Summary

A نموذج من الفئران اصابات الحبل الشوكي عنق الرحم لدراسة مرحلة ما بعد التقرحي الجهاز التنفسي المرونة العصبية

Published: May 28, 2014
doi:

Summary

فشل في الجهاز التنفسي هي السبب الرئيسي للوفاة بعد إصابة الحبل الشوكي العنقي. وجود نموذج حيواني ما قبل السريرية استنساخه، قابلة للقياس، ويمكن الاعتماد عليها من فشل في الجهاز التنفسي الناجمة عن اصابة عنق الرحم جزئية تساعد على فهم المرونة العصبية في الجهاز التنفسي وغير الجهاز التنفسي لاحقة والسماح اختبار استراتيجيات الإصلاح المفترضة.

Abstract

إصابة الحبل الشوكي عنق الرحم يدفع الشلل الدائم، وغالبا ما يؤدي إلى ضيق في التنفس. حتى الآن، لم توضع علاجات فعالة لتحسين / تخفيف من فشل في الجهاز التنفسي بعد الاصابة عالية عنق الرحم الحبل الشوكي (النخاع الشوكي). نحن هنا اقتراح نموذج ما قبل السريرية الفئران من ارتفاع اصابات النخاع الشوكي في 2 (C2) قسامية مستوى عنق الرحم لدراسة المتنوعة المرونة العصبية في الجهاز التنفسي بعد التقرحي. تتكون هذه التقنية من اصابة جزئية الجراحية على مستوى C2، التي من شأنها أن تحفز على فالج؛ شلل شقي من الحجاب الحاجز بسبب إزالة التدفعات الواردة من العصبونات الحركية الحجابي من مراكز الجهاز التنفسي الموجود في جذع الدماغ. على الجانب المقابل من الإصابة لا تزال سليمة ويسمح للانتعاش الحيوان. على عكس المصارف الإنمائية المتخصصة الأخرى التي تؤثر على وظيفة الحركي (في الصدر وأسفل الظهر مستوى)، لا تتطلب وظيفة الجهاز التنفسي الدافع الحيوانية والكمي لعجز / الانتعاش لا يمكن أن يؤديها بسهولة (الحجاب الحاجز وتسجيل العصب الحجابيق، والتهوية الجسم كله). هذا النموذج C2 اصابات النخاع الشوكي ما قبل السريرية هو نموذج ما قبل السريرية قوية ومفيدة وموثوقة لدراسة مختلف الأحداث المرونة العصبية في الجهاز التنفسي وغير الجهاز التنفسي على مختلف المستويات (الجزيئية لعلم وظائف الأعضاء) واختبار الاستراتيجيات العلاجية المفترضة المتنوعة التي قد تؤدي إلى تحسين التنفس في مرضى اصابات النخاع الشوكي.

Introduction

صدمة الحبل الشوكي هو إصابة المشتركة التي لوحظت في البشر مع حالات مثيرة، مثل الشلل الدائم. ومع ذلك، فإن شدة الإصابة تعتمد على مستوى ومدى الصدمة الأولية. فشل في الجهاز التنفسي هي السبب الرئيسي للوفيات التالية العلوي عنق الرحم إصابة الحبل الشوكي (النخاع الشوكي) 1. حاليا، والعلاج الوحيد هو العلاج لوضع المريض تحت اجهزة التنفس الصناعي المساعدة. منذ قليل من المرضى يمكن مفطوم قبالة المساعدة التنفس الصناعي ويرجع ذلك إلى الشفاء التلقائي الذي يحدث مع تأخير بعد التقرحي، والحاجة إلى تطوير علاجات غير الغازية الجديدة المبتكرة أمر ملح 3. وجود نموذج ما قبل السريرية الجيدة موحدة للتحقيق في تأثير اصابات النخاع الشوكي عنق الرحم على قصور في الجهاز التنفسي، وبالتالي، لدراسة تطبيق الاستراتيجيات العلاجية المفترضة، أمر ضروري.

في هذه المقالة التقنية، نحن تصف محددة ما قبل السريرية نموذج الفئران سضعف الجهاز التنفسي و الناجمة عن اصابات النخاع الشوكي العنقي والجزئي على مستوى C2. ويستخدم هذا النموذج حاليا من قبل العديد من المختبرات في جميع أنحاء العالم (على رأي: 4-13). ومع ذلك، يمكن ملاحظة اختلافات طفيفة في إجراء العمليات الجراحية بين المحققين مختلفة لتوليد هذا خاصة عنق الرحم إصابة نموذج الفئران. وكان أول وصف للتأثير C2 اصابات النخاع الشوكي على إخراج الجهاز التنفسي في عام 1895 من قبل بورتر 14. A تنصيف عنق الرحم يؤدي الى إزالة التدفعات الواردة من العصبونات الحركية الحجابي من القرص المركزي على (الموجود في rVRG في الدماغ، الشكل 1A) على الجانب المماثل من الإصابة، مما يؤدي إلى نشاط العصب الحجابي الصمت والحجاب الحاجز الشلل اللاحقة. يبقى الجانب المقابل سليمة ويسمح للحيوان من أجل البقاء. خلافا مختلفة اصابات النخاع الشوكي الموجود في شريحة العمود الفقري السفلي (على سبيل المثال اصابة contusive على مستوى C4 15)، والحفاظ على سلامة نواة العصبون الحركي الحجابي على كلا الجانبين. بعد cervإصابة C2 كال، وبعض النشاط العفوي يمكن ملاحظتها على الجانب المماثل (الحجابي والحجاب الحاجز) بسبب تفعيل مسارات المقابل متشابك الصامتة التي عبرت خط الوسط الشوكي على المستوى القطاعي C3-C6 (مسارات الحجابي عبرت، CPP، الشكل 1B) . تفعيل CPP، الذي هو، بحكم التعريف، وتنصيف C2 جنبا إلى جنب مع بضع العصب الحجابي المقابل مما يحفز على المماثل جزئية الحجابي الانتعاش العصبية، يمكن أن يحدث من ساعات إلى أسابيع بعد الإصابة 16-18. الأثر الإيجابي الحقيقي لهذا المسار CPP على انتعاش الجهاز التنفسي يقتصر 19 وينبغي وضع مزيد من التحقيق والعلاج لتحسين حجم ترميم عفوية 3.

يوفر هذا البروتوكول نوع قوية من نموذج الفئران ما قبل السريرية لدراسة الجهاز التنفسي اللدونة بعد التقرحي على مختلف المستويات (فسيولوجيا الجهاز التنفسي من قبل العصبونات الحركية والحجابي، interneurons، الجزيئية وcellulaص، تنقل من الطرف الأمامي على سبيل المثال) وكذلك نموذج لاختبار الاستراتيجيات العلاجية الغازية وغير الغازية التي تهدف إلى تحسين التنفس والإنعاش الحركي التالية C2 عنق الرحم إصابة الحبل الشوكي الجزئي.

Protocol

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل لجنة أخلاقيات كرسي RBUCE-UP التميز (جامعة باريس سود، اتفاقية منحة رقم 246556) وجامعة فرساي سان كوينتين-EN-إيفلين. 1. إعداد الأدوات الجراحية المعقم تن…

Representative Results

مدى الإصابة نجاح واستنساخ هذا النموذج التجريبي معينة تعتمد على تجربة كل مناور / الجراح. ويرتبط مقدار اللاحقة للانتعاش الجهاز التنفسي (نشاط العصب الحجابي والنشاط الحجاب الحاجز) بعد إصابة C2 مع بطناني المتبقية يدخر المادة …

Discussion

الصعوبات التقنية لجعل الإصابات نموذج C2

نموذج الفئران إصابة C2 هو أداة مثيرة للاهتمام لدراسة الجهاز التنفسي المرونة العصبية بعد التقرحي. ومع ذلك، فإن الخطوات اللازمة لإنتاج نموذج يمكن استنساخه وموثوق بها عديدة ولكل واحد…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ويدعم هذا العمل من خلال تمويل من برنامج إطار الاتحاد الأوروبي السابع (FP7/2007-2013) تحت رقم 246556 اتفاق منحة (الأوروبية مشروع RBUCE-UP)، HandiMedEx المخصصة من قبل هيئة الاستثمار العامة الفرنسية. وأيد مارسيل Bonay من قبل Chancellerie قصر Universités باريس (بوا الساقين)، وفون دي Dotation بحوث في سانتيه Respiratoire، والمركز المساعدة Respiratoire à الموطن كوت إيل دو فرانس (CARDIF)

Materials

Animal
Male Sprague Dawley Rat Janvier 225-250g
Surgical Instruments
Student Dumont #5 forceps Fine Science Tool 91150-20
Student Standard Pattern Forceps Fine Science Tool 91100-12
Mayo-Stille Scissors Fine Science Tool 14013-15 Curved
Student Vannas Spring Scissors Fine Science Tool 91500-09 Straight
Spring Scissors – 8 mm Blades Fine Science Tool 15025-10 Straight Blunt/Blunt
Friedman Pearson Rongeur Fine Science Tool 16121-14 Curved
Dissecting Knife – Fine Tip Fine Science Tool 10055-12 Straight
Olsen-Hegar Needle Holder Fine Science Tool 12002-14 Serrated
Weitlaner-Locktite Retractor Fine Science Tool 17012-11 2×3 Blunt
Absorbable surgical sutures Centravet BYO001
Equipment
Hot Bead Steriliser Fine Science Tool 18000-45
Catheter  Centravet CAT188 16 gauge
Laryngoscope
Guide wire
Laryngeal mirror Centravet MIR011
Lactated Ringers Centravet RIN020
Syringe Centravet
Needle Centravet
O2 Air Liquid I1001M20R2A001
683 RodentT Ventilator 115/230V Havard Apparatus 55-0000
Stand-Alone Vaporizer WPI EZ-155
Thin line heated bed WPI EZ-211
Air canister WPI EZ-258
Drugs
Carprofen Centravet
Rimadyl Centravet RIM011
Buprenorphine Centravet BUP001
Baytril Centravet BAY001
Dexmedetomidine Centravet DEX010
Atipamezole Centravet ANT201
Betadine Solution Centravet VET002
Isoflurane Centravet VET066

References

  1. Frankel, H. L., et al. Long-term survival in spinal cord injury: a fifty year investigation. Spinal Cord. 36, 266-274 (1998).
  2. Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. Progress in spinal cord research – a refined strategy for the International Spinal Research Trust. Spinal Cord. 38, 449-472 (2000).
  3. Zimmer, M. B., Nantwi, K., Goshgarian, H. G. Effect of spinal cord injury on the respiratory system: basic research and current clinical treatment options. J Spinal Cord Med. 30, 319-330 (2007).
  4. Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromuscular adaptations to respiratory muscle inactivity. Respir Physiol Neurobiol. 169, 133-140 (2009).
  5. Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon and recovery of function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 85-93 (2009).
  6. Nantwi, K. D. Recovery of respiratory activity after C2 hemisection (C2HS): involvement of adenosinergic mechanisms. Respir Physiol Neurobiol. 169, 102-114 (2009).
  7. Sandhu, M. S., et al. Respiratory recovery following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 169, 94-101 (2009).
  8. Lane, M. A., Lee, K. Z., Fuller, D. D., Reier, P. J. Spinal circuitry and respiratory recovery following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 123-132 (2009).
  9. Seeds, N. W., Akison, L., Minor, K. Role of plasminogen activator in spinal cord remodeling after spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 141-149 (2009).
  10. Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475, 196-200 (2011).
  11. Vinit, S. Cervical spinal cord injuries and respiratory insufficiency: a revolutionary treatment. Med Sci (Paris. 28, 33-36 (2012).
  12. Kastner, A., Gauthier, P. Are rodents an appropriate pre-clinical model for treating spinal cord injury? Examples from the respiratory system). Exp Neurol. 213, 249-256 (2008).
  13. Vinit, S., Lovett-Barr, M. R., Mitchell, G. S. Intermittent hypoxia induces functional recovery following cervical spinal injury. Physiol Neurobiol. 169, 210-217 (2009).
  14. Porter, W. T. The Path of the Respiratory Impulse from the Bulb to the Phrenic Nuclei. J Physiol. 17, 455-485 .
  15. Nicaise, C., et al. Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 539-552 (2012).
  16. Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon: a model for plasticity in the respiratory pathways following spinal cord injury. J Appl Physiol. 94, 795-810 (2003).
  17. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23, 1137-1146 (2006).
  18. Fuller, D. D., Johnson, S. M., Johnson, R. A., Mitchell, G. S. Chronic cervical spinal sensory denervation reveals ineffective spinal pathways to phrenic motoneurons in the rat. Neurosci Lett. 323, 25-28 (2002).
  19. Dougherty, B. J., Lee, K. Z., Lane, M. A., Reier, P. J., Fuller, D. D. Contribution of the spontaneous crossed-phrenic phenomenon to inspiratory tidal volume in spontaneously breathing rats. J Appl Physiol. 112, 96-105 (2012).
  20. Jou, I. M., et al. Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge. J Appl Physiol. 89, 1766-1770 (2000).
  21. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165, 245-253 (2009).
  22. Vinit, S., Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Lipopolysaccharide attenuates phrenic long-term facilitation following acute intermittent hypoxia. Respir Physiol Neurobiol. 176, 130-135 (2011).
  23. Ahmad, F., Wang, M. Y., Levi, A. D. Hypothermia for Acute Spinal Cord Injury-A Review. World Neurosurg. , (2013).
  24. Lovett-Barr, M. R., et al. Repetitive intermittent hypoxia induces respiratory and somatic motor recovery after chronic cervical spinal injury. J Neurosci. 32, 3591-3600 (2012).
  25. Minor, K. H., Akison, L. K., Goshgarian, H. G., Seeds, N. W. Spinal cord injury-induced plasticity in the mouse–the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 200, 486-495 (2006).
  26. Baussart, B., Stamegna, J. C., Polentes, J., Tadie, M., Gauthier, P. A new model of upper cervical spinal contusion inducing a persistent unilateral diaphragmatic deficit in the adult rat. Neurobiol Dis. 22, 562-574 (2006).
  27. Golder, F. J., et al. Breathing patterns after mid-cervical spinal contusion in rats. Exp Neurol. 231, 97-103 (2011).
  28. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235, 197-210 (2012).
  29. Vinit, S., et al. Axotomized bulbospinal neurons express c-Jun after cervical spinal cord injury. Neuroreport. 16, 1535-1539 (2005).
  30. Guenther, C. H., Windelborn, J. A., Tubon, T. C., Yin, J. C., Mitchell, G. S. Increased atypical PKC expression and activity in the phrenic motor nucleus following cervical spinal injury. Exp Neurol. 234, 513-520 (2012).
  31. Mantilla, C. B., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Motoneuron BDNF/TrkB signaling enhances functional recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 247, 101-109 (2013).
  32. Vinit, S., Darlot, F., Aoulaiche, H., Boulenguez, P., Kastner, A. Distinct expression of c-Jun and HSP27 in axotomized and spared bulbospinal neurons after cervical spinal cord injury. J Mol Neurosci. 45, 119-133 (2011).
  33. Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Glial activation in the spinal ventral horn caudal to cervical injury. Respir Physiol Neurobiol. 180, 61-68 (2012).
  34. Vinit, S., Stamegna, J. C., Boulenguez, P., Gauthier, P., Kastner, A. Restorative respiratory pathways after partial cervical spinal cord injury: role of ipsilateral phrenic afferents. Eur J Neurosci. 25, 3551-3560 (2007).
  35. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183, 186-192 (2012).

Play Video

Cite This Article
Keomani, E., Deramaudt, T. B., Petitjean, M., Bonay, M., Lofaso, F., Vinit, S. A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity. J. Vis. Exp. (87), e51235, doi:10.3791/51235 (2014).

View Video