Summary
Andningssvikt är den vanligaste dödsorsaken efter en cervikal ryggmärgsskada. Att ha en reproducerbar, kvantifierbar, och pålitlig prekliniska djurmodell av andningssvikt orsakas av en partiell cervikal skada kommer att bidra till att förstå den efterföljande respiratoriska och icke-andnings neuroplasticityen och låta testa förmodade reparationsstrategier.
Abstract
En cervikal ryggmärgsskada framkallar permanent förlamning, och ofta leder till andnöd. Hittills har inga effektiva terapier utvecklats för att förbättra / lindra andningssvikt efter hög cervikal ryggmärgsskada (SCI). Här föreslår vi en mus preklinisk modell av hög SCI vid livmoderhalscancer 2 (C2) metamera nivå för att studera skiftande post lesional andnings neuroplasticity. Tekniken består av en kirurgisk partiell skada på C2-nivå, vilket kommer att framkalla en hemiparalysering av membranet på grund av en deafferentation av phrenic motoneuroner från andningscentrum i hjärnstammen. Den kontralaterala sidan av skadan förblir intakt och tillåter djuret återhämtning. Till skillnad från andra områden av gemenskapsintresse som påverkar rörelsefunktionen (vid bröst-och ländryggen nivå), gör andningsfunktionen inte kräver djur motivation och kvantifiering av underskott / återhämtning kan lätt utföras (membran och phrenic nerv inspelnings, hela kroppen ventilation). Denna prekliniska C2 SCI-modellen är en kraftfull, användbar och tillförlitlig preklinisk modell för att studera olika respiratoriska och icke-respirator neuroplasticity händelser på olika nivåer (molekylära för fysiologi), och för att testa olika förmodade terapeutiska strategier som kan förbättra andningen i SCI patienter.
Introduction
Ryggmärgen trauma är en vanlig skada observerades i den mänskliga befolkningen med dramatiska incidenter, exempelvis permanent förlamning. Emellertid, svårighetsgraden av skadan beror på graden och omfattningen av det initiala traumat. Andningssvikt är den vanligaste orsaken till dödlighet efter övre cervikal ryggmärgsskada (SCI) 1. För närvarande är den enda terapeutiska behandlingen för att placera patienten under andningshjälp. Eftersom få patienter kan avvänjas från andningshjälp 2, på grund av spontan återhämtning som sker med post lesional försening, behovet av att utveckla nya innovativa icke-invasiv terapi är angeläget 3. Att ha en bra standardiserad preklinisk modell för att undersöka effekten av en cervikal SCI på respiratorisk insufficiens och därför, för att studera tillämpningen av förmodade terapeutiska strategier, är viktigt.
I den här tekniska artikeln beskriver vi en specifik preklinisk musmodell of respiratorisk försämring som orsakas av en partiell cervikal SCI på C2 nivå. Denna modell används idag av flera laboratorier runt om i världen (för recension: 4-13). Dock kan konstateras små skillnader i det kirurgiska ingreppet bland de olika utredarna att generera denna cervikal skada musmodell. Effekten av en C2 SCI på luftutgången beskrevs första gången 1895 av Porter 14. En cervikal hemisection inducerar en deafferentation av phrenic motoneuroner från deras centrala enhet (som ligger i rVRG i hjärnstammen, figur 1 A) på den ipsilaterala sidan av skada, vilket leder till en tyst phrenic nervaktivitet och den efterföljande membran förlamning. Den kontralaterala sidan förblir intakt och tillåter djuret att överleva. Till skillnad från annan SCI belägen i en nedre spinalsegment (exempelvis en Contusive skada vid C4-nivå 15), är integriteten för phrenic motoneuron kärna på båda sidor bevaras. Efter en Cervical C2 skada, kan observeras någon spontan aktivitet på den ipsilaterala sidan (phrenic och membranet) på grund av en aktivering av contra tysta synaptiska vägar som korsade ryggrads mittlinje på den segmentnivå C3-C6 (Korsade phrenic vägar, CPP, Figur 1B) . Aktiveringen av CPP, vilket är, per definition, en C2 hemisection kombineras med en kontralateral phrenicotomy som inducerar en ipsilateral partiell nervus phrenicus återhämtning, kan uppstå från timmar till veckor efter skada 16-18. Den verkliga positiva effekten av detta CPP väg på andnings återhämtningen är begränsad 19 och vidare utredning och behandling bör utvecklas för att förbättra omfattningen av spontana restaurering 3.
Protokollet ger en kraftfull typ av prekliniska musmodell för att studera respiratorisk post lesional plasticitet på olika nivåer (andningsfysiologi från pre-och phrenic motoneuroner, intern, molekylär och cellular, förflyttning av den främre extremiteten till exempel) samt en modell för att testa invasiva och icke-invasiva terapeutiska strategier för att förbättra andnings-och rörelse återhämtning efter C2 partiell cervikal ryggmärgsskada.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Protokollet godkändes av den etiska kommittén för RBUCE-UP stol of Excellence (universitetet Paris Sud, bidragsavtal nr 246.556) och Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.
1. Beredning av Steriliserade kirurgiska instrument
- Rengör kirurgiska instrument med laboratorie tvättmedel.
- Autoklav instrumenten före operation.
- I en kirurgisk session, sterilisera de verktyg genom att placera spetsarna i en varm pärla autoklav under 10 minuter vid 180 ° C mellan två operationer.
2. Beredning av narkotika
- Förbered 2 x 1 ml sprutor för pre-bedövningsmedel läkemedel cocktail och efter operationen droger.
- Enligt vikten hos råtta bereds en spruta med före anestesimedel: Karprofen (5 mg / kg), buprenorfin (50 pg / kg), Baytril (5 mg / kg) och dexmedetomidin (0,5 mg / kg). Slutför volymen till 1 ml med lakterad Ringer.
- Framställes påen annan spruta återföring för de före anestesimedel: Atipamezol (500 mikrogram / kg).
3. Anestesi av råtta
- Administrera subkutant till djuret lösningen av före anestesimedel som beskrivs i steg 2.2. Sedan satte djuret tillbaka i buren och vänta tills den lugnande effekten visas.
- Placera råttan i en sluten kammare fylld med 5% isofluran i 100% O2, och vänta tills andningsrytm saktar ner (ca 30 sek). Ta sedan bort råttan från kammaren och placera den på intubation bordet.
4. Orotracheal Intubation
- Ligg djuret på ryggen, därefter fast huvudet genom att placera ett band fäst vid sina framtänder till bordet.
- Med ett fiberoptiskt ljus, lyser upp bröstutrymme. Sedan placera en laryngoskop (eller en skräddarsydd ett, Jou et al. 20 för detaljer) i djurets mun. Visualisera stämbanden.
- Slide och placera en orotracheal guide i luftstrupen (mellan stämbanden). Skjut orotracheal röret (16 G kateterstorlek) på styrningen.
- Ta guiden och kolla med en laryngeal spegel placeras i slutet av den orotracheal rör för förekomst av fukt, vilket bekräftar den lämpliga positionen av röret i luftstrupen och inte i matstrupen.
- Anslut slangen till en gnagare ventilator (683 gnagare ventilator, Harvard Apparatus) och justera koncentrationen av isofluran till 2% (i 100% O 2).
- Säkra orotracheal rör med kirurgtejp.
5. Spinal kirurgi
- Placera djuret i ventrala decubitus läge på en uppvärmd kirurgisk platta, med näsan pekande i 90 ° vinkel till kirurgen. Hålla kroppstemperaturen runt 37,5 ° C under hela operationen.
- Raka håret med hårklippnings mellan scapulas och avlägsna hår med gasbinda.
- Rengör huden med Betadine, sedan med 70% alkohol. Upprepa detta steg 3x.
- En tå nypa utförs före början av operationen för att säkerställa korrekt narkosdjup. Utför sedan en lateral hud snitt rostro-kaudalt med sax mellan scapulas.
- Skär acromiotrapezius muskel rostro-kaudalt genom att följa senan för att förhindra blödning. Sedan dissociera rombisk muskler för att komma åt Spinalis musklerna (runt kotan).
- Dra Spin muskler från C1 till C3 kota. En C2-kotan är en med en framträdande apophysis.
- Rengör muskeln runt ryggdelen av kotan genom användning av sterila bomullspinnar.
- Börja med att ta bort noggrant apophysis C2 med en rongeur. Fortsätt sedan minutiöst tills ryggens ryggmärgen exponeras. Se till att laminektomi är en rygg hemi laminektomi. Var uppmärksam på dura som omsluter ryggmärgen, och artärer i närheten av detta område.
- Med # 55 pincett, dissekera rostro-kaudalt dura längs C2, nästa fortsätta i sidled på varje rostralt och caudal sidan.
- Svamp upp cerebrospinalvätskan.
- Gör en sidosektion under livmoderhalscancer dorsala nummer 2 med microscissors. Verifiera med en mikro skalpell att omfattningen av skadan är tillräckligt nära för att nå mittlinjen på ryggmärgen (se figur 2A för en dorsal vy av skada). Om inte, då ett annat snitt kan göras för att avsluta skada. Vid blödning, använd sterila bomullstoppar. Var noga med att inte gå till den kontralaterala sidan, annars kommer djuret inte återhämta sig från skadan och kommer att ha en andningssvikt.
- Sutur musklerna som ett skyddande lager och sy tillbaka huden. Rengör såret med Betadine mättad steril gasbinda.
- Turn-off isofluran Vaporizer och injicera återföring läkemedel (Atipamezol [500 mikrogram / kg, im]), kontrollera kroppstemperaturen.
- När djuret börjar andas mot ventilatornkoppla bort trakealtub från ventilatorn, och ta sedan bort orotracheal röret. Placera djuret i en uppvärmd bur för återhämtning.
6. Post-kirurgisk vård
Efter operationen djuren följs upp kontinuerligt för att säkerställa den bästa miljön möjligt för återvinning. Antibiotika (Baytril, 5 mg / kg), antiinflammatoriska (Karprofen, 5 mg / kg) och buprenorfin (50 mikrogram / kg) läkemedel ges varje 12 timmar under de första två dagarna efter operation för att förhindra infektioner och minska förekomsten av post-operativ smärta. Råttor har tillgång ad lib till mjuk mat och vatten (eller gelékarameller vatten för 1: a postoperativa dagen). Subkutana fluider kan användas för att förhindra uttorkning på de första postoperativa dagarna. Den kroppsvikt och födointag övervakas dagligen. Deras miljö berikas genom hela experimentet och tid efter skada (dubbla bostäder, slangar i sina burar).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Omfattning av skada
Framgången och reproducerbarhet av denna experimentella modell är beroende av upplevelsen av varje manipulator / kirurg. Den efterföljande mängd av andnings återhämtning (nervus phrenicus aktivitet och membranaktivitet) efter en C2 skada är korrelerad med den återstående ventrolaterala skonas vita substansen 21. Eftersom skadan är "handgjort" och kräver lite övning från kirurgen, har omfattningen av varje skada som kontrolleras av histologiska tekniker (fixering av vävnaden med paraformaldehyd 4%, frusen vävnad skivning, kresylviolett färgning) för att fastställa den exakta storleken av skadad vävnad (Figur 2B).
Elektrofysiologiska inspelningar
Efter en C2 SCI, är den ipsilaterala phrenic nervaktivitet avskaffas (Figur 3A, se Vinit et al. 17för metodik). Den kontra nervus phrenicus aktivitet påverkas inte av den skada och tillåter djuröverlevnad (fig. 3B). 7 dagar efter skada, en viss aktivitet kan spelas in på den ipsilaterala sidan av vissa djur, främst på grund av CPP som korsade mittlinjen från den kontralaterala sidan (Figur 3A och 3B). Liknande resultat kan observeras på membranet aktivitet (Figur 3C och 3D), med en svag aktivitet vid 7 dagar efter skada på den ipsilaterala sidan (figur 3C). Denna aktivitet är förstärkt över tid efter skadan och kan observeras i samtliga djur efter några månader (ej visad).
Figur 1. Schematisk bild av andnings anatomin hos råtta.A) Lateral vy av huvud inspiratoriska organisation med phrenic pre-motoneuroner belägna i rVRG (hjärnstammen) och phrenic motoneuroner belägna i phrenic kärnan (C3-C6), som skjuter ut sina axoner till membranet. B) Schematisk dorsala bild av effekten av en C2 partiell skada på andnings fallande vägar. Notera förekomsten av de korsade phrenic vägar från den kontralaterala sidan som korsar mittlinjen på phrenic kärnan segmentnivå. Klicka här för att visa en större bild.
Figur 2. Bilder på C2 partiell skada i råtta. A) Dorsal bild av operationsstället. Pilen visar platsen för injury. Notera avsaknaden av C2 kotan (ryggstycket). B) Rekonstruktion av omfattningen av C2 skada (höger bild, omfattning i grått) från tvärgående delen av ryggmärgen (vänster bild). Skala bar:. 1,000 um Klicka här för att visa en större bild.
Figur 3. Fysiologiska effekter av en C2 skada på luftutgången. A) En C2 partiell skada avskaffar phrenic nervaktivitet på den ipsilaterala sidan. Notera en partiell återställning av det ipsilaterala nervus phrenicus aktivitet vid 7 dagar efter skada på grund av den korsade phrenic pathway (CPP). B) En C2 skada påverkar inte den kontra nervus phrenicus aktivitet omedelbartoch vid 7 dagar efter skada. C) C2 partiell skada avskaffar den ipsilaterala membran aktiviteten. En viss aktivitet visas vid 7 dagar efter skada, främst på grund av CPP aktiviteten. Den rytmiska omläggning av signalen observeras på ipsilaterala sidan beror på artefaktuella inspelning av EKG. D) Efter en C2 skada, den kontramembran aktivitet är densamma som innan skadan, och gör det möjligt för djuret att överleva. Klicka här för att visa en större bild.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tekniska problem att göra C2 Injury Model
C2 skada musmodell är ett intressant verktyg för att studera respiratorisk post lesional neuroplasticity. Men de åtgärder som behövs för att producera en reproducerbar och pålitlig modell är många och var och en skulle kunna påverka resultatet av studien. Till exempel, under intubation processen, är extrem försiktighet vidtas eftersom orotracheal röret kan producera en inflammation i luftstrupen, vilket kan leda till olika komplikationer såsom obstruktiv andningssvikt, utöver den initiala respiratorisk insufficiens på grund av skadan i sig . Dessutom tillgång till ryggmärgen under kirurgi förfarande skulle kunna vara avgörande för återhämtning av djuret. Alla stegen (muskel dissektion / indragnings, rygg laminektomi, durotomy, den skada sig själv) måste utföras med stor försiktighet på grund av förekomsten av olika artärer runt operationsstället och in i ryggmärgssladd. Omfattande blödning måste undvikas eftersom den post-kirurgisk återhämtning kunde hindras av blodförlust, och spinal ischemi kan inträffa i tillägg till skadan.
En annan viktig del för att vara medveten om är städning av instrumenten och rummet där operationen utförs. Trots det faktum att antibiotiska läkemedel injiceras i djuret och extrem försiktighet om de "pseudo-steril" betingelser användes under operationen, kan bakterieinfektion uppstå och påverka hela studien planeras att utföras på denna modell. Till exempel kommer systemisk inflammation inducerad av lipopolysackarid injektion avskaffa andnings neuroplasticity 22, och kan komma att påverka och / eller dölja den efterföljande spontana neuroplasticityen eller effekten av förmodade reparativ strategier. Övervakningen av kroppstemperaturen under hela detta förfarande skulle också kunna delta till framgång för att göra denna experimentmodell. I själva verket kan hypotermi fungera som eneuroprotectant för akut ryggmärgsskada och kan framkalla vissa positiva effekter (se Ahmad et al. 23 för granskning).
Den cervikala 2 avsnitt på en musmodell är en drastisk modell i tid av handikapp (förflyttning). Det är vanligt att följa en viktminskning en vecka efter skadan på grund av det faktum att djuret är ensidig och upplever vissa svårigheter att nå mat och vatten. Lämplig hjälp utförs av den post-kirurgi operatör för att säkerställa att viktförlusten är ungefär 20% av den ursprungliga vikten (manuell matning). Således är slutpunkten av modellen en vikt droppe av 30% av den ursprungliga kroppsvikten i en vecka. Ungefär en vecka efter operationen, djuren sakta återfå en partiell förflyttning ger dem möjlighet att försörja sig och återfå vikt (se Lovett-Bar et al. 24 för rörelse återhämtning studien).
Vid slutet av studien, eftersom C2 skada är "handmade "av kirurgen, av hänsyn till reproducerbarhet och tillförlitlighet i modellen, har omfattningen av varje skada rekonstrueras genom histologiska tekniker. Speciellt när andnings neuroplasticityen studeras, Fuller et al. 21 visade att mängden av återhämtning andnings efter en C2 skada var korrelerad med den återstående skonas ventral vita substansen.
Fördelar med att använda en råttmodell av C2 skada att studera Respiratory Post-lesional Neuroplasticity
C2 musmodell för att studera efter lesional andningsfysiologi och / eller förmodade strategier för att förbättra / återställa respiratorisk insufficiens innebär många fördelar eftersom: 1) råttor är lätt tillgängliga från kommersiella uppfödare runt om i världen; 2) på grund av sin ringa storlek och kort livslängd, miljöförhållanden kan övervakas noggrant och strikt kontrollerade från födseln till vuxen ålder; 3) råttor har blivit den främsta modellen of andnings neurobiologi, som ersätter den mer traditionella modellen, katter. Således, omfattande uppgifter finns tillgängliga i litteraturen om råttneuroanatomi, neurokemi, neurofysiologi och reflex ventilatoriska svar, som ger sammanhang som att utföra och tolka experimentella resultat; 4) den (relativt) låg genetisk heterogenitet bland kommersiellt tillgängliga stammar råtta gör att minskningen av antalet djur som krävs för att uppnå statistisk styrka, och underlättar jämförelser av resultat mellan olika laboratorier; 5) råttor har en mycket låg dödlighet efter cervikal ryggmärgsskada som minskar antalet djur som krävs för statistisk kraft; 6) råttor har en mycket snabb motoråtervinningsgrad efter cervikal ryggmärgsskada (t.ex. vs katter, hundar eller apor). Användningen av råttor reducerar den tid djuret kräver postoperativ intensivvård (t.ex. blåsan uttryck, vätsketillförsel, etc), och min-imizes djurpatient distress; 7) till skillnad från rörelsefunktionen, gör andningsfunktionen inte kräver djur motivation och är lätta att kvantifiera (membran EMG, phrenic nerv ENG, tidalvolym och frekvens); 8) en viktig aspekt är "korsade phrenic fenomen" (CPP). Detta visst ämne har en omfattande publicerad litteratur med hjälp av råttor som modell (se Goshgarian m.fl. 5,16 för recensioner.); 9) Råttor och människor har många gemensamma drag i deras andnings styrsystem, vilket gör råttan en bra preklinisk modell för att studera respiratorisk insufficiens efter cervikal SCI12. Dessutom har ett laboratorium börjat att framgångsrikt utveckla en C2 hemisection på en musmodell 25. Denna metod ger stor entusiasm om den framtida användningen av transgena djur.
En kliniskt relevant djurmodell är en Contusive skada på halsnivå 26-28. Emellertid är reproducerbarheten för den skada inconsistent, främst på grund av placeringen av fallande andningsvägarna och det är omöjligt att göra en omfattande kontusion (som drastiskt kommer att minska överlevnaden av djuren). Mer arbete måste göras om utarbetande av Contusive modeller för att bestämma det lämpliga sättet att framkalla en Contusive skada med permanenta underskott.
Användningsområden för C2 Injury musmodell
Denna C2 SCI modell är särskilt relevant för studier av olika typer av plasticitet. Till exempel, molekylära och cellulära förändringar från de skadade identifierade pre-motoneuroner belägna i hjärnstammen (rVRG kärna) 29 liksom deafferenterad phrenic motoneuroner planar 30-32 har studerats. De efterföljande inflammatoriska processer 33 och de cytoarchitectural förändringar (perineuronal nettoförändringar 10) har undersökts efter en C2 SCI. Spinal strukturella förändringar (Börden av att ersättande pathways 34 och medverkan av spinal interneuronen 8) eller ultrastrukturella förändringar på membranmotor ändplattan 4 också aktivt delta i den spontana restaurering av andnings aktivitet efter en C2 SCI. Den mest studerade ämne på C2 SCI-modellen är de fysiologiska följderna av den initiala skadan på hela andningssystemet (Tidal volym, frekvens i icke-bedövade djur 24) och dess efterföljande spontan återhämtning (på sövda preparat dvs phrenic nervaktivitet 17, membranet aktivitet 16,17 och på senare tid, det interkostala aktiviteten 35). Denna C2 SCI musmodell har också använts för att studera bakbenen nedskrivningar och efterföljande spontan återhämtning och inducerad återhämtning efter en icke-invasiv strategi (Intermittent hypoxias 24).
Slutsats
C2 SCI musmodell är en kraftfull ennd användbar preklinisk modell för att studera respiratoriska och icke-andnings neuroplasticityen och att testa olika förmodade terapeutiska strategier som kan förbättra andningen hos SCI patienter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av medel från EU: s sjunde ramprogram (FP7/2007-2013) enligt bidragsavtal nr 246.556 (europeiska projektet RBUCE-UP), HandiMedEx fördelas av franska Public Investment Board. Marcel Bonay stöddes av Chancellerie des Universités de Paris (Ben Poix), Fonds de Dotation Recherche en Santé Respiratoire, och Centre d'Assistance Respiratoire à Säte d'Île de France (Cardif)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Male Sprague Dawley Rat | Janvier | 225-250 g | |
| Surgical Instruments | |||
| Student Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 91150-20 | |
| Student Standard Pattern Forceps | Fine Science Tool | 91100-12 | |
| Mayo-Stille Scissors | Fine Science Tool | 14013-15 | Curved |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tool | 91500-09 | Straight |
| Spring Scissors - 8 mm Blades | Fine Science Tool | 15025-10 | Straight Blunt/Blunt |
| Friedman Pearson Rongeur | Fine Science Tool | 16121-14 | Curved |
| Dissecting Knife - Fine Tip | Fine Science Tool | 10055-12 | Straight |
| Olsen-Hegar Needle Holder | Fine Science Tool | 12002-14 | Serrated |
| Weitlaner-Locktite Retractor | Fine Science Tool | 17012-11 | 2x3 Blunt |
| Absorbable surgical sutures | Centravet | BYO001 | Suture size 4-0 |
| Equipment | |||
| Hot Bead Steriliser | Fine Science Tool | 18000-45 | |
| Catheter | Centravet | CAT188 | 16 G |
| Laryngoscope | |||
| Guide wire | |||
| Laryngeal mirror | Centravet | MIR011 | |
| Lactated Ringers | Centravet | RIN020 | |
| Syringe | Centravet | ||
| Needle | Centravet | ||
| O2 | Air Liquid | I1001M20R2A001 | |
| 683 RodentT Ventilator 115/230V | Harvard Apparatus | 55-0000 | |
| Stand-Alone Vaporizer | WPI | EZ-155 | |
| Thin line heated bed | WPI | EZ-211 | |
| Air canister | WPI | EZ-258 | |
| Drugs | |||
| Carprofen | Centravet | ||
| Rimadyl | Centravet | RIM011 | |
| Buprenorphine | Centravet | BUP001 | |
| Baytril | Centravet | BAY001 | |
| Dexmedetomidine | Centravet | DEX010 | |
| Atipamezole | Centravet | ANT201 | |
| Betadine solution | Centravet | VET002 | |
| Isoflurane | Centravet | VET066 | |
References
- Frankel, H. L., et al. Long-term survival in spinal cord injury: a fifty year investigation. Spinal Cord. 36, 266-274 (1998).
- Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. Progress in spinal cord research - a refined strategy for the International Spinal Research Trust. Spinal Cord. 38, 449-472 (2000).
- Zimmer, M. B., Nantwi, K., Goshgarian, H. G. Effect of spinal cord injury on the respiratory system: basic research and current clinical treatment options. J Spinal Cord Med. 30, 319-330 (2007).
- Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromuscular adaptations to respiratory muscle inactivity. Respir Physiol Neurobiol. 169, 133-140 (2009).
- Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon and recovery of function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 85-93 (2009).
- Nantwi, K. D. Recovery of respiratory activity after C2 hemisection (C2HS): involvement of adenosinergic mechanisms. Respir Physiol Neurobiol. 169, 102-114 (2009).
- Sandhu, M. S., et al. Respiratory recovery following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 169, 94-101 (2009).
- Lane, M. A., Lee, K. Z., Fuller, D. D., Reier, P. J. Spinal circuitry and respiratory recovery following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 123-132 (2009).
- Seeds, N. W., Akison, L., Minor, K. Role of plasminogen activator in spinal cord remodeling after spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 141-149 (2009).
- Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475, 196-200 (2011).
- Vinit, S. Cervical spinal cord injuries and respiratory insufficiency: a revolutionary treatment. Med Sci (Paris. 28, 33-36 (2012).
- Kastner, A., Gauthier, P. Are rodents an appropriate pre-clinical model for treating spinal cord injury? Examples from the respiratory system). Exp Neurol. 213, 249-256 (2008).
- Vinit, S., Lovett-Barr, M. R., Mitchell, G. S. Intermittent hypoxia induces functional recovery following cervical spinal injury. Physiol Neurobiol. 169, 210-217 (2009).
- Porter, W. T. The Path of the Respiratory Impulse from the Bulb to the Phrenic Nuclei. J Physiol. 17, 455-485 Forthcoming.
- Nicaise, C., et al. Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 539-552 (2012).
- Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon: a model for plasticity in the respiratory pathways following spinal cord injury. J Appl Physiol. 94, 795-810 (2003).
- Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23, 1137-1146 (2006).
- Fuller, D. D., Johnson, S. M., Johnson, R. A., Mitchell, G. S. Chronic cervical spinal sensory denervation reveals ineffective spinal pathways to phrenic motoneurons in the rat. Neurosci Lett. 323, 25-28 (2002).
- Dougherty, B. J., Lee, K. Z., Lane, M. A., Reier, P. J., Fuller, D. D. Contribution of the spontaneous crossed-phrenic phenomenon to inspiratory tidal volume in spontaneously breathing rats. J Appl Physiol. 112, 96-105 (2012).
- Jou, I. M., et al. Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge. J Appl Physiol. 89, 1766-1770 (2000).
- Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165, 245-253 (2009).
- Vinit, S., Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Lipopolysaccharide attenuates phrenic long-term facilitation following acute intermittent hypoxia. Respir Physiol Neurobiol. 176, 130-135 (2011).
- Ahmad, F., Wang, M. Y., Levi, A. D. Hypothermia for Acute Spinal Cord Injury-A Review. World Neurosurg. , (2013).
- Lovett-Barr, M. R., et al. Repetitive intermittent hypoxia induces respiratory and somatic motor recovery after chronic cervical spinal injury. J Neurosci. 32, 3591-3600 (2012).
- Minor, K. H., Akison, L. K., Goshgarian, H. G., Seeds, N. W. Spinal cord injury-induced plasticity in the mouse--the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 200, 486-495 (2006).
- Baussart, B., Stamegna, J. C., Polentes, J., Tadie, M., Gauthier, P. A new model of upper cervical spinal contusion inducing a persistent unilateral diaphragmatic deficit in the adult rat. Neurobiol Dis. 22, 562-574 (2006).
- Golder, F. J., et al. Breathing patterns after mid-cervical spinal contusion in rats. Exp Neurol. 231, 97-103 (2011).
- Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235, 197-210 (2012).
- Vinit, S., et al. Axotomized bulbospinal neurons express c-Jun after cervical spinal cord injury. Neuroreport. 16, 1535-1539 (2005).
- Guenther, C. H., Windelborn, J. A., Tubon, T. C., Yin, J. C., Mitchell, G. S. Increased atypical PKC expression and activity in the phrenic motor nucleus following cervical spinal injury. Exp Neurol. 234, 513-520 (2012).
- Mantilla, C. B., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Motoneuron BDNF/TrkB signaling enhances functional recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 247, 101-109 (2013).
- Vinit, S., Darlot, F., Aoulaiche, H., Boulenguez, P., Kastner, A. Distinct expression of c-Jun and HSP27 in axotomized and spared bulbospinal neurons after cervical spinal cord injury. J Mol Neurosci. 45, 119-133 (2011).
- Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Glial activation in the spinal ventral horn caudal to cervical injury. Respir Physiol Neurobiol. 180, 61-68 (2012).
- Vinit, S., Stamegna, J. C., Boulenguez, P., Gauthier, P., Kastner, A. Restorative respiratory pathways after partial cervical spinal cord injury: role of ipsilateral phrenic afferents. Eur J Neurosci. 25, 3551-3560 (2007).
- Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183, 186-192 (2012).
