Name: Transferência de genes para a orelha do camundongo Desenvolvimento Inner por In Vivo Eletroporação (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 22 min 2 s
Description: Aprenda a transferência de genes para a orelha interna do camundongo usando eletroporação in vivo. Este método permite estudar o desenvolvimento auditivo e a função gênica em embriões.

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Agradecemos Imprensa Humana permissão para publicar a microinjeção figura fabricação pipeta que apareceu originalmente na página 130 da referência 11; Larry Dlugas e Steven Wong, OHSU Departamento de Comunicações Educacionais, para videografia; Larry Dlugas para vídeo design e edição; Adam M. O &#39;Quinn, Designer Sênior, Trion / Envirco para projetar nossa capela de fluxo laminar horizontal personalizado e Les Goldsmith para fornecer o esquema técnico; Victor Monterroso, MV, MS, PhD e Tom Chatkupt, DVM, OHSU Departamento de Medicina Comparada, para orientação com a nossa animais protocolo de atendimento, técnicas cirúrgicas e analgesia profilática regime; Marcel Perret-Gentil, DVM, MS, para partilhar a sua apostila sobre técnicas de sutura veterinários; Edward Porsov, MS, para projetar nossa Adobe Premiere Pro vídeo estação de trabalho do computador microscopia, e Leah e Branco Jonas Hinckley de LNS Caption (Portland, OR). Este trabalho foi financiado por doações do Instituto Nacional de Surdez e outrDistúrbios r Comunicação: DC R01 008.595 008.595 R01 e DC-04S2 (JB) e P30 DC005983 (Audição do Oregon Research Center Núcleo Grant, Peter Gillespie, Investigador Principal).

1. A laparotomia ventral <ol><li> Anestesiar uma barragem cuja embriões são no dia embrionário 11,5 (E11.5; meio-dia no dia um rolhão vaginal é detectado é dia de desenvolvimento embrionário 0,5), por injecção intraperitoneal de pentobarbital de sódio da solução anestésica (7,5 uL por peso de corpo grama). Trabalhando solução anestésica: 180 uL de 50 mg / mL solução de sódio pentobarbital; 100 uL de etanol absoluto; 320 uL de 65 mg / mL de sulfato de magnésio aquoso (modula tom uterina); e 400 uL de propileno glicol (miscível veículo com uma solução aquosa e orgânica componentes). </li><li> Avaliar a completude da anestesia através da realização de testes de estímulos nocivos: squeeze pata; pitada cauda; e piscar de resposta ao toque bochecha e vibrissas. Aplicar pomada oftálmica estéril para as córneas. </li><li> Raspar o pêlo da área abdominal suprapúbica para a caixa torácica com uma tesoura e uma lâmina fina (Oster lâmina # 40). Desinfectar o abdómen com etanol a 70%, iodo povidona 10% (Betadine), umnd etanol 70%, seqüencialmente. Lugar do mouse abdômen virado para baixo em um pano estéril e em seguida, definir sobre uma almofada de aquecimento ou chapa quente (37 ° C) por 2-5 minutos. </li><li> Faça uma incisão na pele abdominal na linha média ventral com bola com ponta de tesoura. Alargue a incisão para 10-14 mm. Identificar a linha alba, um avascular, faixa de tecido conjuntivo branco ao longo da linha média ventral da parede abdominal. Faça uma incisão na linha alba com a bola derrubou uma tesoura e estender a incisão 10-14 mm. Imediatamente irrigar o abdômen com pré-aquecido (37 ° C) solução de Ringer com lactato. </li><li> Exteriorizar as duas pontas do útero com uma pinça de anel, sem aplicar pressão excessiva sobre os locais de implantação. Irrigar os cornos uterinos externalizados com pré-aquecido, solução de Ringer com lactato. </li></ol> 2. Microinjeção transuterina <ol><li> Fabricar uma espessura de parede, vidro borosilicato pipeta de microinjeção capilar com as seguintes características: 12-16 μm de diâmetro exterior e um bisel de 20 graus. Em um extrator da pipeta Sutter P-97 com filamento pequena caixa, use o seguinte programa: calor = teste de rampa mais 3 unidades; pressão = 200; puxar = 0; velocidade = 46; tempo = 100). Com o beveler Sutter BV-10, utilizar o disco (ouro) 104C abrasivo para pipetas de grande diâmetro. Ressuspender o plasmídeo de expressão em ug 3-4 / uL em fosfato de cálcio livre tamponado salino (pH 7,2-7,4). Adicionar verde rápido cristalina ao concentrado DNA vórtice, suavemente durante 30 segundos, e girar a 10.000 g por 10 segundos. A quantidade mínima de verde rápido necessário para controlar visualmente a eficácia da injecção é determinada empiricamente. Aterrar a pipeta biselada com o DNA / solução de verde rápido. Ligue o pipeta microinjecção carregado para o titular da pipeta da pressão do injector (Picospritzer usando&gt; azoto 99% puro como fonte de gás). </li><li> Transilluminate do útero com baixa intensidade, a luz de halogéneo para visualizar o embrião no seu local de implantação. Identificar o beating coração, vesículas cerebrais, brotos, ventrículo ª nascente 4 do rombencéfalo e oculares. Irrigar o útero a cada 2 minutos, com pré-aquecido e solução de lactato de Ringer para manter a hidratação. Aplique uma leve pressão sobre o útero para reorientar o embrião e identificar os pontos anatômicos mencionados acima. </li><li> Oriente o embrião para identificar a veia principal, cuja cabeça anterior e posterior do flanco ramos do território mesenquimal em que o otocyst reside. O otocyst adequada não pode ser visto por transiluminação do útero. O otocyst está localizado a meio caminho entre os ramos anterior e posterior da veia cabeça primário que, juntamente com o tronco principal da veia, formar a forma dos pilares ou postes de um campo de futebol americano. O otocyst está a meio caminho entre os postes. </li><li> Inserir a pipeta de injecção através do útero de uma trajectória em linha com a localização presuntiva do otocyst. Pulsar o microinjector uma vez, depois de passar através do uternos visualizar o corante marcador, a localização aproximada da ponta da pipeta. Avançar a pipeta sob controle micrômetro e pulse novamente para avaliar a profundidade. Avançar a pipeta no mesênquima lateral da cabeça e pulso repetidamente. Segmentação otocyst sucesso irá revelar a forma afilada do ducto endolinfático dorsalmente ea forma de concha de vieira do vestíbulo. Solte a pressão sobre o útero, remover a pipeta do embrião / útero em um movimento, e imediatamente irrigar o útero com pré-aquecido, solução de Ringer lactato. </li></ol> 3. Em electroporação in vivo <ol><li> Irrigar o útero com solução de Ringer com lactato. Solução recentemente aplicado de Ringer com lactato é necessária para os eletrodos eletricamente par de remo de estilo para o útero. Umedeça as superfícies dos eletrodos de tungstênio com Ringer com Lactato. Centro da otocyst injetado no caminho dos eletrodos. Gentilmente comprimir o útero com o pa eletroporaçãoddles. O cátodo está em contacto com a parede uterina lateral à otocyst injectado eo ânodo está em contacto com a parede uterina adjacente ao otocyst não injectada. Dispara um trem de pulso de onda quadrada com o interruptor de pedal na electroporator. Eletroporação parâmetros são: 5, 50 ms pulsos em 43 volts por impulso e 950 ms de atraso interpulso. Imediatamente irrigar o útero após o trem de pulsos é entregue. Gravar a corrente fornecida ao tecido: 60-100 mAmps é suficiente para transfectar óticos progenitores epiteliais. Injectar e electroporate 4-6 embriões, E11.5 por barragem. </li><li> Executar um segundo, microinjecção independente transuterina de fluorescente aquosa de dextrano (Alexa Fluor 488 se o plasmídeo de expressão codifica uma proteína vermelho fluorescente ou Alex Fluor 594 se o plasmídeo de expressão codifica uma proteína fluorescente verde) para o ventrículo th 4 desses embriões cujo interior orelhas são injetado com precisão e pelo menos 60 mAmps de corrente por pulso era delivered durante eletroporação. O dextran fluorescente será detectado ao nascer no cérebro posterior e permitir a seleção de filhotes cujo interior ouvidos foram manipulados durante a embriogênese (ver 3.5). </li><li> Irrigar os cornos uterinos com Ringer com Lactato. Reinserir os cornos uterinos para dentro da cavidade abdominal. Lave a cavidade uterina com 2-4 mL de pré-aquecido, solução de Ringer com lactato e permitir que o excesso seja drenada do local da incisão para a cortina estéril. Substitua o draping com material seco e estéril. Suturar a parede abdominal com uma agulha não cortante e uma sutura reabsorvível 6-0. Nós preferimos um ponto corrido, travando cada ponto outro, tanto para a parede abdominal e da pele. </li><li> Seque pele das barragens e administrar um não-esteróides anti-inflamatórias, tais como Meloxicam por injecção subcutânea. Volte a represa para a gaiola de recuperação pré-aquecido em uma cortina estéril. Monitore e registre as respirações das barragens, a patência local da incisão e vagina de secreção sanguinolenta. O sangramento é rare, mas se presente e, sem trégua, a eutanásia da barragem, enquanto ela ainda está sob anestesia. Observe o tempo, ela recobra a consciência e as tentativas de deambular. Retorne a barragem para a colônia do mouse quando ela mostra sinais de comer e beber e começou a construir ninho. Tipicamente, isto ocorre no prazo de 12 horas. </li><li> No momento do nascimento (dia pós-natal 0), flash região rombencéfalo de cada filhote da ninhada para detectar o dextran fluorescente usando um microscópio de dissecação stereofluorescence com GFP ou Red Texas filtro definido como apropriado. Voltar para a barragem de lactação somente os filhotes que mostrar rotulagem rombencéfalo. </li></ol> 4. Os resultados representativos <img src="/files/ftp_upload/3653/3653fig1.jpg" alt="A Figura 1" /> Figura 1. Electroporação transferência de genes mediada para a cóclea em desenvolvimento. O otocyst E11.5 foi injectado com um plasmídeo de expressão de proteína de codificação verde melhorada fluorescente (EGFP) e electroporado (pulso tranos parâmetros: cinco, 43 pulsos volts a 50 ms / pulso e 950 ms de atraso interpulso). A) orelha Um representante interior a partir de um dia pós-natal 6 (P6) pup cuja otocyst foi injectado e electroporado em E11.5 demonstrando a expressão EGFP a partir da base através da espira média da cóclea. A parede lateral da cóclea foi removido da espira média e ápice só. Progenitores E11.5 que dão origem ao ápice não foram transfectadas. B) de montagem Whole imunocoloração da cóclea em (A) com o marcador de células ciliadas, miosina 7a (MYO7A), indica que a expressão EGFP segue a trajectória do órgão de Corti e é grosseiramente localizada ao cabelo epitélio célula-rolamento sensorial. C) Um representante da orelha interna de um embrião E18.5 cuja otocyst foi injetado e electroporados em E11.5. A projeção a laser confocal demonstra a expressão EGFP em MYO7A-positivos células sensoriais ciliadas. D) A projeção a laser confocal do epitélio coclear sensoriais do órgão de Corti E18.5 indicando EGFP expression nas células ciliadas internas (CCI), as células ciliadas externas (CCE), células internas phalangial (IPC), células pilar (PC), e células Deiters &quot;(cc). A barra de escala em (B) aplica-se a (A).

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<li>Oesterle, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOesterle%2C+A+%22P-1000+%26+P-97+Pipette+Cookbook%22">P-1000 & P-97 Pipette Cookbook</a>. , Sutter. (2011).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Transferência de genes para a orelha do rato em desenvolvimento interior: A orelha do rato interior se desenvolve a partir da placode ótica durante a primeira semana de pós-implantação desenvolvimento 12,13. Por dia embrionário 9,5 (E9.5), o placode tem invaginado e se transformou em uma vesícula cheia de líquido chamado otocyst 2. Precursores óticos na vesícula dar origem às células sensoriais e não-sensorial dentro do ouvido interno madura, bem como os neurónios que inervam célul...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Caso esterilização Micro </td><td> Roboz </td><td> RS-9900a </td><td> 8X8.5X1.25 polegadas </td></tr><tr><td> Bola de ponta tesoura </td><td> Belas Ferramentas Ciência </td><td> 14109-09 </td><td></td></tr><tr><td> Fórceps do anel </td><td> Belas Ferramentas Ciência </td><td> 11106-09 </td><td> 4,8 milímetros ID/6mm OD </td></tr><tr><td> Tecido Pinça Adson </td><td> Belas Ferramentas Ciência </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> Motorista agulha </td><td> Belas Ferramentas Ciência </td><td> 12502-12 </td><td></td></tr><tr><td> Bandeja Seringa Alergia </td><td> Becton Dickison </td><td> 305536 </td><td></td></tr><tr><td> Sutura 6-0 </td><td> Syneture </td><td> GL-889 </td><td> 0,7 sutura métrica gastrointestinal </td></tr><tr><td> Injeção de Ringer com lactato USP </td><td> Baxter </td><td> 2B2323 </td><td></td></tr><tr><td> Verde rápido </td><td> Sigma Aldrich </td><td> F7258 </td><td></td></tr><tr><td> Borosilicato capilar de vidro </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 30-0053 </td><td></td></tr><tr><td> Solução de sódio Nembutal </td><td> OVATION Pharmaceuticals Inc. </td><td> NDC 67386-501-52 </td><td></td></tr><tr><td> MgSO4.7H2O </td><td> Fisher Scientific </td><td> M63-500 </td><td></td></tr><tr><td> Propilenoglicol </td><td> Fisher Scientific </td><td> P355-1 </td><td></td></tr><tr><td> Etanol </td><td> Sigma Aldrich </td><td> E7023-500 </td><td></td></tr><tr><td> Meloxicam </td><td> Boehringer Ingeheim </td><td> NADA 141-219 </td><td></td></tr><tr><td> Micropipeta Puller </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-97 </td><td> FB255B filamento caixa; consultar Cookbook de pipeta de instrumentos de Sutter </td></tr><tr><td> Beveler microeletrodo </td><td> Sutter Instruments </td><td> BV-10 </td><td> Disco chanfradura 104C para pipetas grandes, consultar o manual do proprietário para biselamento teoria </td></tr><tr><td> Titular Micropipeta </td><td> Warner Instruments </td><td> MP-S15T </td><td> Para pipeta de 1,5 milímetros de diâmetro exterior e porta de pressão fêmea para tubagem Picospritzer. </td></tr><tr><td> Pinças estilo de eletrodo </td><td> Protech International Inc. </td><td> CUY650P5 </td><td> 5 mm de diâmetro exterior </td></tr><tr><td> Onda Quadrada Electroporator </td><td> Protech International Inc. </td><td> CUY21EDIT </td><td> Footpedal recomendada </td></tr><tr><td> PICOSPRITZER III </td><td> Parker Hannifin </td><td> 051-0500-900 </td><td> Footpedal recomendada </td></tr><tr><td> Micromanipulador Controle Manual </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 640056 </td><td></td></tr><tr><td> Bancada de fluxo laminar horizontal limpa </td><td> Envirco </td><td></td><td> Modificações personalizadas para 630-10554 LF. Ver informações complementares para esquemática capô. </td></tr><tr><td> Leica stereofluorescence dissecando microcope com Lumencor motor de luz SOLA </td><td> Bartels e Stout e Lumencor </td><td> MZ10F com Lumencor motor de luz SOLA </td><td> Footpedals de enfocar o MZ10F e para acionar o motor de luz SOLA são recomendados </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 594 Dextran </td><td> Invitrogen </td><td> D22913 </td><td> Aquoso, 10mg/ml </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 488 Dextran </td><td> Invitrogen </td><td> D22910 </td><td> Aquoso, 10mg/ml </td></tr><tr><td> Enviro-dri </td><td> Pastor Pap Especialidadeers </td><td></td><td> <a href="http://www.ssponline.com" target="_blank">www.ssponline.com</a> </td></tr></tbody></table>

transferência de genes para a orelha do camundongo desenvolvimento inner por<em&gt; in vivo</em&gt; eletroporação

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

A orelha de mamífero interior tem 6 epitélios distinta sensorial: 3 cristas na ampolas dos canais semicirculares; máculas no utrículo e sáculo e do órgão de Corti na cóclea enrolada. O cristas e máculas conter células ciliadas vestibulares que transdução estímulos mecânicos para servir à especial sentido de equilíbrio, enquanto que as células ciliadas auditivas no órgão de Corti são os transdutores primários para ouvir 1. Especificação célula destino nestas epitélio sensorial e morfogênese dos canais semicirculares e cóclea ter lugar durante a segunda semana de gestação em camundongos e são praticamente concluída antes do nascimento 2,3. Estudos sobre o desenvolvimento da orelha interna do rato são rotineiramente realizados pela colheita de embriões transgênicos em diferentes estádios de desenvolvimento embrionário ou pós-natal para obter insights sobre a base molecular do celular e / ou morfológica fenótipos 4,5. Nós supomos que a transferência de genes para a orelha interna do rato em desenvolvimento no útero &lt;/ Em&gt; no contexto de ganho e perda de função de estudos representa uma abordagem complementar ao transgênese mouse tradicional para o interrogatório dos mecanismos genéticos subjacentes ao desenvolvimento do ouvido interno de mamíferos 6. O paradigma experimental para realizar estudos de expressão ectópica de genes na orelha do mouse desenvolvimento interior demonstrado aqui resolve-se em três etapas gerais: 1) laparotomia ventral; 2) microinjeção transuterina e 3) em eletroporação in vivo. Laparotomia ventral é uma técnica de sobrevivência do mouse cirúrgica que permite a exteriorização do útero para ter acesso experimental para os embriões implantados 7. Microinjecção transuterina é o uso de chanfradas micropipetas, capilares de vidro para introduzir plasmídeo de expressão para dentro do lúmen da vesícula ótica ou otocyst. In vivo electroporação é a aplicação de onda quadrada, directos impulsos de corrente para dirigir a expressão de plasmídeo em 8-10 células progenitoras. 11. Rato experimentais técnicas embriológicas pode ser difícil de aprender com prosa e imagens por si só. No presente trabalho, demonstramos os 3 passos no processo de transferência de genes. Mais criticamente, com a implantação de microscopia de vídeo digital para mostrar precisamente como: 1) identificar a orientação do embrião no útero; 2) reorientar embriões para alvejar as injeções para o otocyst; 3) microinject DNA misturado com calda de corante no otocyst nos dias embrionárias 11,5 e 12,5; 4) electroporate o otocyst injetada e 5) embriões rótulo eletroporados para a seleção pós-natal ao nascimento. Nós fornecemos exemplos representativos de sucesso transfectadas ouvidos internos, um guia ilustrado para as causas mais comuns de mistargeting otocyst; discutir como evitar erros comuns metodológicas e diretrizes presentes para escrever um in utero geno protocolo de transferência de cuidados com animais.

A orelha interna do rato é um órgão sensorial placode derivado cujo programa é elaborado de desenvolvimento durante a gestação. Nós definimos uma<em&gt; In utero</em&gt; Técnica de transferência de gene consiste de três etapas: mouse laparotomia ventral, microinjeção transuterina, e<em&gt; In vivo</em&gt; Eletroporação. Nós usamos a microscopia de vídeo digital para demonstrar as críticas técnicas experimentais embriológicos.

Transferência de genes para a orelha do camundongo Desenvolvimento Inner por<em&gt; In Vivo</em&gt; Eletroporação

A orelha interna dos mamíferos possui 6 epitélios sensoriais distintos: 3 cristas nas ampolas dos canais semicirculares; máculas no utrículo e sáculo; e ...

Jane transferiu-se para o ouvido interno de camundongo em desenvolvimento por eletroporação in vivo Ling Wang, Han Jang e John Burgandy, Centro de Pesquisa em Audiologia, Universidade de Ciências da Saúde do Oregon. Ok. Meu nome é John Burgandy. Meu laboratório está no Centro de Pesquisa em Audiologia da Universidade de Ciências da Saúde do Oregon.Meu nome é Ang. Sou pesquisador no laboratório de John. Também sou Ang no laboratório de John como assistente de pesquisa.Nossa apresentação é dividida em quatro partes. A primeira é a laparotomia ventral. Demonstramos o uso da pentobarbital sódica como anestesia, como testar a adequação da anestesia, a proteção da córnea, o preparo do local cirúrgico, a desinfecção, a ficha de dados de cirurgia sobrevivente em camundongos, o conjunto cirúrgico, a incisão mediana ventral através da pele e da parede abdominal e a exteriorização dos cornos uterinos.A segunda parte é a microinjeção transuterina. Demonstramos a transiluminação do embrião, reorientação do embrião, microinjeção, fabricação de pipetas e microinjeção no Otis no dia embrionário 11,5 e no dia embrionário 12,5. A terceira parte é a eletroporação in vivo.Demonstramos a colocação do e

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

In Utero injeção intraventricular e eletroporação de embriões de camundongos E15

Um método para entregar morpholinos diretamente no otocyst zebrafish em 24hpf tem sido desenvolvido. Usando microinjeção de morpholinos no lúmen da vesícula ótica e eletroporação para efeito de penetração, fomos capazes de contornar o efeito de morpholinos sobre o cérebro e obter efeitos específicos para o ouvido interno.

Entrega direta da MIF Morpholinos Into the Otocyst Zebrafish por injeção e Eletroporação afeta o desenvolvimento da orelha interna

Transfecção de células de camundongo por Ganglionares da Retina In vivo Eletroporação

Um método para a incorporação de DNA plasmidial em células da retina de camundongos com o propósito de realizar qualquer ganho ou perda de função de...

Em Eletroporação vivo de Retina do rato em desenvolvimento

Um método de transferência de genes no cérebro do rato em desenvolvimento é descrito usando um único método cirúrgico ea forma especial de eletrodos. Esta técnica exclusiva permite a transfecção de DNA plasmídeo temporal e espacialmente, o que ajudará muitos neurocientistas em estudar o desenvolvimento do cérebro.

Mouse No Utero Eletroporação: Transfecção Gênica Controlled Spatiotemporal

Fonte: Denaxa, M., el al., Transplante de progenitores de interneurônios corticais quimiogeneticamente modificados em cérebros de camundongos pós-natais precoces. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra o procedimento para injetar um vetor de plasmídeo carregando o gene de interesse em progenitores interneurônios em uma fatia de cérebro embrionário, seguido de eletroporação para entrada de plasmídeo e expressão gênica. Esses progenitores modificados podem ser usados posteriormente para o...

Transferência de genes assistida por eletroporação incorporada em agarose em progenitores de interneurônios corticais de camundongos

Apresentamos um método que descreve o isolamento e a cultura de explantes cocleares da orelha interna embrionária de camundongos.  Também demonstramos um método para transferência de genes em explantes cocleares por meio de eletroporação de onda quadrada. A cultura de explantes in vitro, juntamente com a técnica de transferência de genes, permite que os pesquisadores estudem os efeitos da alteração da expressão gênica durante o desenvolvimento.

Cultura da embrionárias mouse cocleares explantes e Gene Transferência de Eletroporação

O órgão auditivo medeia a audição. Aqui apresentamos um método de micro-eletroporação in ovo modificado otimizado para estudar a proliferação e diferenciação de células progenitoras auditivas no órgão auditivo de galinhas em desenvolvimento.

A transferência de genes para o frango auditivo órgão por<em&gt; In Ovo</em&gt; Micro-eletroporação

Neste estudo, descrevemos a abordagem de canal semicircular posterior como um método confiável para a entrega de gene do ouvido interno em camundongos neonatais. Mostramos que a entrega do gene através do canal semicircular posterior é capaz de perfundir toda orelha interna.

Abordagem do Canal Semicircular posterior para a orelha interna Gene entrega no rato Neonatal

Aqui descrevemos o procedimento canalostomy, que permite a entrega de drogas local para o ouvido interno de ratos adultos e Neonatais através do canal semicircular com danos mínimos para a função auditiva e vestibular. Esse método pode ser usado para inocular vetores virais, fármacos e moléculas pequenas para o ouvido interno do rato.

Canalostomy como uma abordagem cirúrgica para entrega de drogas para o ouvido interno de ratos adultos e Neonatal

O pintinho é um organismo modelo econômico, acessível e amplamente disponível para uma variedade de estudos. Aqui, uma série de protocolos é detalhada para entender os mecanismos moleculares subjacentes ao desenvolvimento e regeneração do ouvido interno das aves.

In Ovo e Ex Ovo Métodos para estudar o desenvolvimento do ouvido interno aviário

Aprenda a transferência de genes para a orelha interna do camundongo usando eletroporação in vivo. Este método permite estudar o desenvolvimento auditivo e a função gênica em embriões.

Transferência de genes para a orelha do camundongo Desenvolvimento Inner por

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