Summary

Mekanisk stimulering-inducerad Kalcium vågutbredning i cellmonoskikt: exemplet Nötkreatur hornhinnan endotelceller

Published: July 16, 2013
doi:

Summary

Intercellulär Ca<sup> 2 +</sup>-Vågor drivs av kanaler gap junction och hemichannels. Här beskriver vi en metod för att mäta intercellulär Ca<sup> 2 +</sup>-Vågor i cellmonoskikten som svar på en lokal encelliga mekanisk stimulus och dess tillämpning för att undersöka egenskaperna och reglering av kanaler gap junction och hemichannels.

Abstract

Intercellulär kommunikation är avgörande för samordningen av fysiologiska processer mellan celler i olika organ och vävnader, inklusive hjärnan, lever, retina, cochlea och kärlsystemet. I experimentella inställningar, intercellulär Ca 2 +-vågor kan framkallas genom att applicera en mekanisk stimulans till en enda cell. Detta leder till frisättning av de intracellulära signalmolekyler IP 3 och Ca 2 + att initiera propagering av Ca 2 +-våg koncentriskt från den mekaniskt stimulerad cell till de angränsande cellerna. De huvudsakliga molekylära vägar som kontrollerar intercellular Ca2 +-vågutbredning tillhandahålls av kanaler gap junction genom direkt överföring av IP 3 och hemichannels genom frisättning av ATP. Identifiering och karaktärisering av egenskaper och regleringen av olika connexin och pannexin isoformer såsom kanaler gap junction och hemichannels tillåts av quantification för spridning av den intercellulära Ca 2 +-våg, siRNA, och användningen av inhibitorer av kanaler gap junction och hemichannels. Här beskriver vi en metod för att mäta intercellulär Ca 2 +-våg i monoskikt av primära korneala endotelceller laddad med Fluo4-AM som svar på ett kontrollerat och lokaliserad mekanisk stimulering som framkallats av en akut, kortvarig deformation av cellen som en följd av att peka på cellmembranet med en mikromanipulator kontrollerad glasmikropipett med en spets diameter av mindre än 1 | im. Vi beskriver också isoleringen av primära nötkreatur hornhinnan endotelceller och dess användning som modell för att bedöma Cx43-hemichannel aktivitet som den drivna kraft för intercellular Ca2 +-vågorna genom frisättning av ATP. Slutligen diskuterar vi användning, fördelar, begränsningar och alternativ av denna metod inom ramen för gap junction-kanal och hemichannel forskning.

Introduction

Kommunikationen mellan och signalering är avgörande för samordningen av fysiologiska processer som svar på extracellulära agonister vid vävnaden och hela-orgel nivån 1,2. Det mest direkta sättet att kommunikationen mellan skapas av förekomsten av kanalförbindelser. Kanalförbindelser är plack av kanaler gap junction, som är proteinhaltiga kanaler bildade av head-to-head dockning av två connexin (Cx) hemichannels av angränsande celler 3,4 (Figur 1). Kanalförbindelser tillåta passage av små signalmolekyler med en molekylvikt av mindre än 1,5 kDa, inklusive Ca 2 + eller IP 3 5, vilket leder till och modulera Ca2 +-frisättning från intracellulära förråd av de angränsande cellerna 6 (figur 2). Gap junction kanaler hårt reglerad av intra-och intermolekylära proteininteraktioner och cellulär signalering processer, liksom redox modifiering ochfosforylering 7. GJS underlätta ett samordnat svar på anslutna celler, och därmed utgöra en kemisk och elektrisk syncytium. Till exempel är spridningen av hjärtats aktionspotential över atriella och ventrikulära myocyter medieras av Cx-baserade GJ kanaler 85. CXS inte bara ha en roll som kanaler gap junction, men också bilda oparade hemichannels, fungerar därmed som kanaler i membran på samma sätt som vanliga jonkanaler 8-10 (Figur 1). Hemichannels deltar i parakrina signalering mellan angränsande celler genom att reglera utbytet av joner och signalmolekyler mellan intra-och extracellulära miljön.

I många celltyper (såsom epitelceller, osteoblastceller, astrocyter, endotelceller, etc.) och organ (som hjärna, lever, retina, cochlea och kärlsystemet), intercellulär Ca2 +-vågorna är grundläggande för samordningen av flercelliga svar <sup> 11. Ökningar i intracellulära Ca2 +-nivåer i en viss cell är inte begränsade till denna cell, men propagera till omgivande angränsande celler, varigenom det skapas en intercellulär Ca 2 +-våg 12,13. Dessa intercellulär Ca 2 +-vågor är viktiga för normal fysiologisk reglering av cellskikt som ett syncytium och deras dysreglering har associerats med patofysiologiska processer 11. I hornhinneendotel och epitel, studerade olika grupperna 14-24, inklusive vår egen 25-33, mekanismer och roller kommunikationen mellan. I icke-retbara celler, liksom hornhinnan endotelceller, två distinkta former av kommunikationen mellan inträffar 28,29, nämligen klyftan junktional kommunikationen mellan och parakrin kommunikationen mellan. Gap junktional kommunikationen mellan innebär ett direkt utbyte av signalmolekyler via gap junctions 7. Gap juncnella kommunikationen mellan är avgörande för att upprätthålla vävnad homeostas, kontrollerar celltillväxt, och inrättande av en synkroniserad svar på extracellulära stressen 10,34,35. I ett antal sjukdomar, är gap junction koppling reducerad på grund av defekta CXS, och härmed påverka gap junktional kommunikationen mellan 36. Detta understryker vikten och påverkan av gapet junktional intracellulär kommunikation i flercelliga organismer. I motsats till gap junktional kommunikationen mellan, är parakrin kommunikationen mellan inte beroende av cell-cell apposition, eftersom det involverar frisättning av diffunderbara extracellulära budbärare (Figur 2). Olika typer av signalerande molekyler frigörs i det extracellulära utrymmet genom att signalera celler. Molekylen transporteras sedan till målcellen där den detekteras av en specifik receptorprotein. Därefter receptor-signalen komplex inducerar ett cellulärt svar, somavslutas genom avlägsnande av signalen, inaktivering eller hyposensibilisering. Släppt lipofila extracellulära signalsystem budbärare penetrera membranet och agera på intracellulära receptorer. Däremot korsar hydrofila budbärare inte plasmamembranet hos den svarande cellen, men fungera som en ligand som binder till ytuttryckta receptorproteiner, som sedan vidarebefordrar signalen till intracellulära miljön. Tre stora familjer av cellyteproteiner proteiner deltar i denna process: jon-kanal-kopplad, enzym-linked, och G-protein-kopplade. Den släpptes Budbärarmolekylen kan agera på receptorer i samma cell (autokrin), på målceller i närheten (parakrint), eller på avlägsna målceller som kräver cirkulationssystemet (endokrin).

I många celltyper, innefattande hornhinneendotel 28,29, är ATP en av de stora hydrofila, parakrina faktorer för förökning av intercellulär Ca 2 +-vågor 37-40. DurIng mekanisk deformation, hypoxi, inflammation eller stimulering av olika agenter, kan ATP frigöras från friska celler 41-44 som svar på skjuvspänning, stretch, eller osmotisk svullnad 44,45. Olika ATP-frigöringsmekanismer har förutsatts, inklusive vesikulär exocytos 44 och en uppsjö av transporttjänster mekanismer, såsom ATP-bindande kassett (ABC) transportörer, plasmalemmal spänningsberoende kanaler anjon 46, P2X7-receptorns 47,48, samt connexin hemichannels 49-52 och pannexin hemichannels 43,49,53. Extracellulär ATP kan vara snabbt hydrolyseras till ADP, AMP och adenosin 54,55 genom ectonucleotidases som är närvarande i den extracellulära omgivningen. Den extracellulärt släppt ATP och dess metabolit ADP 56 kommer att spridas genom diffusion. Den efterföljande interaktion av dessa nukleotider med purinerga receptorer i de angränsande cellerna har varit inblandad i propagation av intercellulär Ca 2 +-vågor 28,37,51. Två olika klasser av purinerga receptorer finns: adenosin är den främsta naturliga liganden för P1-purinoceptorer, medan både purin (ATP, ADP) och pyrimidin (UTP, UDP) nukleotider agera på de flesta P2-purinoceptorer 57.

Kommunikationen mellan kan undersökas med olika metoder såsom skrapa lastning, fargöverföring, lokal uncaging av agonister som IP 3 och Ca 2 +, mekanisk stimulering, osv. Här beskriver vi studiet av Ca 2 +-vågutbredning framkallade genom mekanisk stimulering av en enda cell. Fördelen med att studera Ca2 +-vågutbredning genom mekanisk stimulering är att det ger ett enkelt verktyg för att kvantifiera spridningen av Ca2 +-våg över tid och det gör att kvantitativt jämföra olika förbehandlingar av cellerna. I hornhinnans endotel, dessa intercellulära Ca2 +-vågor tillåta en coordinated svar från monolagret, härmed fungerar som en möjlig försvarsmekanism i icke-regenerativ hornhinneendotel hjälper endotelet att motstå extracellulära påkänningar under intraokulär kirurgi, eller vid exponering för inflammatoriska mediatorer under immunavstötning eller uveit 58,59.

Protocol

Ett. Isolering av hornhinnan endotelceller Innan du börjar: Isolera celler från friska ögon, som erhållits från ett lokalt slakteri, så snart som möjligt efter enucleating ögat. Se till att ögat var enukleation från en ko med maximalt 18 månader gammal, fem minuter efter slakt och bevaras i Earles Balanced Salt Solution – 1% jodlösning vid 4 ° C under transporten till laboratoriet. Ta ögat ur Earles balanserade saltlösning – 1% jodlösning och placera den i en petri…

Representative Results

Alla experiment utförs i enlighet med alla relevanta riktlinjer, föreskrifter och tillsynsmyndigheter och protokoll som demonstreras utförs under ledning och godkännande av djurets skötsel och användning kommitté av KU Leuven. I nötkreatur hornhinnans endotelceller (BCEC), är funktionella kanalförbindelser uttrycks och både lucka junktional kommunikationen mellan och parakrin kommunikationen mellan väsentligt bidra till kommunikationen mellan på ett interaktivt sätt, men det vi…

Discussion

I detta manuskript, beskriver vi en enkel metod för att mäta intercellulär Ca 2 +-vågutbredning i monoskikt av primära bovina korneala endotelceller genom att tillhandahålla en lokaliserad och kontrollerad mekanisk stimulering med användning av en mikropipett. Mekaniskt stimulerade celler reagerar med en lokal ökning av intracellulär IP 3 och Ca 2 +, båda av vilket är väsentliga intracellulära signalerande molekylar som driver intercellulär Ca 2 +-vågutbredning 11,67….

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskningen utförs i laboratoriet har finansierats med bidrag från Research Foundation – Flandern (FWO, bidrag nummer G.0545.08 och G.0298.11), den Interuniversity sevärdhet polackerna Program (belgisk Science Policy, licensnummer P6/28 och P7/13) och är inbäddad i en FWO-stödd forskning community. CDH är en forskarassistent i Research Foundation – Flandern (FWO). Författarna är mycket tacksamma för alla nuvarande och tidigare medlemmar av Laboratoriet för molekylär och cellulär signalering (KU Leuven), dr SP Srinivas (Indiana University School of Optometri, USA), laboratoriet av Dr Leybaert (Ghent University) och Dr Vinken (VUB) som gav nyttiga diskussioner, optimerade rutiner eller var inblandade i utvecklingen av verktyg för studier av connexin hemichannels.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Column1
Earle’s Balanced Salt Solution (EBSS) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14155-048
Iodine Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) 38060-1EA
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 11960-044
L-glutamine (Glutamax) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 35050-038
Amphotericin-B Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A2942
Antibiotic-antimycotic mixture Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 15240-096
Trypsin Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 25300-054
Dulbecco’s PBS Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14190-091
Fluo-4 AM Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) F14217
ARL-67156 (6-N,N-Diethyl-b,g-dibromomethylene-D-ATP) Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A265
Apyrase VI Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6410
Apyrase VII Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6535
Gap26 (VCYDKSFPISHVR) Custom peptide synthesis
Gap27 (SRPTEKTIFII) Custom peptide synthesis
Control Peptide (SRGGEKNVFIV) Custom peptide synthesis
siRNA1 Cx43 (sense: 5’GAAGGAGGAGGAACU-CAAAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA2 Cx43 (sense: 5’CAAUUCUUCCUGCCGCAAUdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA scramble: scrambled sequence of siCx43-1 (sense: 5’GGUAAACG-GAACGAGAAGAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
TAT-L2 (TAT- DGANVDMHLKQIEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
TAT-L2-H126K/I130N (TAT-DGANVDMKLKQNEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
Two chambered glass slides Laboratory-Tek Nunc (Roskilde, Denmark) 155380
Confocal microscope Carl Zeiss Meditec (Jena, Germany) LSM510
Piezoelectric crystal nanopositioner (Piezo Flexure NanoPositioner) PI Polytech (Karlsruhe, Germany) P-280
HVPZT-amplifier PI Polytech (Karlsruhe, Germany) E463 HVPZT-amplifier
Glass tubes (glass replacement 3.5 nanoliter) World Precision Instruments, Inc. Sarasota, Florida, USA 4878
Microelectrode puller Zeitz Instrumente (Munchen, Germany) WZ DMZ-Universal Puller

References

  1. Vinken, M., et al. Connexins and their channels in cell growth and cell death. Cell Signal. 18, 592-600 (2006).
  2. Mese, G., Richard, G., White, T. W. Gap junctions: basic structure and function. J. Invest. Dermatol. 127, 2516-2524 (2007).
  3. Bruzzone, R., White, T. W., Paul, D. L. Connections with connexins: the molecular basis of direct intercellular signaling. Eur. J. Biochem. 238, 1-27 (1996).
  4. White, T. W., Bruzzone, R., Paul, D. L. The connexin family of intercellular channel forming proteins. Kidney Int. 48, 1148-1157 (1995).
  5. Decrock, E., et al. Connexin-related signaling in cell death: to live or let die?. Cell Death Differ. 16, 524-536 (2009).
  6. Herve, J. C. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 1-4 (2007).
  7. Herve, J. C., Bourmeyster, N., Sarrouilhe, D., Duffy, H. S. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 29-65 (2007).
  8. Bruzzone, R., Barbe, M. T., Jakob, N. J., Monyer, H. Pharmacological properties of homomeric and heteromeric pannexin hemichannels expressed in Xenopus oocytes. J. Neurochem. 92, 1033-1043 (2005).
  9. Ebihara, L., Steiner, E. Properties of a nonjunctional current expressed from a rat connexin46 cDNA in Xenopus oocytes. J. Gen. Physiol. 102, 59-74 (1993).
  10. Evans, W. H., De Vuyst, E., Leybaert, L. The gap junction cellular internet: connexin hemichannels enter the signalling limelight. Biochem. J. 397, 1-14 (2006).
  11. Leybaert, L., Sanderson, M. J. Intercellular Ca2+ waves: mechanisms and function. Physiol. Rev. 92, 1359-1392 (2012).
  12. Sanderson, M. J., Charles, A. C., Dirksen, E. R. Mechanical stimulation and intercellular communication increases intracellular Ca2+ in epithelial cells. Cell Regul. 1, 585-596 (1990).
  13. Himpens, B., Stalmans, P., Gomez, P., Malfait, M., Vereecke, J. Intra- and intercellular Ca2+ signaling in retinal pigment epithelial cells during mechanical stimulation. Faseb J. 13, 63-68 (1999).
  14. Williams, K. K., Watsky, M. A. Bicarbonate promotes dye coupling in the epithelium and endothelium of the rabbit cornea. Curr. Eye Res. 28, 109-120 (2004).
  15. Hernandez Galindo, E. E., Theiss, C., Steuhl, K. P., Meller, D. Gap junctional communication in microinjected human limbal and peripheral corneal epithelial cells cultured on intact amniotic membrane. Exp Eye Res. 76, 303-314 (2003).
  16. Williams, K., Watsky, M. Gap junctional communication in the human corneal endothelium and epithelium. Curr. Eye Res. 25, 29-36 (2002).
  17. Anderson, S. C., Stone, C., Tkach, L., SundarRaj, N. Rho and Rho-kinase (ROCK) signaling in adherens and gap junction assembly in corneal epithelium. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 43, 978-986 (2002).
  18. Joyce, N. C., Harris, D. L., Zieske, J. D. Mitotic inhibition of corneal endothelium in neonatal rats. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 2572-2583 (1998).
  19. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Trinkaus-Randall, V. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  20. Klepeis, V. E., Cornell-Bell, A., Trinkaus-Randall, V. Growth factors but not gap junctions play a role in injury-induced Ca2+ waves in epithelial cells. J. Cell Sci. 114, 4185-4195 (2001).
  21. Laux-Fenton, W. T., Donaldson, P. J., Kistler, J., Green, C. R. Connexin expression patterns in the rat cornea: molecular evidence for communication compartments. Cornea. 22, 457-464 (2003).
  22. Rae, J. L., Lewno, A. W., Cooper, K., Gates, P. Dye and electrical coupling between cells of the rabbit corneal endothelium. Curr. Eye Res. 8, 859-869 (1989).
  23. Watsky, M. A., Rae, J. L. Dye coupling in the corneal endothelium: effects of ouabain and extracellular calcium removal. Cell Tissue Res. 269, 57-63 (1992).
  24. Williams, K. K., Watsky, M. A. Dye spread through gap junctions in the corneal epithelium of the rabbit. Curr. Eye Res. 16, 445-452 (1997).
  25. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Thrombin inhibits intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells by modulation of hemichannels and gap junctions. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 120-133 (2007).
  26. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Reduced intercellular communication and altered morphology of bovine corneal endothelial cells with prolonged time in cell culture. Curr. Eye Res. 34, 454-465 (2009).
  27. D’hondt, C., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Adenosine Opposes Thrombin-Induced Inhibition of Intercellular Calcium Wave in Corneal Endothelial Cells. Invest Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 1518-1527 (2007).
  28. Gomes, P., Srinivas, S. P., Van Driessche, W., Vereecke, J., Himpens, B. ATP release through connexin hemichannels in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1208-1218 (2005).
  29. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. ATP-dependent paracrine intercellular communication in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 104-113 (2005).
  30. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Gap junctional intercellular communication in bovine corneal endothelial cells. Exp Eye Res. , (2006).
  31. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 49, 4816-4827 (2008).
  32. Ponsaerts, R., et al. RhoA GTPase Switch Controls Cx43-Hemichannel Activity through the Contractile System. PLoS ONE. 7, e42074 (2012).
  33. Ponsaerts, R., et al. Intramolecular loop/tail interactions are essential for connexin 43-hemichannel activity. Faseb J. 24, 4378-4395 (2010).
  34. Charles, A. Reaching out beyond the synapse: glial intercellular waves coordinate metabolism. Sci STKE. 2005, pe6 (2005).
  35. Laird, D. W. Life cycle of connexins in health and disease. Biochem. J. 394, 527-543 (2006).
  36. Kelsell, D. P., Dunlop, J., Hodgins, M. B. Human diseases: clues to cracking the connexin code. Trends Cell Biol. 11, 2-6 (2001).
  37. Pearson, R. A., Dale, N., Llaudet, E., Mobbs, P. ATP released via gap junction hemichannels from the pigment epithelium regulates neural retinal progenitor proliferation. Neuron. 46, 731-744 (2005).
  38. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Randall, V. T. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  39. Cotrina, M. L., Lin, J. H., Lopez-Garcia, J. C., Naus, C. C., Nedergaard, M. ATP-mediated glia signaling. J. Neurosci. 20, 2835-2844 (2000).
  40. Burnstock, G., Williams, M. P2 purinergic receptors: modulation of cell function and therapeutic potential. J. Pharmacol. Exp. Ther. 295, 862-869 (2000).
  41. Schwiebert, E. M., Zsembery, A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim. Biophys Acta. 1615, 7-32 (2003).
  42. Lazarowski, E. R., Boucher, R. C., Harden, T. K. Mechanisms of release of nucleotides and integration of their action as P2X- and P2Y-receptor activating molecules. Mol. Pharmacol. 64, 785-795 (2003).
  43. Dubyak, G. R., el-Moatassim, C. Signal transduction via P2-purinergic receptors for extracellular ATP and other nucleotides. Am. J. Physiol. 265, C577-C606 (1993).
  44. Blair, S. A., Kane, S. V., Clayburgh, D. R., Turner, J. R. Epithelial myosin light chain kinase expression and activity are upregulated in inflammatory bowel disease. Lab. Invest. 86, 191-201 (2006).
  45. Boudreault, F., Grygorczyk, R. Cell swelling-induced ATP release and gadolinium-sensitive channels. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 282, C219-C226 (2002).
  46. Romanov, R. A., Rogachevskaja, O. A., Khokhlov, A. A., Kolesnikov, S. S. Voltage dependence of ATP secretion in mammalian taste cells. J. Gen. Physiol. 132, 731-744 (2008).
  47. Pelegrin, P., Surprenant, A. Pannexin-1 mediates large pore formation and interleukin-1beta release by the ATP-gated P2X7 receptor. Embo J. 25, 5071-5082 (2006).
  48. Surprenant, A., Rassendren, F., Kawashima, E., North, R. A., Buell, G. The cytolytic P2Z receptor for extracellular ATP identified as a P2X receptor (P2X7). Science. 272, 735-738 (1996).
  49. D’hondt, C., et al. Pannexin channels in ATP release and beyond: an unexpected rendezvous at the endoplasmic reticulum. Cell Signal. 23, 305-316 (2011).
  50. Leybaert, L., et al. Connexin channels, connexin mimetic peptides and ATP release. Cell Commun. Adhes. 10, 251-257 (2003).
  51. Stout, C. E., Costantin, J. L., Naus, C. C., Charles, A. C. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. J. Biol. Chem. 277, 10482-10488 (2002).
  52. Verma, V., Hallett, M. B., Leybaert, L., Martin, P. E., Howard Evans, W. Perturbing plasma membrane hemichannels attenuates calcium signalling in cardiac cells and HeLa cells expressing connexins. Eur. J. Cell Biol. , (2008).
  53. Pharmacol, B. r. J. . 147, S172-S181 (2006).
  54. Slakey, L. L., Gordon, E. L., Pearson, J. D. A comparison of ectonucleotidase activities on vascular endothelial and smooth muscle cells. Ann. N.Y. Acad. Sci. 603, 366-378 (1990).
  55. Gordon, E. L., Pearson, J. D., Slakey, L. L. The hydrolysis of extracellular adenine nucleotides by cultured endothelial cells from pig aorta. Feed-forward inhibition of adenosine production at the cell surface. J. Biol. Chem. 261, 15496-15507 (1986).
  56. Moerenhout, M., Himpens, B., Vereecke, J. Intercellular communication upon mechanical stimulation of CPAE- endothelial cells is mediated by nucleotides. Cell Calcium. 29, 125-136 (2001).
  57. Ralevic, V., Burnstock, G. Receptors for purines and pyrimidines. Pharmacol. Rev. 50, 413-492 (1998).
  58. Edelhauser, H. F. The resiliency of the corneal endothelium to refractive and intraocular surgery. Cornea. 19, 263-273 (2000).
  59. George, A. J., Larkin, D. F. Corneal transplantation: the forgotten graft. Am. J. Transplant. 4, 678-685 (2004).
  60. Hong, S. J., Wu, K. Y., Wang, H. Z., Fong, J. C. Change of cytosolic Ca2+ mobility in cultured bovine corneal endothelial cells by endothelin-1. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 19, 1-9 (2003).
  61. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Histamine H1 receptor-mediated Ca2+ signaling in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 33, 3041-3049 (1992).
  62. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Agonist-induced Ca2+ mobilization in cultured bovine and human corneal endothelial cells. Curr. Eye Res. 12, 303-311 (1993).
  63. Srinivas, S. P., Yeh, J. C., Ong, A., Bonanno, J. A. Ca2+ mobilization in bovine corneal endothelial cells by P2 purinergic receptors. Curr. Eye Res. 17, 994-1004 (1998).
  64. Satpathy, M., Gallagher, P., Jin, Y., Srinivas, S. P. Extracellular ATP opposes thrombin-induced myosin light chain phosphorylation and loss of barrier integrity in corneal endothelial cells. Exp Eye Res. 81, 183-192 (2005).
  65. Srinivas, S. P., et al. Cell volume response to hyposmotic shock and elevated cAMP in bovine trabecular meshwork cells. Exp. Eye Res. 78, 15-26 (2004).
  66. D’hondt, C., Ponsaerts, R., De Smedt, H., Bultynck, G., Himpens, B. Pannexins, distant relatives of the connexin family with specific cellular functions. Bioessays. 31, 953-974 (2009).
  67. Boitano, S., Dirksen, E. R., Sanderson, M. J. Intercellular propagation of calcium waves mediated by inositol trisphosphate. Science. 258, 292-295 (1992).
  68. De Vuyst, E., et al. Intracellular calcium changes trigger connexin 32 hemichannel opening. EMBO J. 25, 34-44 (2006).
  69. De Vuyst, E., et al. Ca2+ regulation of connexin 43 hemichannels in C6 glioma and glial cells. Cell Calcium. 46, 176-187 (2009).
  70. Weissman, T. A., Riquelme, P. A., Ivic, L., Flint, A. C., Kriegstein, A. R. Calcium waves propagate through radial glial cells and modulate proliferation in the developing neocortex. Neuron. 43, 647-661 (2004).
  71. Iyer, S., Deutsch, K., Yan, X., Lin, B. Batch RNAi selector: a standalone program to predict specific siRNA candidates in batches with enhanced sensitivity. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 85, 203-209 (2007).
  72. Stehberg, J., et al. Release of gliotransmitters through astroglial connexin 43 hemichannels is necessary for fear memory consolidation in the basolateral amygdala. Faseb J. 26, 3649-3657 (2012).
  73. Evans, W. H., Bultynck, G., Leybaert, L. Erratum to: Manipulating Connexin Communication Channels: Use of Peptidomimetics and the Translational Outputs. J. Membr. Biol. 245, 451 (2012).
  74. Majumder, P., et al. ATP-mediated cell-cell signaling in the organ of Corti: the role of connexin channels. Purinergic Signal. 6, 167-187 (2010).
  75. Carvalho, A. C., et al. affects intracellular Ca2+ stores and induces Ca2+ wave propagation. Cell Death Differ. 11, 1265-1276 (2004).
  76. Torres, A., et al. Extracellular Ca2+ acts as a mediator of communication from neurons to glia. Sci. Signal. 5, ra8 (2012).
  77. Decrock, E., et al. Transfer of IP(3) through gap junctions is critical, but not sufficient, for the spread of apoptosis. Cell Death Differ. 19 (3), 947-957 (2012).
  78. Beltramello, M., Piazza, V., Bukauskas, F. F., Pozzan, T., Mammano, F. Impaired permeability to Ins(1,4,5)P3 in a mutant connexin underlies recessive hereditary deafness. Nat. Cell Biol. 7 (1,4,5), 63-69 (2005).
  79. Bukauskas, F. F., Bukauskiene, A., Verselis, V. K. Conductance and permeability of the residual state of connexin43 gap junction channels. J. Gen. Physiol. 119, 171-186 (2002).
  80. Bukauskas, F. F., Verselis, V. K. Gap junction channel gating. Biochim. Biophys. Acta. 1662, 42-60 (2004).
  81. Dahl, G. Where are the gates in gap junction channels?. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 23, 1047-1052 (1996).
  82. Retamal, M. A., Schalper, K. A., Shoji, K. F., Bennett, M. V., Saez, J. C. Opening of connexin 43 hemichannels is increased by lowering intracellular redox potential. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 8322-8327 (2007).
  83. Shibayama, J., et al. Effect of charge substitutions at residue his-142 on voltage gating of connexin43 channels. Biophys. J. 91, 4054-4063 (2006).
  84. Desplantez, T., Verma, V., Leybaert, L., Evans, W. H., Weingart, R. Gap26, a connexin mimetic peptide, inhibits currents carried by connexin43 hemichannels and gap junction channels. Pharmacological Research: The Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 65, 546-552 (2012).
  85. Delmar, M. Gap junctions as active signaling molecules for synchronous cardiac function. J. Cardiovasc. Electrophysiol. 11, 118-120 (2000).

Play Video

Cite This Article
D’hondt, C., Himpens, B., Bultynck, G. Mechanical Stimulation-induced Calcium Wave Propagation in Cell Monolayers: The Example of Bovine Corneal Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (77), e50443, doi:10.3791/50443 (2013).

View Video