Summary
Mondelinge en intra haemocolic infectie van larven van de grotere wasmot
Abstract
De studie van bacteriële virulentie vereist vaak een geschikt diermodel. Zoogdieren modellen van infectie zijn kostbaar en kunnen ethische kwesties. Het gebruik van insecten als infectie-modellen biedt een waardevol alternatief. In vergelijking met andere niet-gewervelde model gastheren zoals nematoden, insecten hebben een relatief geavanceerd systeem van antimicrobiële verdediging en zijn dus meer kans om relevante informatie over de zoogdieren infectie proces te produceren. Net als zoogdieren, insecten bezitten een complex aangeboren immuunsysteem 1. Cellen in de hemolymfe kunnen fagocyteren of inkapselende microbiële indringers en humorale reacties omvatten de induceerbare productie van lysozyme en kleine antibacteriële peptides 2,3. Daarnaast worden analogieën gevonden tussen de epitheelcellen van insect larven midguts en darmcellen van zoogdier spijsverteringsstelsel. Tenslotte bevat basiscomponenten essentieel voor het bacteriële infectie proces zoals celadhesie, weerstand tegenantimicrobiële peptiden, weefselafbraak en aanpassing aan oxidatieve stress waarschijnlijk belangrijk zijn in zowel insecten en zoogdieren 1. Dus insecten polyvalent hulpmiddelen voor de identificatie en karakterisering van microbiële virulentiefactoren betrokken bij zoogdieren infecties.
Larven van de grotere wasmot Galleria mellonella is aangetoond dat een bruikbaar inzicht in de pathogenese van een groot aantal microbiële infecties waaronder zoogdieren schimmel (Fusarium oxysporum, Aspergillus fumigatus, Candida albicans) en bacteriële pathogenen zoals Staphylococcus aureus, Proteus vulgaris , Serratia marcescens Pseudomonas aeruginosa, Listeria monocytogenes of Enterococcus faecalis 4-7. Ongeacht de bacteriële soorten, verkregen met Galleria larven geïnfecteerd door directe injectie door de cuticula steeds correleren met die van similar zoogdieren studies: bacteriestammen die verzwakt in zoogdiercellen modellen tonen lager virulentie in Galleria, en stammen leidt tot een ernstige infecties bij mensen zijn ook zeer virulent in de Galleria model 8-11. Orale infectie van Galleria is veel minder gebruikte en extra verbindingen, zoals specifieke toxines, zijn nodig om de sterfte te bereiken.
G. mellonella larven onderhavige verschillende technische voordelen: zij zijn relatief groot (laatste instar larven voor de verpopping is ongeveer 2 cm lang en gewicht 250 mg), zodat de injectie van gedefinieerde doses bacteriën, ze kunnen worden gekweekt bij verschillende temperaturen (20 ° C tot 30 ° C) en infectie studies kunnen worden uitgevoerd tussen 15 ° C tot boven 37 ° C 12,13, waardoor experimenten die een zoogdier omgeving nabootsen. Bovendien insect fokken eenvoudig en relatief goedkoop. Infectie van de larven maakt het monitoren bacteriële virulentie op verschillende manieren, including berekening van LD 50 14, meting van de bacteriële overleving 15,16 en onderzoek van het infectie proces 17. Hier beschrijven we de opfok van de insecten, die alle levensfasen van G. mellonella. Wij bieden een gedetailleerd protocol van infectie door twee routes van inenting: orale en intra haemocoelic. De bacteriële model in dit protocol Bacillus cereus, een Gram-positieve pathogenen betrokken bij maag-en andere ernstige lokale of systemische opportunistische infecties 18,19.
Protocol
1. Insect Opfok
De hele cyclus van ei tot laatste instar larven duurt ongeveer 5 weken bij 25 ° C. Een of 2 extra weken nodig om volwassen vlinders verkrijgen.
- Plaats ten minste 100 poppen of nieuwe gefuseerde volwassen G. mellonella vlinders in een 5-liter gaas kooi. Man vlinders meten 10 tot 15 mm. Het volwassen mannetje mot is beige met zwak licht en donkere vlekken. Vrouw vlinders maatregel rond de 20 mm. Vrouwtjes zijn donkerder dan mannen met een bruin / grijze kleur.
- Suspend twee pakjes van vier lagen papier in de kooi voor leg. Na 2 dagen, zullen de volwassen vrouwelijke leggen eieren op de rand tussen de papieren.
- Twee keer per week, plaats het ei-paper packs in nieuwe kunststof opvoeding dozen met roosters te laten lucht te laten circuleren, met pollen en bijenwas. Eitjes komen in ongeveer 3 dagen en kleine larven beginnen te ontwikkelen door zich te voeden op was en stuifmeel. Als alternatief kan larven worden geplaatst op een kunstmatig dieet consisting van een mengsel van 500 g vloeibare honing, 400 g glycerine, 100 g gedroogde biergist, 250 g tarwebloem, 200 g magere melkpoeder en 400 g polenta. Om de juiste verhouding van voedsel per larve bieden, regelmatig scheiden de larven in nieuwe dozen en vullen het voedsel om de twee dagen.
- Larven worden gehouden gedurende de zes fasen van larve stadion. Elk stadium wordt gekenmerkt door het slippen van het hoofd capsule van larven. Als larven de laatste fase bereiken voordat verpopping, ze stoppen het voeden en beginnen met de bouw van een lichte zijden cocon.
- In hun beschermende cocon, gaan de larven uit te rusten en om te zetten in poppen. Wax wormen blijven in de pop podium voor een tot twee weken te voorschijn in volwassen motten. De volwassen motten niet drinken noch eten. Het paren gebeurt en de was wormen 'levenscyclus begint opnieuw.
- Om de pathologie test te standaardiseren, neem dan de larven tijdens de laatste larvale stadium. Tijdens deze fase stoppen ze voeden, te verplaatsen naar de cover van de opfok doos en beginnen te zijde te produceren. Dit stage duurt ongeveer 5 dagen.
2. Insect selectie voor Infectie
- Selecteer laatste instar larven, die zijn 2-3 cm lang en 180 tot 250 mg in gewicht, 24 uur voor infecties en leg ze in een lege doos om ze te verhongeren.
- Verwijder de ontluikende zijden cocon rond de larven.
3. Bereiding bacteriële
- Bereid Bacillus bacteriële suspensies uiteindelijke concentraties variërend van 10 4 kolonievormende eenheden (cfu) / ml tot 10 8 cfu / ml voor intra haemocoelic injectie en van 3x10 6 ophalen cfu / ml tot 1x10 8 CFU / ml bij inname (cfu het verkrijgen een LD 50 afhankelijk van de bacteriële species). In ons geval B. cereus wordt gekweekt in Luria-Bertani bouillon medium (LB, 10 g / l trypton, 5 g / l gistextract, 10 g / l NaCl) bij 37 ° C onder roeren totdat ge stationaire fase, overeenkomend met de kromming van de groei curve. Meet de OD 600 nm (tussen 1 en 2 voor B. cereus) en gebruiken om bacteriële concentratie evalueren met een eerder gemaakte titratiekromme. Harvest bacteriën door centrifugatie bij 5000 g gedurende 10 min bij kamertemperatuur en resuspendeer in fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS: 1M KH 2PO 4, 1M K 2 HPO 4, 5M NaCl, pH 7,2). Elke larve ontvangt 10 pl bacteriële suspensie in de gewenste concentratie.
- Als alternatief kan sporesuspensie worden voorbereid op infectie. Verkrijgen sporen door kweken van de bacteriën in de sporulatie medium HCT (5 g / L trypton, 2 g / L caseïne-hydrolysaat, 12,5 mM K 2 HPO 4, 12,5 mM MgSO4, 0,05 mM MnSO 4, 1,2 mM ZnSO 4, 1,2 mM Fe 2 (SO 4) 3, 0,5% H 2 SO 4, 25 mM CaCl2) 20 bij 30 ° C gedurende 3 dagen. Harvest sporen door centrifugeren (10.000 xg, 15 min) en was tweemaal in steriel gedestilleerd water. Resuspendeer de spore pelLaat in steriel gedestilleerd water en warmte gedurende 15 minuten bij 78 ° C om de resterende vegetatieve bacteriën te verwijderen. Opnoemen de suspensie door uitplaten seriële verdunningen op LB agar platen. Elke larve ontvangt 10 pl sporensuspensie in de gewenste concentratie.
4. Cry Toxine Voorbereiding
- Bereid de Cry1C toxine van de B. thuringiensis stam 407 getransformeerd met het plasmide pHTF31C 21 die het gen dat codeert Cry1C. Cultuur van de stam in 100 ml HCT medium bij 30 ° C gedurende 72 uur met antibiotica (erytromycine 10mg/ml) volledige sporulatie, toxine kristalproduktie en bevrijding in het kweeksupernatant mogelijk.
- Zuiveren kristallen uit de supernatant op een 72% -79% sucrose gradiënt. Voeg eerst 17 ml van 79% sucrose in een 40 ml buis. Zorgvuldig laag 17 ml van 72% sucrose bovenop de 79% sucrose. Tot slot, laag 5 tot 6 ml van de 10X geconcentreerde gesporuleerde cultuur en sluit de tube. Centrifugeer de buis gedurende 14 uur bij 20,000 xg, 4 ° C, de kristallen te scheiden van de sporen. Verzamel de kristallen op het verloop interface. Resuspendeer de kristal pellet in 25 ml koud steriel water om te wassen. Centrifugeer bij 8.000 xg gedurende 20 minuten. Deze stap wordt drie keer herhaald om alle sucrose vasthouden aan de kristallen te verwijderen. Resuspendeer de kristallen in 5 ml steriel water en in acht nemen onder de microscoop om de zuiverheid te evalueren.
- Evalueer toxine eiwitconcentratie door klassieke Bradford vlekken op kristal oplossing presolubilized in 50 mM NaOH. Toxine kristallen kunnen worden opgeslagen bij -20 ° C tot gebruik.
5. Injector Voorbereiding
- De precieze injectie volume, een geautomatiseerd spuitpomp (KD Scientific bijv. KDS 100) met setup ingesteld op 1 ul / sec (Figuur 1A).
- Vul een 1 ml injectiespuit met 300 pl water of de bacteriële oplossing (1 spuit per conditie) voor infectie van 20-25 larven. Verwijder de luchtbellen door voorzichtig tapping de spuit en bevestig vervolgens een 0,45 x 12 mm naald op de spuit.
- Plaats de spuit in de injector.
- Voer een blanco injectie van 10 ul in een lege buis om het geïnjecteerde volume.
6. Insect Intrahaemocoelic Injectie
- Plaats het insect handmatig tussen de duim en wijsvinger. Steek vervolgens de naald vast in de injector in de larve huid (cuticula) (Figuur 1C).
- Houd het insect op zijn plaats terwijl het injecteren van de 10 pl bacteriële oplossing (spore of vegetatieve bacteriën).
- Verwijder voorzichtig het insect van de naald.
- Plaats de geïnfecteerde insectencellen in een petrischaaltje (5 cm in diameter), 5 larven per schaal.
- Infect ten minste 20 larven voor elk experiment.
- De schaaltjes bij 37 ° C in een incubator gedurende 48 uur.
7. Insect Force Feeding (Inslikken)
- In een 2 ml Eppendorf tube, meng 0,2 ug / m &u, l Cry1C toxine met ofwel spore of vegetatieve celsuspensie uiteindelijke concentraties variërend van 4 tot 3x10 1x10 7 per 10 pi verkrijgen.
- Vul een 1 ml spuit met een 30G, 25 mm injectienaald met 300 ul van de bacteriële toxine Cry1C oplossing voor de infectie van 20-25 larven. Verwijder de luchtbellen uit de spuit.
- Plaats de insect handmatig zodat de mond van de naald bevestigd in de injector (Figuur 1D), en gedwongen voeren met 10 ul van de bacteriële oplossing met de automatische injectiespuit pomp komt.
- Infect ten minste 20 larven voor elk experiment.
- Plaats de geïnfecteerde insectencellen in een kleine 5 cm Petrischaal (5 larven per schaal). De schaaltjes bij 37 ° C in een incubator gedurende 48 uur.
8. Opname Insect Sterfte
- Na dwangvoeding of injectie experimenten, houden de larven in de petrischaal zonder voedsel bij 25 ° C of 37 ° C. Controleer larvale mortality regelmatig over een 48 uur periode. Dode larven zijn inert en meestal zwart worden (Figuur 1B).
- Mortaliteit gegevens kunnen worden geanalyseerd met behulp van de log-Probit programma 14. Dit programma test de lineariteit van dosis sterfte bochten en biedt letale doses (LD50). Als alternatief kunnen andere programma's, zoals Prism (grafiek Pad), het analyseren van overleving of sterfte worden gebruikt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Intra haemocoelic injectie van bacteriën in G. mellonella is zeer nuttig gebleken voor de identificatie van vele virulentiefactoren behandeling van weefselschade en weerstand tegen aangeboren immuunsysteem factoren van verschillende menselijke pathogenen. Als voorbeeld geeft figuur 2A insect mortaliteit na injectie van diverse doses B. cereus bacteriën (wild type en mutante stammen) 22. Figuur 2B geeft bacteriële overleving na infectie van G. mellonella door Pseudomonas aeruginosa 4.
Het gebruik van Galleria als orale infectie model B. cereus en B. thuringiensis gebaseerd op de evaluatie van het synergistische effect van de vegetatieve bacteriën of sporen op de insecticide activiteit van het toxine Cry1C 10. De larven zijn gevoelig voor de opname van spore / toxine mengsel maar slechts zwak gevoelig zijn voor de opname van Cry1C toxine alleen. De larven dood het gevolg is van septikemie na bacteriën hebben bereikt de haemocoel naar aanleiding van de verdeling van de intestinale obstakels. Figuur 3 geeft de larvale mortaliteit na inname van kristallen en hetzij wild type of mutante stammen van Bacillus bacteriën 10.
Aantal bacteriën getest voor orale infectie in Galleria. Onder de geteste menselijke pathogenen, B. cereus stammen met Cry1C toxine waren de meest virulente voor G. mellonella na orale infectie 24. Deze methode kan worden gebruikt om infectie / kolonisatie van het maagdarmkanaal te volgen. Zoals getoond in figuur 4, kan de larve spijsverteringskanaal worden geëxtraheerd na infectie en gastheercel wijzigingen alsook bacteriële kolonisatie kan worden gevisualiseerd op histologische paraffinecoupes. Daarnaast kan opname van fluorescerende bacteriën worden gebruikt voor het traject en de kolonisatie pro volgenproces langs de verschillende compartimenten van de larven. Tenslotte kan de expressie van een gen in de verschillende compartimenten insect gecontroleerd door fluorescentiemicroscopie 25.
Figuur 1. (A) Geautomatiseerde injectiepomp injector. (B) Overleden (boven, zwart) en levend (bodem, wit) G. mellonella larven. (C) bacteriën wordt geïnjecteerd haemocoel van G. mellonella larven. (D) G. mellonella larven zijn dwangvoeding met bacteriële voorbereiding: de naald van de monding van de insectenlarven.
Figuur 2. Resultaten na intra haemocoelic injectie. (A) CwpFM virulentie tegen G. mellonella larven 22. Verschillende concentraties B. cereus Wild-type (Bt 407) en ΔcwpFM mutante stammen werden geïnoculeerd in de haemocoel van 20 G. mellonella larven. Mortaliteit werd waargenomen na 24 uur bij 37 ° C. (B) Tijdsverloop van Pseudomonas aeruginosa PA14 infectie in G. mellonella 4. Vijfentwintig bacteriën per larve geïnjecteerd op tijdstip nul. Larven werden verpletterd op de aangegeven tijdstippen na infectie en bacteriële telling werd bepaald door plateren. Elk datapunt representeert het gemiddelde en de standaarddeviatie van bacteriële tellingen van 10 groepen van 10 larven. Larven overleden ongeveer 48 uur na injectie, wanneer bacteriële concentraties na 10 9 / g.
Figuur 3. Synergisme van sporen en Cry1C toxine kristallen als een evaluatie van pathogeniteit bij G. mellonella larven na orale inname 10. G. mellonella larvee werden oraal geïnfecteerd met Cry1C toxine kristallen (1 ug per larve), of 10 6 B. thuringiensis sporen, of met een combinatie van Cry1C toxine en B. thuringiensis sporen. Larven mortaliteit werd na 48 uur bij 25 ° C.
Figuur 4 Orale infectie van larven:. Kolonisatie en weefsel lokalisatie van bacteriën. (A) 10 ul blauwe kleurstof oplossing werd door gedwongen voeding in de mond van een G. mellonella larve. De larve werd ontleed om de darm gevuld met de blauwe kleurstof te geven. (B) Een mengsel van Bt 407 stam en Cry1C toxine werd in G. mellonella larven door dwangvoeding. Na 24 uur waren geheel larven paraffine ingebed, gesneden en gefixeerd. Histologische longitudinale secties werden gekleurd (hematoxyline & Eosine en Gram overbelasting). Het licht microscopische foto (400X) toont de darm (donkerpaars) en de Gram gekleurd Bacillus (donker violet) gelokaliseerd op het darmoppervlak. (C) Een mengsel van Bt 407-GFP fluorescentie stam en Cry1C toxine werd in G. mellonella larven door dwangvoeding. Na 24 uur zijn de bacteriën bereikt haemocoel en insect kadaver is gevuld met B. cereus expressie brengen van het groen fluorescent eiwit. (D) Analyse van Ilsa expressie in vivo 25. Microscopische waarnemingen door epifluorescentie werden uitgevoerd op B. cereus die pHT315-pilsA'gfp. Bacteriën werden geïsoleerd uit de hemocoel dode larven 24 uur na orale infectie. Groene bacteriën dan expressie van GFP door de activering van de Ilsa promoter. Dit geeft de specifieke expressie van dit gen (ILSA) wanneer de bacteriën het haemocoel bereikt.
Film 1. Verspreiden oplossing in het insect darm na orale innemenion. 10 ul van blauwe kleurstof oplossing werd geïntroduceerd door dwangvoeding in de mond van de Europese maïsboorder Ostrinia nubilalis larve. De kleurstof vult snel in de darm lumen van de insectenlarven. Klik hier om film te bekijken .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het gebruik van insecten en vooral de larvale stadium, infectiemodellen voor verschillende pathogenen, steeds frequent. Een model van de keuze voor sommige aspecten is Drosophila (het vlieg-model) gebruikt als zowel volwassenen als larvale stadium 1,2. De lepidoptera insecten G. mellonella is ook hoofdzakelijk gebruikt voor het bepalen van bacteriële virulentie door injectie. Het voordeel van tolereren hogere temperaturen (boven 37 ° C) dan Drosophila (maximum 25 ° C) is belangrijk wanneer zoogdier pathogenen worden onderzocht. Ook de grootte van Galleria is meer geschikt voor het bestuderen van infectie kinetiek en weefselschade. Tenslotte, protocol beschrijft de mogelijkheid Galleria gebruiken voor orale infectie, wat een voordeel voor studies in verband met het spijsverteringskanaal. Evenzo wordt het larvenstadium van andere grote rups, Manduca sexta, gebruikt om infecties door injectie onderzoek naar de haemocoel en meer recent voor orale infectie 26.B. mori en Spodoptera soorten, die genomen worden gesequenced 27 bieden ook interessante alternatieven, en de gastheer genen kunnen worden uitgeschakeld door RNAi methoden of andere gen manipulaties 28. Hier beschrijven we op een eenvoudige manier, hoe Galleria larven, hoe ze te infecteren en een aantal voorbeelden over hoe de infectie proces en de score sterfte te volgen om het potentieel van dergelijke modellen tonen groot te brengen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen belangenconflicten verklaard.
Acknowledgments
We willen graag Elisabeth Guillemet, Christophe Buisson en Ludovic Bridoux bedanken voor een uitstekende technische bijstand. Wij zijn veel dank verschuldigd aan Sylvie Salamitou en Sinda Fedhila voor de eerste systeem-setup.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Wax and pollen | La Ruche Roanaise | 303000 | Any honey producer |
| Automated syringe pump | KD Scientific | KDS 100 | |
| Syringe 1 ml | Terumo | BS 01T | |
| Needle 0.45 x 12 mm | Terumo | NN 2613R | |
| Petri dish 5 cm | VWR | 89000-300 | |
| Needle 30G, 25 mm hypodermic | Burkard Mfg. Co. Ltd. | PDE0005 |
References
- Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annu. Rev. Immunol. 25, 697-743 (2007).
- Vodovar, N., Acosta, C., Lemaitre, B., Boccard, F. Drosophila: a polyvalent model to decipher host-pathogen interactions. Trends Microbiol. 12, 235-242 (2004).
- Dalhammar, G., Steiner, H. Characterization of inhibitor A, a protease from Bacillus thuringiensis which degrades attacins and cecropins, two classes of antibacterial proteins in insects. Eur. J. Biochem. 139, 247-252 (1984).
- Jander, G., Rahme, L. G., Ausubel, F. M. Positive correlation between virulence of Pseudomonas aeruginosa mutants in mice and insects. J. Bacteriol. 182, 3843-3845 (2000).
- Purves, J., Cockayne, A., Moody, P. C., Morrissey, J. A. Comparison of the regulation, metabolic functions, and roles in virulence of the glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase homologues gapA and gapB in Staphylococcus aureus. Infect. Immun. 78, 5223-5232 (2010).
- Chadwick, J. S. Serological responses of insects. Fed. Proc. 26, 1675-1679 (1967).
- Chadwick, J. S., Caldwell, S. S., Chadwick, P. Adherence patterns and virulence for Galleria mellonella larvae of isolates of Serratia marcescens. J. Invertebr. Pathol. 55, 133-134 (1990).
- Gao, W., et al. Two novel point mutations in clinical Staphylococcus aureus reduce linezolid susceptibility and switch on the stringent response to promote persistent infection. PLoS Pathog. 6, e1000944 (2010).
- Peleg, A. Y., et al. Reduced susceptibility to vancomycin influences pathogenicity in Staphylococcus aureus infection. J. Infect. Dis. 199, 532-536 (2009).
- Salamitou, S., et al. The plcR regulon is involved in the opportunistic properties of Bacillus thuringiensis and Bacillus cereus in mice and insects. Microbiology. 146, 2825-2832 (2000).
- Cadot, C., et al. InhA1, NprA and HlyII as candidates to differentiate pathogenic from non-pathogenic Bacillus cereus strains. J. Clin. Microbiol. 48, 1358-1365 (2010).
- Rejasse, A., et al. Temperature-dependent production of various PlcR-controlled virulence factors in Bacillus weihenstephanensis strain KBAB4. Appl. Environ. Microbiol. 78, 2553-2557 (2012).
- Jones, R. T., et al. Photorhabdus adhesion modification protein (Pam) binds extracellular polysaccharide and alters bacterial attachment. BMC Microbiol. 10, 141 (2010).
- Finney, D. J. Probit analysis. , Cambridge University Press. (1971).
- Fedhila, S., Nel, P., Lereclus, D. The InhA2 metalloprotease of Bacillus thuringiensis strain 407 is required for pathogenicity in insects infected via the oral route. J. Bacteriol. 184, 3296-3304 (2002).
- Guillemet, E., et al. The InhA metalloproteases of Bacillus cereus contribute concomitantly to virulence. J. Bacteriol. 192, 286-294 (2010).
- Nielsen-LeRoux, C., Gaudriault, S., Ramarao, N., Lereclus, D., Givaudan, A. How the insect pathogen bacteria Bacillus thuringiensis and Xenorhabdus/Photorhabdus occupy their hosts. Curr. Opin. Microbiol. 15, 1-12 (2012).
- Bottone, E. J. Bacillus cereus, a volatile human pathogen. Clin. Microbiol. Rev. 23, 382-398 (2010).
- Stenfors Arnesen, L., Fagerlund, A., Granum, P. From soil to gut: Bacillus cereus and its food poisoning toxins. FEMS Microbiol. Rev. 32, 579-606 (2008).
- Lecadet, M., Blondel, M. O., Ribier, J. Generalized transduction in Bacillus thuringiensis var. berliner 1715, using bacteriophage CP54. Ber. J. Gen. Microbiol. 121, 203-212 (1980).
- Sanchis, V., Agaisse, H., Chaufaux, J., Lereclus, D. Construction of new insecticidal Bacillus thuringiensis recombinant strains by using the sporulation non-dependent expression system of cryIIIA and a site specific recombination vector. J. Biotechnol. 48, 81-96 (1996).
- Tran, S. L., Guillemet, E., Gohar, M., Lereclus, D., Ramarao, N. CwpFM (EntFM) is a Bacillus cereus potential cell wall peptidase implicated in adhesion, biofilm formation and virulence. J. Bacteriol. 192, 2638-2642 (2010).
- Tran, S. L., et al. Hemolysin II is a Bacillus cereus virulence factor that induces apoptosis of macrophages. Cell Microbiol. 13, 92-108 (2011).
- Fedhila, S., et al. Comparative analysis of the virulence of invertebrate and mammalian pathogenic bacteria in the oral insect infection model Galleria mellonella. J. Invertebr. Pathol. 103, 24-29 (2010).
- Daou, N., et al. IlsA, a unique surface protein of Bacillus cereus required for iron acquisition from heme, hemoglobin and ferritin. PLoS Pathog. 5, e1000675 (2009).
- Mason, K. L., et al. From commensal to pathogen: translocation of Enterococcus faecalis from the midgut to the hemocoel of Manduca sexta. MBio. 2, e00065-00011 (2011).
- Goldsmith, M. R., Shimada, T., Abe, H. The genetics and genomics of the silkworm, Bombyx mori. Annu. Rev. Entomol. 50, 71-100 (2005).
- Fraser, M. J. Insect transgenesis: current applications and future prospects. Annu. Rev. Entomol. 57, 267-289 (2012).
