The aim of this protocol is to expose human organotypic 3D bronchial and nasal tissue models to mainstream cigarette smoke (CS) at the air-liquid interface. The impact of CS on the tissues is then investigated using a cytochrome P450 activity assay, a cilia beating measurement, and a systems biology approach.
Cigarette smoke (CS) has a major impact on lung biology and may result in the development of lung diseases such as chronic obstructive pulmonary disease or lung cancer. To understand the underlying mechanisms of disease development, it would be important to examine the impact of CS exposure directly on lung tissues. However, this approach is difficult to implement in epidemiological studies because lung tissue sampling is complex and invasive. Alternatively, tissue culture models can facilitate the assessment of exposure impacts on the lung tissue. Submerged 2D cell cultures, such as normal human bronchial epithelial (NHBE) cell cultures, have traditionally been used for this purpose. However, they cannot be exposed directly to smoke in a similar manner to the in vivo exposure situation. Recently developed 3D tissue culture models better reflect the in vivo situation because they can be cultured at the air-liquid interface (ALI). Their basal sides are immersed in the culture medium; whereas, their apical sides are exposed to air. Moreover, organotypic tissue cultures that contain different type of cells, better represent the physiology of the tissue in vivo. In this work, the utilization of an in vitro exposure system to expose human organotypic bronchial and nasal tissue models to mainstream CS is demonstrated. Ciliary beating frequency and the activity of cytochrome P450s (CYP) 1A1/1B1 were measured to assess functional impacts of CS on the tissues. Furthermore, to examine CS-induced alterations at the molecular level, gene expression profiles were generated from the tissues following exposure. A slight increase in CYP1A1/1B1 activity was observed in CS-exposed tissues compared with air-exposed tissues. A network-and transcriptomics-based systems biology approach was sufficiently robust to demonstrate CS-induced alterations of xenobiotic metabolism that were similar to those observed in the bronchial and nasal epithelial cells obtained from smokers.
Lungs are directly and constantly exposed to inhaled air that may contain diverse toxicants such as pollutants and constituents of cigarette smoke (CS). Studying the impact of exposure to those toxicants on respiratory tissues is most informative when done in a manner that resembles in vivo exposure. Compared with the classical 2D immersed cell cultures (e.g., normal human bronchial epithelial cells (NHBE)), 3D organotypic tissue models better recapitulate the morphological, physiological, and molecular aspects of the human airway epithelium in vivo1,2: the 3D tissue models contain the diversity of the cell types observed in vivo, including differentiated epithelial cells, ciliated and non-ciliated cells, goblet cells, and basal cells. They have functional tight junctions and exhibit a mucociliary phenotype 1-3. Moreover, the cultures can be grown on a permeable porous membrane, in an air-liquid interface, allowing a direct exposure to aerosol at the apical side (whereas the basolateral side is immersed in culture medium) 3-5. Dvorak and colleagues reported that gene expression profiles of bronchial tissue models were similar to those obtained from human bronchial brushings 3. In addition, Mathis and colleagues showed that the responses of these tissue models to CS were similar to the differences observed between bronchial epithelial cells obtained from smokers and cells obtained from non-smokers 6. Finally, because the bronchial tissue models could be cultured for up to several months 4,5, they could potentially be used to examine the effects of long-term exposure of test items.
Cytotoxicity assessments are common parameters measured following chemical insults or to assess the toxicity of specific compounds or mixtures. For instance, membrane integrity can be measured by a luminescent assay and allows the measurement of a dose-dependent cytotoxic effect on the cell culture 7. However, to assess pathophysiological effects of compounds at subtoxic concentrations, other parameters should be measured. For example, tissue integrity determined using the transepithelial electrical resistance (TEER) assay ensures the functionality of tight junctions and monitors the disruption of the epithelial layer 8,9. Ciliary beating frequency also allows the measurement of CS-related effects on respiratory tissues. A normal beating frequency for the cilia lining bordering the upper and lower respiratory tract is important to protect against airway infections 10. Each of the ciliated columnar epithelial cells of the respiratory epithelium has 200-300 cilia beating at a particular frequency to eliminate infectious agents or inhaled particulate matter trapped in the mucus released by interspersed goblet cells 11. CS contains chemicals that may inhibit ciliary beating 12, leading to a reduced protection of the respiratory tract. This work shows that ciliary beating can be measured in organotypic tissue models. This approach allows assessment of whether epithelial cells exhibit their normal function in the organotypic tissue culture. CS also activates xenobiotic metabolism responses in the respiratory tract to metabolize tobacco smoke constituents 13. The activity of the phase I xenobiotic metabolism enzymes, CYP1A1 and CYP1B1, of the tissue models can be measured. Additionally, as previously reported, global gene expression can be measured in the organotypic bronchial tissue models 6,14,15. A transcriptomic data and network-based systems biology approach is leveraged to assess the impact of CS on xenobiotic metabolism 15.
The methodologies used to expose organotypic 3D bronchial and nasal tissue models to mainstream CS using an in vitro exposure system and to measure the tissue responses to this exposure compared to fresh air exposure (control) are detailed here.
Hier haben wir die Anwendbarkeit des menschlichen organotypischen Bronchien und Nasengewebemodelle, die Auswirkungen der wiederholten CS Exposition beurteilen demonstriert. Als eine Alternative zu Tierversuchen, wurde eine Reihe von Belichtungssystemen für toxikologische Beurteilungen der Aerosolexposition in vitro entwickelt (z. B. VITROCELL, Cultex, ALICE, etc.). Diese Expositions Module können auch für eine toxikologische Bewertung von Luftschadstoffen, luftgetragene Partikel, Nanopartikel, etc. In dieser Studie verwendet werden können, haben wir die VITROCELL System, das bis zu 48 verschiedene Proben gleichzeitig aufnehmen kann, so dass für größere Experimente und niedriger Variabilität zwischen Behandlungen. Für jede Aerosolexposition in vitro bleibt die Gefahr von Gewebekultur Kontamination eine große Gefahr, deren Eindämmung erfordert eine sorgfältige Handhabung der Gewebekulturen während der gesamten Experimente.
Messung von Partikelabscheidung in Echtzeit auf dem Mikrowaage während der exposure Experiment erlaubt es, zu überwachen, dass die CS-Dosen aus dem Belichtungssystem generiert werden, entsprechend den Erwartungen. Um die Genauigkeit der gemessenen Partikelabscheidung zu gewährleisten, Einrichten der Online-Messung korrekt vor der Belichtung ist critial zB die Einrichtung der Skala auf 0 Darüber hinaus, da der Unterschied zwischen den Bereichen der Mikrowaage (cm 2) und die Gewebekultureinsatz (0,33 cm 2), passten wir die endgültige Berechnung der Fläche des Kultureinsatz: nur noch 33% der Ablagerung auf der Mikrowaage die tatsächliche Ablagerung in der Kultureinsatzes.
Messung des TEER zu eng Kontaktbarriere Funktionalität zu ermitteln und zu einer Störung der Epithelschicht zu bewerten ist ein relativ einfaches Verfahren zu implementieren, die wir hier berichtet wird. , Da die Bronchien und Nasengewebe Modelle enthalten Schleim-produzierenden Becherzellen durchsetzt, muss jedoch apikal Wasch vor den TEER Messdurchgeführt werdensung. Der apikale Wasch ist kritisch, da die Gegenwart der Schleimschicht und der Variabilität ihrer Dicke vorspannen kann die Messung des TEER, interferring mit den Auswirkungen der CS-Exposition. Dieser Begriff ist in Übereinstimmung mit dem, was wurde von Hilgendorf und Kollegen, in dem die Durchlässigkeit von Caco-2-Zellen wurde durch die Co-Kultivierung mit dem Schleim-produzierenden Becherzelllinie HT29 23 betroffen ausgewiesen. Der Schleim muss weg vor TEER Mess gewaschen werden, da apikal Wasch direkt vor der Exposition kann mit den Gewebereaktionen auf CS stören. Daher wird die Messung drei Tage vor der Belichtung durchgeführt wird, und nicht direkt vor Belichtung.
Wir zeigten, dass CYP1A1 / CYP1B1 Aktivität kann sich von den organotypischen Kulturmodellen folgenden CS Exposition gemessen werden, obwohl die Aktivität wurde nur geringfügig durch CS erhöht. Dieses schwache Signal kann durch eine längere Inkubation des CYP1A1 / 1B1 Substrat amplifiziert werden (dh., Luciferin-CEE), beispielsweise für24 h (Daten nicht gezeigt). Eine der Einschränkungen des CYP Aktivitätsmessung in der vorliegenden Arbeit ist das Fehlen Normierung auf die CYP Proteinebene oder auf die Zellzahl, die unter Berücksichtigung der für zukünftige Studien unternommen werden könnten, um sicherzustellen, dass die Änderung auf die Enzymaktivität nicht beeinflusst durch die Änderung entweder der Proteinebene oder der Zellzahl.
Wir berichteten, dass CS Exposition hemmte die Zilienschlag sowohl in der nasalen und bronchialen Gewebemodelle. Ähnliche Beobachtungen wurden in verschiedenen Säugetieren und Nichtsäugetiermodelle 12 getan. Für Zilienschlag Messung, so dass das Gewebe behandelt und in ähnlicher Weise behandelt werden, ist kritisch, wenn beispielsweise mittlere Änderung implementiert wird, sollte es für alle Proben angewandt werden. Sutto und Kollegen berichteten, dass pH-Wert beeinflusst die Säugetier ciliary Schlagfrequenz 24. So beim Vergleich Schlagen Frequenzen zwischen Zellen mit verschiedenen Kombinationspräparate / Mischungen, pH behandeltAnpassung sollte in Betracht gezogen, um die Variabilität der Zilienschlag Messung zu minimieren. Darüber hinaus ist die Temperatur, bei der die Messung durchgeführt wird ebenfalls kritisch, da die Frequenz des Zilienschlag sinkt mit abnehmender Temperatur. Die Variabilität aufgrund dieser Änderungen eine Tischinkubation Inkubator mit Temperatur, CO 2, und Feuchtigkeitskontrolle ausgestattet war in dieser Studie verwendet minimieren. Trotzdem wurde beobachtet, dass die Zilienschlag Frequenzen in den Bronchialgewebe nach CS Exposition sehr variabel (dh., Zunahme der Einlage und Abnahme in der anderen Einlage), was darauf hindeutet, dass die Zilienschlag stark gestörten unmittelbar nach Exposition. Im Gegensatz dazu beobachtet man die Abwesenheit von messbaren Zilienschlag Frequenzen im Nasengewebe nach CS Exposition, was darauf hindeutet, daß die Reaktion des Nasengewebe ist empfindlicher und konsistent. Dies ist in Übereinstimmung mit einer früheren Veröffentlichung zeigt, dass das Nasengewebe hat eine geringere Kapazität als entgiftenverglichen mit dem Bronchus 25.
Schließlich haben wir gezeigt, dass Genexpressions vom organotypischen Bronchien und Nasengewebe Modelle CS ausgesetzt könnte Auswirkungen von CS auf Fremdstoffmetabolismus zu demonstrieren. Interessanterweise war die beobachtete Veränderung im Fremdstoffmetabolismus im organotypischen bronchiale und nasale in vitro-Modellen zu CS ausgesetzt ähneln, dass die in vivo Situation bei Rauchern, wie detaillierter in einer früheren Veröffentlichung 15 diskutiert. Für Genexpressionsanalysen mit Hilfe der Robotic-Instrument macht ein Hochdurchsatz-Analyse möglich. Außerdem automatischen Roboterhandhabung weiter erhöht die Konsistenz und Genauigkeit der Genexpressionsergebnisse. Dennoch schnelle Sammlung der Gewebeproben war entscheidend für den RNA-Abbau während der RNA-Extraktion vermeiden. Die RNA-Prozessierung und beschriebenen transkriptomischen Ansätze können auch für in vivo Gewebeproben angewandt werden.
The authors have nothing to disclose.
Die Autoren bedanken sich bei Maurice Smith und Marja Talikka für ihre Durchsicht des Manuskripts danken.
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
MucilAir-human fibroblasts-bronchia | Epithelix Sárl, Geneva, Switzerland | http://www.epithelix.com/content/view/122/19/lang,en/ | |
MucilAir Culture Medium | Epithelix Sárl, Geneva, Switzerland | http://www.epithelix.com/content/view/84/16/lang,en/ | |
VITROCELL | VITROCELL systems GmbH, Waldkirch, Germany | http://www.vitrocell.com/index.php?Nav_Nummer=2&R= | |
3R4F reference cigarette | University of Kentucky | http://www2.ca.uky.edu/refcig/ | |
30-port carousel smoking machine SM2000 | Philip Morris, Int. | ||
CiliaMetrix camera and software | La Haute École de Gestion (HESGE), Geneva, Switzlerland | ||
Leica DMIL microscope | Leica, Heerbrugg, Switzerland | ||
LED light source | Titan Tool Supplies, Buffalo, NY | ||
Chopstick Electrode STX-2 | World Precision Instruments | http://www.wpiinc.com/products/physiology/stx2-chopstick-electrode-set-for-evom2/ | |
EVOMXTM Epithelial Voltohmmeter | World Precision Instruments | http://www.wpiinc.com/products/physiology/evom2-evom2-epithelial-voltohmmeter-for-teer/ | |
Luciferin Detection Reagent | |||
MagNA Lyser Instrument | Roche | http://www.roche.com/products/product-details.htm?region=us&type=product&id=66 | |
chloroform | Sigma-Aldrich | http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/288306?lang=en®ion= | |
QIAcube | Qiagen | 9001882 | |
NanoDrop | Thermo Scientific | http://www.nanodrop.com/ | |
Agilent 2100 Bioanalyzer | Agilent | http://www.genomics.agilent.com/en/Bioanalyzer-System/2100-Bioanalyzer-Instruments/?cid=AG-PT-106 | |
Affymetrix GeneChip High throughput 3’IVT Express Kit | Affymetrix | http://www.affymetrix.com/catalog/prod370001/AFFY/High-Throughput-(HT)-Whole-Transcript-(WT)-Kit | |
Scanner 3000 7G | Affymetrix | http://www.affymetrix.com/catalog/131503/AFFY/Scanner-3000-7G |