Summary
Un protocolo simple para determinar el contenido de lípidos neutros de células de algas utilizando un procedimiento de tinción de Rojo Nilo se describe. Esta técnica de ahorro de tiempo ofrece una alternativa a los protocolos de cuantificación de lípidos basados en gravimétricos tradicionales. Ha sido diseñado para la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos.
Abstract
Las algas son consideradas excelentes candidatos para las fuentes de combustibles renovables, debido a sus capacidades de almacenamiento de lípidos naturales. Monitoreo robusto de los procesos de fermentación de algas y la detección de nuevas cepas ricas en petróleo requiere un protocolo rápido y fiable para la determinación del contenido intracelular de lípidos. Prácticas actuales se basan en gran medida en los métodos gravimétricos para determinar el contenido de aceite, técnicas desarrolladas hace décadas que consumen mucho tiempo y requieren grandes volúmenes de muestra. En este papel, Rojo Nilo, un colorante fluorescente que se ha utilizado para identificar la presencia de cuerpos de lípidos en numerosos tipos de organismos, se incorpora en un protocolo simple, rápido y fiable para medir el contenido de lípidos neutros de protothecoides Auxenochlorella, un verde alga. El método utiliza etanol, un disolvente relativamente suave, para permeabilizar la membrana celular antes de la tinción y un pozo de micro-placa de 96 para aumentar la capacidad de la muestra durante las mediciones de intensidad de fluorescencia. Ha sido diseñadoedición con la aplicación específica de la supervisión del rendimiento bioprocesos. Muestras previamente secado o muestras vivos de un cultivo en crecimiento se pueden utilizar en el ensayo.
Introduction
Debido a su capacidad para almacenar cuerpos de lípidos bajo determinadas condiciones de estrés, las algas han recibido una gran atención en los últimos años como una potencial fuente de combustible renovable 1,2. Los lípidos neutros pueden representar más del 60% del peso seco de células bajo condiciones de crecimiento apropiadas 3. Sin embargo, la industria no tiene un protocolo estandarizado simple, limpia, rápida y fiable para cuantificar el contenido de lípidos de las células de algas con el fin de supervisar adecuadamente el desempeño de bioprocesos, analizar las culturas, y la pantalla de nuevas cepas.
El método gravimétrico Bligh-Dyer desarrolló hace unos 50 años sigue siendo una de las técnicas más comunes que se utilizan hoy en día 4,5. Mientras este procedimiento es simple, fiable, y fácil de llevar a cabo, que consume mucho tiempo, requiere grandes volúmenes de muestra, y hace uso de disolventes tóxicos. No es práctico para el análisis de muchas muestras de una operación de fermentación o el cribado de nuevas cepas ricos en petróleo. Otros métodos han been desarrollado, pero por lo general requiere de equipo avanzado y no se han estandarizado 6.
Una alternativa que ha ganado una gran cantidad de interés es la mancha del Nilo Rojo. Rojo Nilo, un tinte que emite fluorescencia preferentemente en entornos no polares, se ha utilizado para identificar o cuantificar cuerpos lipídicos en diversos organismos incluyendo nematodos 7, 8 de levadura, bacterias y algas 9, 10-19. Técnicas iniciales que implican Rojo Nilo eran en su mayoría cualitativa o semi-cuantitativa, la combinación de la mancha con espectrofotometría de una sola cubeta o citometría de flujo. Además, algunas clases de algas tales como algas verdes tienen pocillos de células gruesas que son en su mayoría impermeable al colorante, que limita la gama de la técnica 10.
Las recientes mejoras en el método de tinción de Rojo Nilo se ha informado de que pasar por alto las deficiencias iniciales del protocolo de 10,11. La tinción de las células en presencia de un CarrIER disolvente tal como DMSO o 10 10,11 etanol linealiza la relación entre el contenido de aceite y la absorbancia, lo que permite mediciones cuantitativas fiables. El disolvente ayuda a permeabilizar la membrana celular de modo que las moléculas de Rojo Nilo pueden pasar a través. Además, la incorporación de un espectrofotómetro con capacidades de lectura de micro-placa permite protocolos de alto rendimiento adecuadas para el análisis cuantitativo.
En este artículo se detallan un método simple para medir el contenido de aceite de las células de algas mediante la tinción con Rojo Nilo culturas en presencia de etanol, un disolvente suave. Con el fin de explicar con mayor precisión el ruido de fondo en las mediciones, una curva estándar de la correlación de la intensidad de fluorescencia para el contenido de aceite se desarrolla utilizando células de algas de composición de aceite conocida. El método es una adaptación de los protocolos publicados previamente 10,11. Mediante el uso de un espectrofotómetro de 96 pocillos, uno es capaz de analizar la misma cantidad de muestras en un tha horast tomaría días para controlar por métodos gravimétricos. Además, por la calibración con muestras representativas de las especies de algas deseada este método produce mediciones relativamente precisos que son directamente interpretables. Existen muchos protocolos de métodos de tinción de algas con Rojo Nilo optimizado para diferentes cepas y aplicaciones que describen; el protocolo que aquí se presenta fue desarrollado originalmente por de la Hoz Siegler et al. 11 para protothecoides Auxenochlorella, Chlorella vulgaris, Scenedesmus dimorphus y Scenedesmus oblicuo, aunque es probable conveniente para muchas más especies y clases. Ha sido diseñado con la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos y funciona igual de bien para muestras previamente secadas y muestras húmedas de una creciente cultura.
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Protocol
1. Aislamiento de Dry algas biomasa para ser utilizada como Normas para fluorescencia Lecturas
- Retirar un volumen de muestra de la creciente cultivo de algas que proporcionará al menos 200 mg de biomasa seca, 400-600 mg es preferible.
- Centrifugar la muestra a 4 º C durante 10 min a 10.000 x g. Eliminar el sobrenadante y lavar el precipitado con un volumen igual de tampón de fosfato formulado para el mismo pH que el medio de crecimiento.
- Repita el paso 1.2 para un total de 3 etapas de lavado.
- Vuelva a suspender el sedimento en agua desionizada y se transfiere a un plato previamente pesado pesan. Deje secar a 50 º C durante 48 horas. NOTA: El secado al vacío disminuirá el tiempo de secado y secado de la cultura a temperaturas superiores a 50 ° C puede hacer difícil su resuspensión.
- La tienda de cultivos de algas se seca a temperatura ambiente para uso futuro.
2. Cuantificación gravimétrica de lípidos neutros por Hexano Extracción (Adaptado de Bligh y Dyer 4)
- Mide aproximadamente 50 mg de la biomasa de algas secas en un plato de pesaje. NOTA: misas que van desde 40 hasta 80 mg se pueden utilizar sin pérdida de reproducibilidad.
- Transferir la biomasa a un mortero pre-se lava con hexano. Si es necesario, lavar el plato de pesaje con una pequeña cantidad (1 ml) de hexano usando una pipeta Pasteur con el fin de transferir completamente la biomasa para el mortero. NOTA: El hexano es una sustancia muy volátil y tóxico. Debe manejarse en la campana de humos con ropa protectora adecuada.
- Triturar la biomasa de algas durante 5 minutos usando una mano de mortero. Comience con la molienda suave y poco a poco aumentar la intensidad. Triturar la biomasa en una pasta fina y suave en el período de 5 min. Si el exceso de hexano se utiliza cuando la transferencia de la biomasa para el mortero, lo mejor es esperar a que el hexano se evapore antes de la molienda.
- Añadir unos pocos ml de hexano para el mortero y mezclar la suspensión resultante con la mano del mortero hasta que se homogeneiza. Asegúrese de que todos los restos celulares adherido a las paredes de la mortar se golpeó gratuita y se suspende en el líquido.
- Transferir la mezcla de la masa de células hexano a un tubo de centrífuga. NOTA: El tubo de centrífuga debe ser ya sea de vidrio o de un polímero adecuado compatible con hexano tal como Teflón.
- Repetir los pasos 2.4 y 2.5 hasta que toda la biomasa ha sido transferido al tubo de centrífuga (3-5x).
- Centrifugar la muestra a 4 º C durante 20 min a 10.000 x g.
- Pipetear con cuidado el sobrenadante en un metal pesado previamente pesar la cápsula. Guarde en la campana de humos.
- Realizar una extracción de 2 ª hexano mediante la adición de 3 ml de hexano para el sedimento y vórtex vigorosamente durante 1 min.
- Repita los pasos 2.7 y 2.8. Si es necesario, ejecute las muestras durante 30 minutos en la centrífuga durante la segunda extracción para asegurar que todos los residuos celulares se asienta completamente. Determinar la masa del aceite extraído gravimétricamente después de hexano se haya evaporado por completo.
3. Fluorometric Cuantificación de lípidos neutros Uso Rojo Nilo (como Reported por de la Hoz Siegler et al. 11)
NOTA: sólo se necesita 10 l de una suspensión de algas en 5 g / L para la lectura de fluorescencia. Generalmente, el aislamiento de la biomasa de algas seco de 1,5 ml de caldo de cultivo es más que suficiente. Además, la intensidad de luz de la lámpara en el espectrofotómetro puede degradarse con el tiempo. Se recomienda incluir estándares en cada experimento para asegurar que las variaciones en el instrumento no añaden de error innecesaria a las mediciones.
- Preparar una solución de Rojo Nilo a una concentración de 10 mg / ml disueltos en etanol de grado reactivo de alcohol. Almacenar esta solución en la oscuridad a 4 ° C.
- Prepare una solución de etanol al 30% (v / v) en agua desionizada y se almacenan a 4 ° C.
- Preparar todas las muestras de algas a la misma concentración de biomasa (se recomienda 5 g / L) y de la misma manera como las normas utilizadas en la medición. Para ello, ni la suspensión de las muestras de pre-secado en la cantidad apropiadade tampón de fosfato (0,6 g / L de fosfato dibásico de potasio, 1,4 g / L de fosfato de potasio monobásico), o el ajuste de la concentración de un cultivo de algas en crecimiento a 5 g / l con tampón de fosfato después de la medición de la turbidez. NOTA: las mediciones realizadas en cultivos de algas en vivo a menudo tienen mayor error asociado con ellos dependiendo de la precisión de la curva de calibración de turbidez. Para resuspender las muestras secas puede requerir el uso de un homogeneizador para dispersar completamente la biomasa.
- Para cada muestra, mezclar 80 l de la solución de etanol al 30%, 10 l de la solución de Rojo Nilo, y 10 l de suspensión de algas en un solo pocillo de una placa de 96 pocillos. Con el fin de tener debidamente en cuenta la variabilidad de la medición de la fluorescencia, realizar 5 repeticiones de cada muestra.
- Ejecutar una curva de calibración de dos puntos con las normas previamente preparadas con el fin de tener en cuenta el día a día de las variaciones en el instrumento y preparación. Preparar los estándares para la medición de fluorescencia utilizando el sprocedimiento AME como las muestras. NOTA: Por lo general dos puntos es suficiente para la recalibración del instrumento, los tres puntos se pueden ejecutar para verificar la linealidad.
- Llevar a cabo las mediciones de fluorescencia en un multi-así espectrofotómetro lector de placas. Se encontraron las siguientes condiciones para obtener los resultados más consistentes 11:
- Agitar a 1.200 rpm, la órbita de 3 mm, durante 30 segundos.
- Incubar a 40 ° C durante 10 min.
- Agitar a 1.200 rpm, la órbita de 3 mm, durante 30 segundos.
- Fluorescencia Record, excitación a 530 nm, emisión a 604 nm.
- Convertir las medidas de fluorescencia para el contenido de aceite utilizando los resultados de las normas internas.
4. Microscopía de fluorescencia Técnica
NOTA: El protocolo de tinción descrito en la sección 3 está diseñado para el análisis cuantitativo, pero también puede ser útil para proporcionar representaciones visuales de las técnicas basadas en las manchas de la PU educativo y ilustrativosrposes. Para obtener imágenes de fluorescencia de la muestra se requiere un microscopio óptico con fuentes de transmisión y de iluminación de epifluorescencia adicional tradicionales. Filtros de excitación y emisión de luz en el rango de 530 nm (verde) y 604 nm (rojo), respectivamente, son necesarios para la tinción de Rojo Nilo, así como una cámara montada microscopio con software asociado. Las imágenes mostradas en este estudio (Figura 1) fueron adquiridos utilizando un microscopio de campo claro equipado con una cámara y monocromo a la unidad de convertidor de RGB. El procedimiento de obtención de imágenes de fluorescencia Nilo Rojas uso de estas herramientas se describen a continuación:
- Preparar una muestra de la cultura con la tinción de Rojo Nilo, según el artículo 3 del Protocolo. NOTA: una muestra en el rango de concentración de 5 g / L produce diapositivas de densidad celular adecuada sin hacinamiento.
- Después de completar el paso 3.6 del protocolo de tinción, preparar un portaobjetos de microscopio de la muestra procesada de acuerdo con los procedimientos estándar de laboratorio.
- Comenzando con el microscopio en el modo de transmisión, cargue la diapositiva preparada en el microscopio, y localizar las células a la ampliación deseada (las imágenes que aparecen en este artículo han sido adquiridos con el objetivo de 100X).
- Una vez enfocado, cambie el microscopio de transmisión a modo de iluminación de epifluorescencia. La fuente de luz ahora debe venir directamente de la lente del objetivo (esto puede confirmarse visualmente observando el espacio entre la corredera y la lente del objetivo).
- Inserte un filtro de excitación verde en la fuente de luz y un filtro de emisión de color rojo en la trayectoria de luz de observación; la fluorescencia de las células teñidas ahora debe ser visible directamente a través del ocular.
- Cambie el modo de observación microscópica del ocular para la cámara montada y utilizar el software de visualización para capturar una imagen de las células fluorescentes. Dependiendo de la sensibilidad de la cámara, la muestra no puede aparecer inicialmente en la ventana de vista previa (es decir, la pantalla seser negro); Para remediar esto, ajuste el tiempo de exposición y ganancia de la cámara a un nivel en el que las células son visibles. Ajustes específicos variarán con los instrumentos, equipos y tipos de células.
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Representative Results
Células de algas representativos teñidas con colorante rojo Nilo se muestran en la Figura 1. Partes A y B de 1 visualización Figura imágenes de A. protothecoides cultivan en exceso de nitrógeno, lo que lleva a la acumulación intracelular de lípidos muy bajo. En las partes C y D, las muestras de A. se muestran protothecoides cultivadas bajo limitación de nitrógeno. Bajo iluminación de transmisión, los órganos de lípidos de la célula pueden ser visualizados con la inspección cuidadosa de la figura 1C, donde aparecen como estructuras circulares brillantes y constituyen la mayor parte del volumen celular. Las células que se muestran en la Figura 1A, que se cultivan en el exceso de nitrógeno, son el aceite de sólo el 5% en peso seco y no contienen niveles significativos de cuerpos lipídicos.
Cuando se muestra en las condiciones de luz apropiadas, se magnifican las diferencias en estas muestras. Las células de aceite magroaparecer como anillos fluorescentes con cuerpos oscuros (Figura 1B), mientras que las células ricas en petróleo muestran un brillo de color naranja-rojo brillante en el que se han acumulado los cuerpos lipídicos (Figura 1D). En la Figura 1D, que es más difícil de ver la fluorescencia débiles de la membrana celular y otras estructuras celulares. Rojo Nilo será fluorescente en presencia de proteínas no polares, así como los lípidos, lo cual es la razón por la membrana celular y otras estructuras celulares proveen un nivel de fondo de la fluorescencia durante las mediciones del espectrómetro.
Bajo las condiciones optimizadas del ensayo, las curvas de calibración con R 2 valores superiores a 0.980 se pueden lograr fácilmente (Figura 2A). La relación entre el contenido de aceite de las células y la fluorescencia se convierte en no lineal si las células se tiñeron en una solución que carece de un vehículo disolvente, tal como etanol. Los datos presentados en la Figura 2B, con un R 2 de 0.395, fueron 60; obtenido llevando a cabo el protocolo en una solución de etanol al 0% (agua desionizada pura).
Figura 1. Imágenes de A. protothecoides teñidos con Rojo Nilo. Una muestra de petróleo magro (4,4% de contenido de aceite en peso seco) se muestra en el apartado A) transmiten microscopía de luz y B) la iluminación de epifluorescencia con filtro de excitación verde (510 nm). Los cuerpos lipídicos teñidos con Rojo Nilo fluorescencia a 604 nm. Una muestra rica en petróleo (54,7% de contenido de aceite en peso seco) se muestra en C) y D) en las mismas condiciones de transmisión de luz y de epifluorescencia como A) y B), respectivamente.nk "> Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 2. Las curvas de calibración que correlacionan el contenido de aceite de A. protothecoides a la intensidad de fluorescencia. en A), las muestras se prepararon de acuerdo con el protocolo descrito. En B), se prepararon muestras en una solución de etanol al 0% (agua desionizada). Barras de error verticales representan la desviación estándar de cinco repeticiones en el espectrofotómetro. Barras de error horizontales señalan la desviación estándar de al menos tres réplicas de la cuantificación gravimétrica de lípidos neutros. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
| Químico | Empresa | Concentración |
| KH 2 PO 4 | Fisher Scientific | 2,8 g · L -1 |
| K 2 HPO 4 | Fisher Scientific | 1,2 g · L -1 |
| MgSO4 · 7 H2O | Fisher Scientific | 1,2 g · L -1 |
| FeSO4 .7 H 2 O | Fisher Scientific </ Td> | 48 mg · L -1 |
| H 3 BO 3 | Fisher Scientific | 11.6 mg · L -1 |
| CaCl2 · 2H 2 O | Fisher Scientific | 10 mg · L -1 |
| MnCl2 · 4H 2 O | Fisher Scientific | 7,2 g · L -1 |
| ZnSO4 · 7H 2 O | Fisher Scientific | 0,88 mg · L -1 |
| CuSO 4 · 5H 2 O | Fisla Ciencia | 0,32 mg · L -1 |
| Na 2 MoO4 · 4H 2 O | Fisher Scientific | 0,12 mg · L -1 |
| clorhidrato de tiamina | Fisher Scientific | 40 mg · L -1 |
| glucosa | Fisher Scientific | 30 g · L -1 |
| glicina | Fisher Scientific | 0,2-2,0 g · L -1 |
Tabla 1. Cultura receta medios de comunicación. Todos los reactivos fueron de grado analítico.Las soluciones se prepararon usando agua desionizada. La concentración de glicina se utiliza para controlar la relación de carbono a nitrógeno en la cultura y, en consecuencia, el contenido final de aceite de las algas. Las células que van desde 8,5% a 55% de contenido de lípidos neutros en masa (en base seca) se utilizaron para hacer la curva estándar.
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Discussion
Las algas utilizado en la curva estándar debe ser de la misma especie de cultivo en las mismas condiciones experimentales como los que están siendo medidos. Los cambios significativos en la composición de los medios de comunicación, técnica de cultivo, y el protocolo de tinción pueden afectar a la intensidad de la lectura de fluorescencia. Extracción con hexano (descrito en las secciones 1 y 2) se utilizó para determinar el contenido de lípidos neutros de muestras utilizadas en la curva estándar. Para las mediciones de intensidad de fluorescencia precisas, todas las muestras deben ser analizados en la misma concentración de biomasa (5 g / l se utilizó en este estudio). El contenido de aceite se puede determinar fácilmente por comparación con la curva estándar. Para este protocolo, las algas se cultivaron en matraces de agitación en condiciones heterotróficas (28 ° C, 100 rpm) con glucosa como fuente de carbono (30 g / L) y glicina como fuente de nitrógeno (0,2-2,0 g / L). Para una receta detallada de medios, consulte la Tabla 1.
Una consideración importante en la realización de laprotocolo es las condiciones para el secado de la biomasa de algas en húmedo en la preparación de la curva estándar. Se recomienda utilizar un horno de vacío a 45 ° C. Un horno convencional a 45-50 ° C también será suficiente siempre y cuando se permite un tiempo adicional para secar completamente las muestras (24-48 h). Las temperaturas superiores a 50 ° C pueden causar la biomasa se fusionen entre sí o formar una costra impenetrable que no resuspender fácilmente en tampón de fosfato. La resuspensión puede ser ayudado con el uso de un homogeneizador. Aditivos químicos como surfactantes o una base fuerte se debe evitar ya que generalmente influyen en la lectura de fluorescencia. Culturas secas se pueden almacenar durante un máximo de 6 meses en un contenedor sellado sin experimentar degradación de lípidos significativa. Tenga en cuenta que las mediciones realizadas en cultivos de algas en vivo a menudo tienen mayor error asociado con ellos dependiendo de la precisión de la curva de calibración de turbidez.
Otra consideración es la concentración de etanol utilizada para ejecutar el samples en el lector de microplaca. El etanol actúa como un solvente portador, facilitando el transporte de moléculas Rojo Nilo en la célula. A bajas concentraciones (<30%) la relación entre el contenido de aceite y la fluorescencia se vuelve no lineal debido a la mala difusión a través de la membrana celular (Figura 2B). A concentraciones superiores de etanol, la mejora de la linealidad se obtiene a expensas de la disminución de la intensidad de fluorescencia (Figura 2A). Para protothecoides Auxenochlorella, Chlorella vulgaris, Scenedesmus dimorphus, y Scenedesmus oblicuo, una concentración de etanol de 30% se encontró para dar la compensación óptima entre una linealidad mejorada y una disminución de la intensidad de fluorescencia 11. Puede ser necesario ajustar la concentración de etanol para optimizar los resultados para otros organismos.
La elección de las longitudes de onda de excitación y emisión adecuadas para la lectura de la fluorescencia en las muestras de algas es crucial para ensure sólo lípidos neutros se incluyen en la medición. Intensidad de la fluorescencia del Rojo Nilo variará en diferentes longitudes de onda que dependen de la polaridad del medio ambiente 11,13. Para A. protothecoides, se observa el pico de emisión de lípidos neutros a 590 nm; un segundo pico que representa lípidos más polares se observa en 645 nm 11. En consecuencia, mediciones de la intensidad de fluorescencia se describen en este procedimiento se realizaron utilizando un filtro de excitación 530 nm, con un medio ancho de banda = 10 nm, y un filtro de emisión de 604 nm, con un medio de ancho de banda = 10 nm. Elección de la excitación y la longitud de onda de emisión debe ser verificada para cada cepa de algas probado.
Desde Rojo Nilo será fluorescente en cualquier entorno no polar, estructuras celulares, además de los cuerpos lipídicos se detectarán por el espectrofotómetro (véase la Figura 1B). Este hecho, en combinación con la heterogeneidad inherente de la biomasa celular, conduce a una relación no lineal entrebiomasa celular y de fluorescencia 11. Este problema se resuelve por asegurar todas las muestras se preparan en un peso seco constante (5 g / L recomendado). A concentraciones diluidas la señal se debilita y sus tendencias son difíciles de distinguir. Además, la señal de fluorescencia puede ser ruidoso debido a las variaciones de célula a célula y suspensiones de partículas en los medios de comunicación. En consecuencia, se recomiendan 5 repeticiones de cada muestra para obtener resultados fiables 11.
Algunos protocolos utilizan un estándar de aceite tal como trioleína para calibrar la medición 10,20,21. Si bien esta técnica ha sido reportado con éxito para ciertas especies de algas tales como Bacillariophyceae y Dinophyceae, es menos adecuado para las algas de pared gruesa tales como Chlorella debido a las limitaciones de difusión a través de la membrana celular. Además, la adición de trioleina puede alterar la distribución de las moléculas de Rojo Nilo entre la norma y el cuerpos lipídicos, lo que lleva to estimaciones inexactas de contenido de aceite. Usando muestras de algas de contenido de aceite conocido como normas evita esas eventuales diferencias y representa cualquier fluorescencia de fondo causado por las condiciones de la biomasa y de crecimiento.
El protocolo presentado en este estudio proporciona un método simple, barato y rápido de la cuantificación de lípidos neutros en muestras de algas. Mediante el uso de una placa de múltiples pocillos, rendimientos altos de muestra se consiguen con ahorro de tiempo significativas sobre otros protocolos de tinción. Además, las condiciones del ensayo se han optimizado para producir tendencias lineales reproducibles.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a las Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá para proporcionar apoyo financiero para este proyecto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dry Weight | |||
| 25 ml disposable pipettes | Fisher | 13-676-10K | |
| Pipette Bulb | Fisher | 13-681-51 | |
| 40 ml Nalgene Teflon Centrifuge Tubes | Fisher | 05-562-16A | Teflon needed for hexane |
| Weigh Dishes (polypropylene) | Fisher | 2-202B | |
| 1.5 ml microcentrifuge tubes | Fisher | 05-408-129 | |
| Centrifuge | Sorvall | RC6plus | |
| Drying Oven (Fisher 625D) | Fisher | 13-254-2 | |
| Storage vials | Fisher | 0337-4 | |
| Bench-top microcentrifuge (Eppendorf 5415D) | Fisher | 05-40-100 | |
| Gravimetric Quantification | |||
| Porcelain Mortar (Coorstek) | Fisher | 12-961A | |
| Porcelain Pestle (Coorstek) | Fisher | 12-961-5A | |
| 40 ml Centrifugation tubes (FEP) | Fisher | 05-562-16A | Could also use glass tubes |
| Pasteur glass pipettes | Fisher | 13-678-20C | |
| Aluminum weigh dishes | Fisher | 08-732-101 | |
| Hexanes | Fisher | H292-4 | |
| Fluorometric quantification of oil content | |||
| Fluorescence multi-well plate reader | Thermo Lab Systems | Fluoroskan Ascent | |
| Fluorescence reader software | Thermo Lab Systems | Ascent Software 2.6 | |
| COSTAR 96 well plate with round bottom | Fisher | 06-443-2 | |
| Nile Red | Sigma | N3013-100MG | |
| Ethanol (alcohol reagent grade) | Fisher | AC65109-0020 | |
| Imaging Fluorescent cells | |||
| Leica DMRXA2 (or equivalent) microscope | Leica | DMRXA2 | |
| Microscope slides | Fisher | 12-550-15 | |
| Microscope cover slips | Fisher | 12-541B | |
| Camera | Qimaging | Retiga Ex | |
| Imaging software | Qimaging | QCapture v.1.1.8 |
References
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