Summary

Mekanisk stimulering-indusert Kalsium wave forplantning i cellemonolagene: The Eksempel på storfe Hornhinnen endotelceller

Published: July 16, 2013
doi:

Summary

Intercellulært Ca<sup> 2 +</sup>-Bølger er drevet av gap junction kanaler og hemichannels. Her beskriver vi en fremgangsmåte for å måle intracellulære Ca<sup> 2 +</sup>-Bølger i cellemonolagene i respons på en lokal encellet mekanisk stimulus og dens anvendelse for å undersøke egenskapene til og regulering av gap junction kanaler og hemichannels.

Abstract

Intercellulær kommunikasjon er viktig for samordning av fysiologiske prosesser mellom celler i en rekke organer og vev, inkludert hjernen, leveren, retina, sneglehuset og blodkar. I eksperimentelle innstillinger, intercellulære Ca 2 +-bølger kan bli fremkalt ved å anvende en mekanisk stimulus til en enkelt celle. Dette fører til frigivelse av de intracellulære signalmolekyler IP 3 og Ca 2 + som initierer formering av Ca 2 +-bølge konsentrisk fra det mekanisk stimulert celle til nabocellene. De viktigste molekylære mekanismer som styrer intercellulært Ca 2 +-bølgeutbredelse leveres av gap junction kanaler gjennom direkte overføring av IP 3 og ved hemichannels gjennom utgivelsen av ATP. Identifisering og karakterisering av egenskapene og regulering av ulike connexin og pannexin isoformer som gap junction kanaler og hemichannels er tillatt av quantification for spredning av den intercellulære Ca 2 +-bølge, siRNA, og anvendelse av inhibitorer av gap junction kanaler og hemichannels. Her beskriver vi en fremgangsmåte for å måle intracellulære Ca2 +-bølge i monolag av primære corneale endotelial-celler lastet med Fluo4-AM som reaksjon på en kontrollert og lokalisert mekanisk stimulus provosert av en akutt, kortvarig deformasjon av cellen som et resultat for å trykke på cellemembranen med en mikromanipulator-styrt glass mikropipette med en spiss diameter på mindre enn 1 pm. Vi beskriver også isolasjon av primære bovine corneale endotelial-celler og dens bruk som modellsystem for å vurdere Cx43-hemichannel aktivitet som det drevne kraft for intercellulær Ca 2 +-bølger gjennom frigjøring av ATP. Avslutningsvis diskuterer vi bruk, fordeler, begrensninger og alternativer av denne metoden i sammenheng med gap veikryss kanal og hemichannel forskning.

Introduction

Intercellulær kommunikasjon og signal er vesentlig for koordinering av fysiologiske prosesser som respons på ekstracellulære agonister ved vev-og hel-organ nivå 1,2. Den mest direkte måten å intercellular kommunikasjon er skapt av forekomsten av gap veikryss. Gap veikryss er plaketter av gap junction kanaler, som er proteinholdige kanaler dannet av head-to-head dokking av to connexin (Cx) hemichannels av tilstøtende celler 3,4 (figur 1). Gap veikryss tillate passasje av små signalmolekyler med en molekylvekt på mindre enn 1,5 kDa, blant Ca 2 + eller IP 3 5, forårsaker og modulere Ca2 +-frigjøring fra de intracellulære lagre av nabocellene 6 (figur 2). Gap junction kanaler er strengt regulert av intra-og intermolekylær protein interaksjoner og av cellulære signalering prosesser, som redoks modifikasjon ogfosforylering 7. Gjs rette for koordinert respons av tilkoblede celler, og dermed fungerer som en kjemisk og elektrisk syncytium. For eksempel, er spredning av kardial aksjonspotensiale tvers av de atriale og ventrikulære myocytter mediert av Cx-baserte GJ kanaler 85. CXS ikke bare har en rolle som gap junction kanaler, men også danne uparede hemichannels, og derved fungerer som kanaler i membraner på samme måte som vanlige ionekanaler 8-10 (figur 1). Hemichannels delta i parakrine signalering mellom nabocellene ved å kontrollere utveksling av ioner og signalmolekyler mellom intra-og ekstracellulære miljøet.

I mange celletyper (som epitelceller, osteoblastiske celler, astrocytes, endotelceller, osv.) og organer (som hjerne, lever, netthinne, sneglehuset og blodkar), intracellulære Ca 2 +-bølger er grunnleggende for koordinering av flercellede svar <sup> 11. Økninger i intracellulær Ca 2 +-nivåer i en viss celle er ikke begrenset til denne celle, men forplanter seg til de omkringliggende nabocellene, for derved å etablere et intercellulært Ca 2 +-bølge 12,13. Disse intercellulært Ca 2 +-bølger er viktig for normal fysiologisk regulering av celle lag som syncytium og deres dysregulation har vært forbundet med patofysiologiske prosesser 11. I hornhinnen endotelet og epitel, studerte ulike grupper 14-24, inkludert vår egen 25-33, mekanismer og roller intercellular kommunikasjon. I ikke-eksiterbare celler, som corneale endotelial-celler, to forskjellige moduser av intercellulær kommunikasjon forekomme 28,29, nemlig gap junctional intercellulær kommunikasjon og parakrine intercellulær kommunikasjon. Gap junctional intercellular kommunikasjon innebærer en direkte utveksling av signalmolekyler via gap veikryss 7. Gap juncnale intercellular kommunikasjon er avgjørende for å opprettholde vev homeostase, kontrollere cellevekst, og etablere en synkronisert svar på ekstracellulær stresset 10,34,35. I et antall patologiske tilstander, er gap junction kopling redusert på grunn av defekte CXS og herved påvirker gapet junctional intercellulær kommunikasjon 36. Dette understreker viktigheten og innflytelse gap junctional intercellular kommunikasjon i flercellede organismer. I motsetning til gapet junctional intercellulær kommunikasjon, er parakrin intercellulær kommunikasjon ikke avhengig av celle-celle-apposisjon, siden det innebærer frigjøring av diffunderbart ekstracellulære budbringere (figur 2). Ulike typer signalmolekyler blir utgitt i ekstracellulære rommet ved å signalisere celler. Molekylet blir deretter transportert til målcellen hvor det detekteres av et spesifikt reseptorprotein. Deretter reseptor-signal kompleks induserer en cellulær respons, somble avsluttet ved fjerning av signalet, inaktivering eller desensitivisering. Utgitt lipofile ekstracellulære signalmolekyler budbringere trenge gjennom membranen og handle på intracellulære reseptorer. I motsetning, gjør hydrofile budbringere ikke krysse plasmamembranen hos det reagerer celle, men opptrer som en ligand som binder seg til overflaten-uttrykte reseptor proteiner, som deretter videresender signalet til det intracellulære miljøet. Tre store familier av celleoverflaten reseptor proteiner delta i denne prosessen: ion-channel-forbundet, enzyme-linked, og G protein-koblet. Den frigjorte messenger molekyl kan opptre på reseptorene av den samme celle (autokrin), på målceller i umiddelbar nærhet (parakrine), eller på fjerne målceller som krever sirkulasjonssystemet (endokrine).

I mange celletyper, inkludert corneal endothelium 28,29, ATP er en av de store hydrofile, parakrine faktorene som driver forplantningen av intercellulære Ca 2 +-bølger 37-40. During mekanisk deformasjon, hypoksi, betennelse eller stimulering av ulike agenter, kan ATP bli løst fra friske celler 41-44 i respons til skjærspenning, strekke, eller osmotisk hevelse 44,45. Forskjellige ATP-frigjøringsmekanismer er blitt postulert, inkludert vesikulært exocytose 44 og en mengde av transport-mekanismer, slik som ATP-bindende kassett (ABC) transportører, plasmalemmal spenningsavhengige anion kanaler 46, P2X7 receptor kanaler 47,48, samt connexin hemichannels 49-52 og pannexin hemichannels 43,49,53. Extracellular ATP kan være hurtig hydrolyseres til ADP, AMP og adenosin 54,55 ved ectonucleotidases som er til stede i det ekstracellulære miljø. Den ekstracellulært utgitt ATP og dets metabolitt ADP 56 vil spre seg gjennom diffusjon. Den etterfølgende interaksjon av disse nukleotidene med purinergiske reseptorer i de nærliggende celler har vært implisert i propagation av intercellular Ca 2 +-bølger 28,37,51. To forskjellige klasser av purinergiske reseptorer finnes: adenosin er den viktigste naturlige ligand for P1-purinoceptors, mens både purine (ATP, ADP) og pyrimidin (UTP, UDP) nukleotider handle på de fleste P2-purinoceptors 57.

Intercellulær kommunikasjon kan bli undersøkt av ulike metoder som skrape lasting, fargestoff overføring, lokale uncaging av agonister som IP 3 og Ca 2 +, mekanisk stimulering, etc.. Her beskriver vi studiet av Ca 2 +-bølgeutbredelse fremkalt ved mekanisk stimulering av en enkelt celle. Fordelen med å studere Ca 2 +-bølgeutbredelse av mekanisk stimulering er at det gir et enkelt verktøy for å kvantifisere spredningen av Ca 2 +-bølge over tid, og det gir kvantitativt sammenligne ulike forbehandling av cellene. I hornhinnen endotelet, disse intercellulært Ca 2 +-bølger tillate en cokoordinert respons fra monolaget, herved opptrer som en mulig forsvarsmekanisme av den ikke-regenerative corneal endothelium hjelpe endotelet til å motstå påkjenninger under ekstracellulære intraokulær kirurgi, eller ved eksponering for inflammatoriske mediatorer under immun avvisning eller uveitt 58,59.

Protocol

En. Isolering av Hornhinnen endotelceller Før du begynner: Isoler celler fra friske øyne, hentet fra et lokalt slakteri, så snart som mulig etter enucleating øyet. Sørg for at øyet ble enucleated fra en ku av maksimale 18 måneder gammel, fem minutter etter avliving og bevart i Earles Balanced Salt Solution – 1% jod-løsning ved 4 ° C for transport til laboratoriet. Ta øyet ut av Earles Balanced Salt Solution – 1% jod løsning og plassere den i en petriskål (100 x 20 mm)….

Representative Results

Alle eksperimentene er utført i samsvar med alle gjeldende retningslinjer, forskrifter og kontrollorganer og protokollen blir demonstrert utføres under veiledning og godkjenning av dyr omsorg og bruk komité av KU Leuven. I bovine corneale endotelial-celler (BCEC), er funksjonelle gap veikryss og uttrykt både gapet junctional intercellulær kommunikasjon og parakrine intercellulær kommunikasjon bidra vesentlig til intercellulær kommunikasjon på en interaktiv måte, men den viktigste st…

Discussion

I dette manuskriptet, beskriver vi en enkel metode for å måle intracellulære Ca2 +-bølgeforplantning i monolag av primære bovine corneale endotelial-celler ved å tilveiebringe en lokal og kontrollert mekanisk stimulering ved hjelp av en mikropipette. Mekanisk stimulerte celler reagere med en lokal økning i intracellulært IP 3 og Ca 2 +, som begge er essensielle intracellulære signalmolekyler som driver intercellulære Ca 2 +-bølgeutbredelse 11,67. IP 3 er …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskningsarbeid utført i laboratoriet ble støttet med tilskudd fra Research Foundation – Flandern (FWO; tilskuddsordninger tall G.0545.08 og G.0298.11), den Interuniversity attraksjonen polakker Program (belgisk Science Policy, prosjekt nummer P6/28 og P7/13) og er innebygd i en FWO-støttet forskningsmiljø. CDH er en postdoktor for Research Foundation – Flandern (FWO). Forfatterne er svært takknemlig for alle nåværende og tidligere medlemmer av Laboratory of Molecular and Cellular signalering (KU Leuven), Dr. SP Srinivas (Indiana University School of Optometry, USA), laboratoriet av Dr. Leybaert (Ghent University) og av Dr. Vinken (VUB) som ga nyttige diskusjoner, optimalisert prosedyrer eller var involvert i utviklingen av verktøy for studier av connexin hemichannels.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Column1
Earle’s Balanced Salt Solution (EBSS) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14155-048
Iodine Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) 38060-1EA
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 11960-044
L-glutamine (Glutamax) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 35050-038
Amphotericin-B Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A2942
Antibiotic-antimycotic mixture Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 15240-096
Trypsin Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 25300-054
Dulbecco’s PBS Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14190-091
Fluo-4 AM Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) F14217
ARL-67156 (6-N,N-Diethyl-b,g-dibromomethylene-D-ATP) Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A265
Apyrase VI Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6410
Apyrase VII Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6535
Gap26 (VCYDKSFPISHVR) Custom peptide synthesis
Gap27 (SRPTEKTIFII) Custom peptide synthesis
Control Peptide (SRGGEKNVFIV) Custom peptide synthesis
siRNA1 Cx43 (sense: 5’GAAGGAGGAGGAACU-CAAAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA2 Cx43 (sense: 5’CAAUUCUUCCUGCCGCAAUdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA scramble: scrambled sequence of siCx43-1 (sense: 5’GGUAAACG-GAACGAGAAGAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
TAT-L2 (TAT- DGANVDMHLKQIEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
TAT-L2-H126K/I130N (TAT-DGANVDMKLKQNEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
Two chambered glass slides Laboratory-Tek Nunc (Roskilde, Denmark) 155380
Confocal microscope Carl Zeiss Meditec (Jena, Germany) LSM510
Piezoelectric crystal nanopositioner (Piezo Flexure NanoPositioner) PI Polytech (Karlsruhe, Germany) P-280
HVPZT-amplifier PI Polytech (Karlsruhe, Germany) E463 HVPZT-amplifier
Glass tubes (glass replacement 3.5 nanoliter) World Precision Instruments, Inc. Sarasota, Florida, USA 4878
Microelectrode puller Zeitz Instrumente (Munchen, Germany) WZ DMZ-Universal Puller

References

  1. Vinken, M., et al. Connexins and their channels in cell growth and cell death. Cell Signal. 18, 592-600 (2006).
  2. Mese, G., Richard, G., White, T. W. Gap junctions: basic structure and function. J. Invest. Dermatol. 127, 2516-2524 (2007).
  3. Bruzzone, R., White, T. W., Paul, D. L. Connections with connexins: the molecular basis of direct intercellular signaling. Eur. J. Biochem. 238, 1-27 (1996).
  4. White, T. W., Bruzzone, R., Paul, D. L. The connexin family of intercellular channel forming proteins. Kidney Int. 48, 1148-1157 (1995).
  5. Decrock, E., et al. Connexin-related signaling in cell death: to live or let die?. Cell Death Differ. 16, 524-536 (2009).
  6. Herve, J. C. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 1-4 (2007).
  7. Herve, J. C., Bourmeyster, N., Sarrouilhe, D., Duffy, H. S. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 29-65 (2007).
  8. Bruzzone, R., Barbe, M. T., Jakob, N. J., Monyer, H. Pharmacological properties of homomeric and heteromeric pannexin hemichannels expressed in Xenopus oocytes. J. Neurochem. 92, 1033-1043 (2005).
  9. Ebihara, L., Steiner, E. Properties of a nonjunctional current expressed from a rat connexin46 cDNA in Xenopus oocytes. J. Gen. Physiol. 102, 59-74 (1993).
  10. Evans, W. H., De Vuyst, E., Leybaert, L. The gap junction cellular internet: connexin hemichannels enter the signalling limelight. Biochem. J. 397, 1-14 (2006).
  11. Leybaert, L., Sanderson, M. J. Intercellular Ca2+ waves: mechanisms and function. Physiol. Rev. 92, 1359-1392 (2012).
  12. Sanderson, M. J., Charles, A. C., Dirksen, E. R. Mechanical stimulation and intercellular communication increases intracellular Ca2+ in epithelial cells. Cell Regul. 1, 585-596 (1990).
  13. Himpens, B., Stalmans, P., Gomez, P., Malfait, M., Vereecke, J. Intra- and intercellular Ca2+ signaling in retinal pigment epithelial cells during mechanical stimulation. Faseb J. 13, 63-68 (1999).
  14. Williams, K. K., Watsky, M. A. Bicarbonate promotes dye coupling in the epithelium and endothelium of the rabbit cornea. Curr. Eye Res. 28, 109-120 (2004).
  15. Hernandez Galindo, E. E., Theiss, C., Steuhl, K. P., Meller, D. Gap junctional communication in microinjected human limbal and peripheral corneal epithelial cells cultured on intact amniotic membrane. Exp Eye Res. 76, 303-314 (2003).
  16. Williams, K., Watsky, M. Gap junctional communication in the human corneal endothelium and epithelium. Curr. Eye Res. 25, 29-36 (2002).
  17. Anderson, S. C., Stone, C., Tkach, L., SundarRaj, N. Rho and Rho-kinase (ROCK) signaling in adherens and gap junction assembly in corneal epithelium. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 43, 978-986 (2002).
  18. Joyce, N. C., Harris, D. L., Zieske, J. D. Mitotic inhibition of corneal endothelium in neonatal rats. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 2572-2583 (1998).
  19. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Trinkaus-Randall, V. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  20. Klepeis, V. E., Cornell-Bell, A., Trinkaus-Randall, V. Growth factors but not gap junctions play a role in injury-induced Ca2+ waves in epithelial cells. J. Cell Sci. 114, 4185-4195 (2001).
  21. Laux-Fenton, W. T., Donaldson, P. J., Kistler, J., Green, C. R. Connexin expression patterns in the rat cornea: molecular evidence for communication compartments. Cornea. 22, 457-464 (2003).
  22. Rae, J. L., Lewno, A. W., Cooper, K., Gates, P. Dye and electrical coupling between cells of the rabbit corneal endothelium. Curr. Eye Res. 8, 859-869 (1989).
  23. Watsky, M. A., Rae, J. L. Dye coupling in the corneal endothelium: effects of ouabain and extracellular calcium removal. Cell Tissue Res. 269, 57-63 (1992).
  24. Williams, K. K., Watsky, M. A. Dye spread through gap junctions in the corneal epithelium of the rabbit. Curr. Eye Res. 16, 445-452 (1997).
  25. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Thrombin inhibits intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells by modulation of hemichannels and gap junctions. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 120-133 (2007).
  26. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Reduced intercellular communication and altered morphology of bovine corneal endothelial cells with prolonged time in cell culture. Curr. Eye Res. 34, 454-465 (2009).
  27. D’hondt, C., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Adenosine Opposes Thrombin-Induced Inhibition of Intercellular Calcium Wave in Corneal Endothelial Cells. Invest Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 1518-1527 (2007).
  28. Gomes, P., Srinivas, S. P., Van Driessche, W., Vereecke, J., Himpens, B. ATP release through connexin hemichannels in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1208-1218 (2005).
  29. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. ATP-dependent paracrine intercellular communication in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 104-113 (2005).
  30. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Gap junctional intercellular communication in bovine corneal endothelial cells. Exp Eye Res. , (2006).
  31. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 49, 4816-4827 (2008).
  32. Ponsaerts, R., et al. RhoA GTPase Switch Controls Cx43-Hemichannel Activity through the Contractile System. PLoS ONE. 7, e42074 (2012).
  33. Ponsaerts, R., et al. Intramolecular loop/tail interactions are essential for connexin 43-hemichannel activity. Faseb J. 24, 4378-4395 (2010).
  34. Charles, A. Reaching out beyond the synapse: glial intercellular waves coordinate metabolism. Sci STKE. 2005, pe6 (2005).
  35. Laird, D. W. Life cycle of connexins in health and disease. Biochem. J. 394, 527-543 (2006).
  36. Kelsell, D. P., Dunlop, J., Hodgins, M. B. Human diseases: clues to cracking the connexin code. Trends Cell Biol. 11, 2-6 (2001).
  37. Pearson, R. A., Dale, N., Llaudet, E., Mobbs, P. ATP released via gap junction hemichannels from the pigment epithelium regulates neural retinal progenitor proliferation. Neuron. 46, 731-744 (2005).
  38. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Randall, V. T. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  39. Cotrina, M. L., Lin, J. H., Lopez-Garcia, J. C., Naus, C. C., Nedergaard, M. ATP-mediated glia signaling. J. Neurosci. 20, 2835-2844 (2000).
  40. Burnstock, G., Williams, M. P2 purinergic receptors: modulation of cell function and therapeutic potential. J. Pharmacol. Exp. Ther. 295, 862-869 (2000).
  41. Schwiebert, E. M., Zsembery, A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim. Biophys Acta. 1615, 7-32 (2003).
  42. Lazarowski, E. R., Boucher, R. C., Harden, T. K. Mechanisms of release of nucleotides and integration of their action as P2X- and P2Y-receptor activating molecules. Mol. Pharmacol. 64, 785-795 (2003).
  43. Dubyak, G. R., el-Moatassim, C. Signal transduction via P2-purinergic receptors for extracellular ATP and other nucleotides. Am. J. Physiol. 265, C577-C606 (1993).
  44. Blair, S. A., Kane, S. V., Clayburgh, D. R., Turner, J. R. Epithelial myosin light chain kinase expression and activity are upregulated in inflammatory bowel disease. Lab. Invest. 86, 191-201 (2006).
  45. Boudreault, F., Grygorczyk, R. Cell swelling-induced ATP release and gadolinium-sensitive channels. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 282, C219-C226 (2002).
  46. Romanov, R. A., Rogachevskaja, O. A., Khokhlov, A. A., Kolesnikov, S. S. Voltage dependence of ATP secretion in mammalian taste cells. J. Gen. Physiol. 132, 731-744 (2008).
  47. Pelegrin, P., Surprenant, A. Pannexin-1 mediates large pore formation and interleukin-1beta release by the ATP-gated P2X7 receptor. Embo J. 25, 5071-5082 (2006).
  48. Surprenant, A., Rassendren, F., Kawashima, E., North, R. A., Buell, G. The cytolytic P2Z receptor for extracellular ATP identified as a P2X receptor (P2X7). Science. 272, 735-738 (1996).
  49. D’hondt, C., et al. Pannexin channels in ATP release and beyond: an unexpected rendezvous at the endoplasmic reticulum. Cell Signal. 23, 305-316 (2011).
  50. Leybaert, L., et al. Connexin channels, connexin mimetic peptides and ATP release. Cell Commun. Adhes. 10, 251-257 (2003).
  51. Stout, C. E., Costantin, J. L., Naus, C. C., Charles, A. C. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. J. Biol. Chem. 277, 10482-10488 (2002).
  52. Verma, V., Hallett, M. B., Leybaert, L., Martin, P. E., Howard Evans, W. Perturbing plasma membrane hemichannels attenuates calcium signalling in cardiac cells and HeLa cells expressing connexins. Eur. J. Cell Biol. , (2008).
  53. Pharmacol, B. r. J. . 147, S172-S181 (2006).
  54. Slakey, L. L., Gordon, E. L., Pearson, J. D. A comparison of ectonucleotidase activities on vascular endothelial and smooth muscle cells. Ann. N.Y. Acad. Sci. 603, 366-378 (1990).
  55. Gordon, E. L., Pearson, J. D., Slakey, L. L. The hydrolysis of extracellular adenine nucleotides by cultured endothelial cells from pig aorta. Feed-forward inhibition of adenosine production at the cell surface. J. Biol. Chem. 261, 15496-15507 (1986).
  56. Moerenhout, M., Himpens, B., Vereecke, J. Intercellular communication upon mechanical stimulation of CPAE- endothelial cells is mediated by nucleotides. Cell Calcium. 29, 125-136 (2001).
  57. Ralevic, V., Burnstock, G. Receptors for purines and pyrimidines. Pharmacol. Rev. 50, 413-492 (1998).
  58. Edelhauser, H. F. The resiliency of the corneal endothelium to refractive and intraocular surgery. Cornea. 19, 263-273 (2000).
  59. George, A. J., Larkin, D. F. Corneal transplantation: the forgotten graft. Am. J. Transplant. 4, 678-685 (2004).
  60. Hong, S. J., Wu, K. Y., Wang, H. Z., Fong, J. C. Change of cytosolic Ca2+ mobility in cultured bovine corneal endothelial cells by endothelin-1. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 19, 1-9 (2003).
  61. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Histamine H1 receptor-mediated Ca2+ signaling in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 33, 3041-3049 (1992).
  62. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Agonist-induced Ca2+ mobilization in cultured bovine and human corneal endothelial cells. Curr. Eye Res. 12, 303-311 (1993).
  63. Srinivas, S. P., Yeh, J. C., Ong, A., Bonanno, J. A. Ca2+ mobilization in bovine corneal endothelial cells by P2 purinergic receptors. Curr. Eye Res. 17, 994-1004 (1998).
  64. Satpathy, M., Gallagher, P., Jin, Y., Srinivas, S. P. Extracellular ATP opposes thrombin-induced myosin light chain phosphorylation and loss of barrier integrity in corneal endothelial cells. Exp Eye Res. 81, 183-192 (2005).
  65. Srinivas, S. P., et al. Cell volume response to hyposmotic shock and elevated cAMP in bovine trabecular meshwork cells. Exp. Eye Res. 78, 15-26 (2004).
  66. D’hondt, C., Ponsaerts, R., De Smedt, H., Bultynck, G., Himpens, B. Pannexins, distant relatives of the connexin family with specific cellular functions. Bioessays. 31, 953-974 (2009).
  67. Boitano, S., Dirksen, E. R., Sanderson, M. J. Intercellular propagation of calcium waves mediated by inositol trisphosphate. Science. 258, 292-295 (1992).
  68. De Vuyst, E., et al. Intracellular calcium changes trigger connexin 32 hemichannel opening. EMBO J. 25, 34-44 (2006).
  69. De Vuyst, E., et al. Ca2+ regulation of connexin 43 hemichannels in C6 glioma and glial cells. Cell Calcium. 46, 176-187 (2009).
  70. Weissman, T. A., Riquelme, P. A., Ivic, L., Flint, A. C., Kriegstein, A. R. Calcium waves propagate through radial glial cells and modulate proliferation in the developing neocortex. Neuron. 43, 647-661 (2004).
  71. Iyer, S., Deutsch, K., Yan, X., Lin, B. Batch RNAi selector: a standalone program to predict specific siRNA candidates in batches with enhanced sensitivity. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 85, 203-209 (2007).
  72. Stehberg, J., et al. Release of gliotransmitters through astroglial connexin 43 hemichannels is necessary for fear memory consolidation in the basolateral amygdala. Faseb J. 26, 3649-3657 (2012).
  73. Evans, W. H., Bultynck, G., Leybaert, L. Erratum to: Manipulating Connexin Communication Channels: Use of Peptidomimetics and the Translational Outputs. J. Membr. Biol. 245, 451 (2012).
  74. Majumder, P., et al. ATP-mediated cell-cell signaling in the organ of Corti: the role of connexin channels. Purinergic Signal. 6, 167-187 (2010).
  75. Carvalho, A. C., et al. affects intracellular Ca2+ stores and induces Ca2+ wave propagation. Cell Death Differ. 11, 1265-1276 (2004).
  76. Torres, A., et al. Extracellular Ca2+ acts as a mediator of communication from neurons to glia. Sci. Signal. 5, ra8 (2012).
  77. Decrock, E., et al. Transfer of IP(3) through gap junctions is critical, but not sufficient, for the spread of apoptosis. Cell Death Differ. 19 (3), 947-957 (2012).
  78. Beltramello, M., Piazza, V., Bukauskas, F. F., Pozzan, T., Mammano, F. Impaired permeability to Ins(1,4,5)P3 in a mutant connexin underlies recessive hereditary deafness. Nat. Cell Biol. 7 (1,4,5), 63-69 (2005).
  79. Bukauskas, F. F., Bukauskiene, A., Verselis, V. K. Conductance and permeability of the residual state of connexin43 gap junction channels. J. Gen. Physiol. 119, 171-186 (2002).
  80. Bukauskas, F. F., Verselis, V. K. Gap junction channel gating. Biochim. Biophys. Acta. 1662, 42-60 (2004).
  81. Dahl, G. Where are the gates in gap junction channels?. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 23, 1047-1052 (1996).
  82. Retamal, M. A., Schalper, K. A., Shoji, K. F., Bennett, M. V., Saez, J. C. Opening of connexin 43 hemichannels is increased by lowering intracellular redox potential. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 8322-8327 (2007).
  83. Shibayama, J., et al. Effect of charge substitutions at residue his-142 on voltage gating of connexin43 channels. Biophys. J. 91, 4054-4063 (2006).
  84. Desplantez, T., Verma, V., Leybaert, L., Evans, W. H., Weingart, R. Gap26, a connexin mimetic peptide, inhibits currents carried by connexin43 hemichannels and gap junction channels. Pharmacological Research: The Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 65, 546-552 (2012).
  85. Delmar, M. Gap junctions as active signaling molecules for synchronous cardiac function. J. Cardiovasc. Electrophysiol. 11, 118-120 (2000).

Play Video

Cite This Article
D’hondt, C., Himpens, B., Bultynck, G. Mechanical Stimulation-induced Calcium Wave Propagation in Cell Monolayers: The Example of Bovine Corneal Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (77), e50443, doi:10.3791/50443 (2013).

View Video