria voor rabiës moeten hun serum om de zes maanden laten testen om ervoor te zorgen dat er een adequaat niveau van anti-rabiës antilichamen aanwezig zijn10. Het is belangrijk te onthouden dat andere zoönoseverwekkers, zoals eeev, WNV en boviene spongiforme encefalopathie (BSE), vergelijkbare verschijnselen als rabiës vertonen en ook kunnen voorkomen bij rabiës verdachte dieren11,12.

Geschikte goed onderhouden instrumenten zijn essentieel voor het veilig uitvoeren van obductie. Zodra een specimen uit de Biohazard Bag is verwijderd, mag het alleen worden gemanipuleerd met instrumenten, niet met de handen, om de kans op ongevallen te verkleinen. Voorafgaand aan de kleine dierlijke obductie moet de technicus de toestand van het preparaat evalueren om te bepalen of een voorkeurs ventrale benadering door de basis van de schedel mogelijk is. Bij grote dieren kan het te omslachtig zijn om de toestand van het preparaat volledig te evalueren, omdat extra wervels mogelijk moeten worden verwijderd voordat het weefsel via het foramen magnum wordt opgehaald.

Beperkingen presenteren zich in alle obductie technieken, met inbegrip van specimen voorwaarde, weefsel kwaliteit en de hoeveelheid resterende halswervels. De halswervels zullen geen invloed hebben op de resultaten van de analyse van rabiës, maar ernstig afgebroken weefsel kan resulteren in onbevredigende resultaten. Meer gevoelige moleculaire methoden in de diagnostiek van rabiës kunnen het mogelijk maken om geslaagde tests uit te voeren in bepaalde monsters die niet kunnen worden getest door de directe fluorescerende antilichaamtest (DFA), met inbegrip van ernstig ontbonden specimens13. Echter, geen enkele mate van gevoeligheid kan de noodzaak voor de juiste weefsel bemonstering vervangen.

Een veelvoorkomend probleem in het laboratorium van rabiës is het ontvangen van ongepast of ontoereikend hersenweefsel voor het testen wanneer grote dierlijke necropsies worden uitgevoerd in het veld. Zonder het vereiste weefsel, en als extra weefsels niet beschikbaar zijn voor opnieuw indienen, zal ons laboratorium voor rabiës testen uitvoeren op het weefsel dat beschikbaar is, maar het preparaat niet negatief kunnen controleren, in plaats daarvan is het niet bevredigend voor het testen. Er zijn andere gepubliceerde methoden voor veld weefsel collecties zoals de stro methode of retro orbitale route14. Beide methoden verzamelen hersenweefsel zonder de noodzaak om de schedel te openen. Een stro of wegwerp pipet wordt ingebracht via het foramen magnum of een gat dat in het oogcontact is gemaakt en door de hersenen wordt geduwd, waarbij in wezen een kern monster wordt genomen en niet noodzakelijkerwijs de volledige dwarsdoorsnede van de hersenstam wordt bemonsterd. Aangezien deze veld methoden geen monsters verzamelen op een manier die als bevredigend wordt beschouwd voor het testen in ons laboratorium, worden deze processen niet gedemonstreerd of onderzocht in dit document.

In het veld kan grote dierlijke obductie uitdagend zijn voor individuen die niet zijn opgeleid om het juiste weefsel voor rabiës testen te verwijderen. In plaats daarvan wordt het hele hoofd van het dier, dat tussen 20-45 kg kan wegen, ingezonden om omslachtig transport te creëren voor zowel de veld dierenarts als de laboratorium technici van rabiës. In ons laboratorium zijn frequente verzoeken gedaan om te trainen op het gebied van de grote necropsie techniek. Het doel van dit manuscript is om deze informatie te distribueren naar individuen en groepen wier werk van deze technieken kan profiteren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

We zijn dankbaar voor het New Yorkse State Department of Health Wadsworth Center voor het ondersteunen van dit project. We willen ook de steun van Amy Willsey en Frank Blaisdell van Department of Health Wadsworth Center en LL Ranch, Altamont, NY erkennen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity - United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59, (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14, (1), 1-19 (2014).
  3. Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019).
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 , (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5, (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. World Health Organization. 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. Available from: https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019).
  9. New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019).
  10. CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30, (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134, (1), 57-62 (2019).
  14. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. World Health Organization. 67-72 (2018).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics