Summary
Stimulation du nerf vague (VNS) a émergé comme un outil pour induire la plasticité synaptique ciblée dans le cerveau antérieur de modifier une gamme de comportements. Ce protocole décrit comment mettre en œuvre VNS pour faciliter la consolidation de la mémoire la peur de l'extinction.
Introduction
Classique conditionnement de la peur fournit un modèle animal largement utilisé pour étudier la base biologique des troubles anxieux. Au cours de conditionnement de la peur, un stimulus aversif (le stimulus inconditionné, États-Unis, par exemple, un choc électrique) est présenté en conjonction avec un stimulus neutre, comme un ton et / ou un contexte (le stimulus conditionné; CS). Au cours de conditionnement de la peur, les associations entre le CS et les États-Unis sont formés. Finalement, la présentation de la CS seul déclenche une réaction de peur (la réponse conditionnée; CR). Dans la crainte d'extinction, le CS est présenté à plusieurs reprises en l'absence des États-Unis, provoquant la CR à diminuer progressivement 1. Ainsi, l'extinction de la peur conditionnée est un processus actif dans lequel les réponses comportementales aux stimuli effrayants neutres sont atténués quand ils prédisent plus les résultats d'aversion. Extinction des réponses conditionnées nécessite la consolidation de nouveaux souvenirs qui sont en concurrence avec les associations savantes. Une caractéristique de troubles anxieux est impaextinction ired 2-4. Ainsi, l'extinction de la peur conditionnée dans des modèles animaux sert de paradigme important à la fois pour l'apprentissage d'inhibition et un modèle de comportement pour le traitement de troubles de l'anxiété humains 5,6.
Parce qu'il ya correspondance étroite entre la peur et l'anxiété humaine, on pense que ces études peuvent donner un aperçu de la nature biologique des troubles liés à l'anxiété tels que le trouble de stress post-traumatique et aideront à élaborer des stratégies pour les traiter. Un objectif important de la recherche préclinique est de faciliter l'apprentissage de l'extinction et à induire la plasticité ciblée dans les circuits d'extinction de consolider l'apprentissage de l'extinction. Stimulation du nerf vague (VNS) est une approche minimalement invasive neuroprosthetic qui pourrait être utilisé pour fournir modulation temporelle et spécifique circuit serré de zones du cerveau et des synapses engagés dans une tâche permanente. Une série d'études récentes du groupe de Michael Kilgard à l'Université du Texas à Dallas ontmontré que VNS appariement avec des stimuli sensoriels ou moteurs discrets (par exemple, une tonalité ou un levier de traction) est très efficace dans la promotion de la plasticité corticale pour traiter les acouphènes 7, ou pour surmonter des déficits moteurs après un AVC 8-10. En outre, non contingent VNS qui se produit au sein d'une fenêtre de temps court après l'apprentissage favorise similaire plasticité corticale et améliore consolidation de la mémoire chez les rats et les humains 11-13.
Considérant le rôle du nerf vague dans la voie parasympathique, il est pas surprenant qu'il pourrait participer à la modulation des souvenirs et la plasticité synaptique. Hautement événements émotionnels ont tendance à produire des souvenirs forts que des mémoires non-émotionnels. Cela est probablement dû à l'influence des hormones du stress sur la consolidation de la mémoire. Posttraining administration de l'adrénaline hormone de stress améliore consolidation de la mémoire chez les animaux humains et non-humains, mais l'adrénaline ne traverse pas la barrière hémato-barrière 14, 15 16 ont trouvé que l'administration systémique d'adrénaline augmenté nerf vague tir, et a augmenté les niveaux de noradrénaline dans l'amygdale 17. L'administration systémique d'adrénaline ne renforce pas la consolidation de la mémoire lorsque les récepteurs β-adrénergiques sont bloqués dans l'amygdale 18 suggérant que le nerf vague joue un rôle dans la voie qui tourne expériences suscitant émotionnellement en mémoire à long terme.
Ainsi, le jumelage avec la formation VNS a le potentiel d'améliorer les changements du cerveau qui soutiennent consolidation de la mémoire et de l'exposition à des indices conditionnés en l'absence de renfort améliore la consolidation de l'apprentissage d'extinction chez les rats 19,20. Nous décrivons ici l'utilisation d'un VNSoutil pour promouvoir sa plasticité corticale et de faciliter l'extinction d'une réponse de la peur conditionnée.
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Protocol
Toutes les procédures décrites dans le présent protocole sont effectués en conformité avec le Guide NIH pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire, et ils ont été approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle de l'Université du Texas à Dallas.
1. Construction de VNS Poignets
- Créer un outil de forage par scier l'extrémité pointue d'une aiguille 22 G ½.
- Lancez maintenant la fin brutale de l'aiguille 22 G ½ sur un fichier de métal à plusieurs reprises pour l'aplatir. Tenez l'aiguille à un angle de 45 degrés vers le fichier et lancez plusieurs fois sur le fichier tout en le tournant. Cela entraînera le métal pour devenir plus mince et furl vers l'intérieur. ATTENTION: Insérer la pointe du scalpel dans l'extrémité de l'aiguille de coupe et tourner avec une certaine force vers le bas pour déployer le métal.
- Utilisez des jumelles loupes pour les étapes restantes de la section 1.
- Avec un scalpel (10 ou 15 lames) coupé 4 mm segments de tuyau.
- Placez un segment de 4 mm sur uneforet petite ou un autre outil de forme similaire. Ceci est de tenir le tuyau en place alors qu'il est manipulé.
- Percez 4 trous dans le tube (figure 1A). Les trous doivent prendre les quatre points de 2 mm par 2 mm carré et doivent être propres et sans aspérités.
REMARQUE: L'outil de forage doit être réaffûtée (étape 1.2) tous les 2 ou 3 trous. Difficulté de cette étape est presque certainement due à un outil de forage qui ne sont pas assez tranchant. - Avec le tube encore sur le trépan de forage, en utilisant un scalpel pour couper le tube de la longueur entre les trous de telle sorte que deux trous se retrouvent sur chaque côté de la coupe (figure 1B).
- En utilisant une aiguille à coudre et du fil de suture, passer à travers les trous de suture pour créer le gréement pour le placement ultime de le brassard autour du nerf vague. Commencez avec l'aiguille à l'intérieur du brassard et le passer à travers un des trous, puis revenir en arrière à travers le trou à côté de l'extérieur (figure 1C). Attachez le THREAd ensemble ~ 2 cm de la matière plastique de sorte que le tube et le fil font un triangle. Autoriser ~ 8 cm de fil après le noeud et les garnitures. Répéter le processus pour les trous sur le côté opposé de la coupe. Le tube est maintenant prêt à être câblé.
- Préparer fils pour poignets.
- Couper le fil d'iridium de platine dans 70 mm segments.
- Utilisation de la plus belle pointe de la torche de bijoux, de créer une flamme forte avec le centre bleu qui est aussi raffiné que possible et l'utiliser pour dépouiller ~ 1 cm du revêtement en plastique du fil. Appliquer le centre bleue de la flamme à l'extrémité dénudée du fil pour créer une petite boule. Appliquer le centre bleue de la flamme à plusieurs points de la partie dénudée de fusionner les sept brins ensemble. Le fil de ces taches apparaîtra à plier.
- À l'autre bout du fil, appliquer le centre bleue de la flamme à la fin pour créer une petite boule. Réduire décapage le plastique sur cette fin.
- Câbler le brassard (figure 1D).
NOTE: Steps dans la section 1.10 doit se faire sous jumelles de grossissement.- Tape la manchette en utilisant les fils de sorte qu'il est orienté avec la coupe se déplaçant horizontalement. Tirez sur les fils serrés de telle sorte que le brassard est tiré ouverte puis bande vers le bas les fils.
- Saisissez l'extrémité de la boule du côté dénudée du fil préparé avec # 5 forceps et pousser dans le trou en bas à droite. Tirer la pince hors du trou, en laissant l'extrémité du fil au milieu de la manchette.
- Re-saisir l'extrémité boule du fil dénudé (maintenant au milieu de la coiffe) et le pousser à travers le trou en haut à droite. Tirez la pince hors du trou, laissant le fil traversé complètement le brassard et lâche sur le côté haut de la manchette.
- Re-saisir l'extrémité boule du fil dénudé (maintenant à l'extérieur le brassard sur la face supérieure) et le pousser à travers le trou en haut à droite de l'intérieur. Continuer à le faire jusqu'à ce que le fil est bien en place: test en tirant sur l'extrémité opposée du fil.
NOTE:Au cours de ce processus, il est essentiel de différencier les parties dénudées / isolés du fil. Le fil qui est finalement placé dans le 'creux' de la coiffe doit être dépouillé, mais tout ci-dessous les trous inférieurs (en dehors de la manchette sur l'extrémité inférieure) doit être isolé. Cela garantit la livraison de courant uniquement au nerf vague. - Saisissez l'extrémité de la boule du côté isolé et le pousser dans le trou en bas à droite de l'intérieur de la coiffe, une boucle autour d'une fois.
- Répéter les étapes 1.10.2 - 1.10.5 sur le côté gauche de la manchette de telle sorte que deux fils finissent fixée à la tubulure, l'un sur le côté droit et l'autre sur le côté gauche.
- Placez une épinglette en or dans le bras de la main avec le trou vers le haut. Remplissez le trou avec flux.
- Souder l'extrémité du fil isolé (maintenant attaché à la manchette) dans la broche.
- Permettre à la soudure de refroidir, puis à nouveau l'état fondu. Ceci assure une bonne liaison entre l'extrémité du fil et l'inside de la broche. Appliquer plus de soudure si nécessaire. Répétez l'opération pour deuxième fil.
- Avec les fils courir vers la droite, marquez le haut de la manchette avec un marqueur permanent. Aussi marquer l'épingle d'or attaché à la tête dessus.
2. Construction de coiffe pour VNS site d'entrée
- Découpez 30 mm segments de 26 fils de cuivre AWG. Bande d'une petite portion à chaque extrémité.
- Coupez l'extrémité étroite hors épingles d'or en vrac et souder l'extrémité dénudée du fil à la fin de l'épingle d'or de coupe. Créez deux composés fils / broches pour chaque site d'entrée souhaitée. Placez un connecteur dans les mains secourables et souder l'extrémité du fil d'un composé fils / broches au chacune des deux dents fluxé du connecteur (figure 2G).
- Mark l'un des fils avec Sharpie. Pendant la chirurgie, positionner l'implant avec le fil rostrale marquée au fil banalisée.
3. Chirurgie VNS
- Créer des outils de verre personnalisé pour la manipulation des vagus nerf pendant la chirurgie.
- Utilisez le verre borosilicate pour tirer une micropipette de sorte qu'il a une pointe à long effilé. Si aucun pipette extracteur est disponible, briser le verre pour créer un bord plus.
- Maintenez l'extrémité non conique de la pipette avec un tissu épais (pour éviter les brûlures) et appuyez sur l'extrémité conique / brisé en une surface lisse résistant au feu tout en appliquant la flamme bleue de la torche de bijoux à l'extrémité effilée. Le verre se plie comme il est enfoncé dans la surface. Appliquer flamme jusqu'à un crochet ou formes de forme J.
- Procédures chirurgicales VNS
- Rassemblez et stériliser tous les outils. Préparer une zone chirurgicale sanitaire, chauffée.
- Anesthésier des animaux avec de la kétamine / xylazine (85 mg / kg, 5 mg / kg, IP). Évaluer la profondeur du plan anesthésique en surveillant les vocalisations de l'animal et le retrait réflexes en réponse aux pieds et / ou la queue pincement.
- Rasez le haut de la tête et sur le côté gauche du cou de l'animal. Protégez les yeux de l'animal avec un creuseurhuile al ou pommade oculaire. Appliquer la solution d'iode de nettoyage avec de la gaze et l'alcool avec de la gaze dans les zones rasées. Répéter une fois.
- Injecter 0,05 ml marcaïne voie sous-cutanée sur le sommet de la tête et permettre au bolus de se disperser tout en plaçant l'animal dans l'appareil stéréotaxique.
- Utiliser un scalpel pour faire une incision dans la peau sur le crâne afin d'exposer à la fois lambda et bregma. Préparer un chemin pour le brassard à l'aide de forceps émoussé à tunnel sous-cutanée sur le site d'incision sur le côté gauche en avant de l'oreille vers le côté gauche du cou.
- Tirez sur le site de l'incision ouverte avec des pinces hémostatiques. En utilisant des cotons-tiges, appliquer le peroxyde d'hydrogène au crâne exposées afin d'enlever tout tissu restant.
- Avec un scalpel, percer deux trous de démarrage peu profondes dans le crâne pour placer des vis d'ancrage. Elles doivent être placées suffisamment éloignés pour laisser place à l'implant, mais pas trop près du tissu environnant. Évitez de placer les vis directement sur la ligne médiane.
- Avec vigueurps et un tournevis, en voiture une vis à os dans les deux trous. Les vis doivent être serrées dans les trous, avec les bouchons 2 - 3 mm au-dessus de la surface du crâne pour laisser place à l'acrylique à remplir sous et autour des vis.
- Remplir l'espace sous, autour et entre les vis avec une petite quantité d'acide acrylique, en évitant le tissu environnant. Ensuite, placer une plus grande quantité d'acide acrylique dans le milieu du crâne entre les deux vis.
- Prenez l'implant de sorte que le conducteur marqué est orienté rostrale au fil banalisée et placez rapidement l'implant dans l'acrylique, en prenant soin de ne pas obtenir acrylique dans les épingles d'or, la zone de fermoir, ou le site d'entrée sur le dessus. Une fois positionné permet de mettre en ~ 5 min jusqu'à ce que sec. Ceci peut également être fait à l'aide du bras de support pour le stéréotaxique. Remplissez les fissures ou les écarts entre l'implant et le crâne avec un mélange faible de la viscosité de l'acrylique. Laisser sécher.
- Utilisez des jumelles loupes pour les étapes restantes de la section 3.2.
- Retirer ee animale de l'instrument stéréotaxique. Placez l'animal sur son côté droit, tourner légèrement vers la position ventrale.
- Faire une petite incision d'environ sur la veine jugulaire gauche. L'os de la mâchoire et la clavicule devraient être à peu près à égale distance de l'endroit de l'incision. Elargir l'incision en utilisant dissection jusqu'à ce que la couche musculaire est atteint. Les sterno, sterno et omo-hyoïdien muscles doivent être visibles. Utilisez rétracteurs musculaires pour garder le site ouvert.
- Continuer dissection émoussée le long des sillons naturelles entre les muscles. Cherchez la pulsation de l'artère carotide. Rubrique à travers le muscle vers la pulsation va révéler l'artère carotide. Tirez sur les muscles du dos avec l'enrouleur de muscle. La gaine contenant l'artère carotide contient également le nerf vague. Émousser soigneusement disséquer la gaine avec les ciseaux.
- Identifier le nerf vague. Il est le plus grand nerf dans la gaine de la carotide et est généralement à côté gauche de l'artère de l'animalmais peut être trouvé sur un côté. Basculer vers les outils de verre personnalisés et séparer le nerf vague de l'artère carotide. Le nerf doit être exempt de tout autre tissu pendant au moins 5 mm.
- De l'incision sur la tête, en utilisant les fils sur le côté de la manchette en face des pistes, tirez la manchette à travers le tunnel sous-cutanée déjà fait avec une pince ou de petites pinces hémostatiques. Le pousser à travers le tissu au niveau du site d'incision dans le cou.
- Soulevez doucement le nerf à l'aide des outils de verre et de repousser les discussions sur le côté de la manchette en face des pistes sous le nerf. Tirez sur les fils tout au long, en prenant soin de ne pas frotter contre le nerf. Le brassard doit être immédiatement adjacente au nerf.
- Assurez-vous que le brassard est orienté avec le 'top' côté marqué supérieure. Déposez le nerf dans le milieu de la manchette. Le nerf devrait maintenant se trouver sur les deux fils dans l'auge de la manchette (figure 2B). Nouez les fils ensemble pour fermer le brassard.
- Sur la coiffe, branchez les broches attachés à la manchette dans les broches dorées sur le site d'entrée de stimulation. Brancher la broche portant la broche en or fixée à la dent la plus antérieure sur le site d'entrée de simulation.
- Pour vérifier que le brassard correctement stimule le nerf vague, effectuer un arrêt de la respiration test en reliant le stimulateur sur le site d'entrée de stimulation sur la coiffe et le fonctionnement stimulation (0,2 mA, 60 Hz, jusqu'à 10 sec). La respiration doit brièvement arrêter et fréquence cardiaque doit déposer, vérifiant le fonctionnement brassard.
- Fixez les broches sur le site d'entrée de stimulation avec de l'acrylique. Couvrir les fils et vérifiez que les broches et les fils exposés ne conduisent pas à des courts-circuits. Utilisez acrylique pour aplanir les bosses ou pour combler les lacunes. Laisser sécher.
- Suture fermé deux sites d'incision. Injecter 0,05 ml marcaïne voie sous-cutanée à proximité du site d'incision du cou. Appliquer une pommade antibiotique pour incision sites. Eventuellement, laisser un connecteur mâle en place sur le site d'entrée de stimulationéviter tout dommage ou obstruction pendant le processus de guérison.
- Traiter avec des antibiotiques et suivre les soins post-opératoires standard, y compris l'analgésie appropriée. Animaux Retour à l'établissement de logements animal après ils retrouver leur mobilité. 5 jours pour la récupération. Pour assurer la longévité maximale et la fonction de la coiffe, les animaux domestiques séparément pour le reste de l'expérience.
REMARQUE: Des rats Sham-VNS subissent la même opération, mais le circuit est conçu pour court au niveau de la coiffe (par exemple, une coiffe est implanté et le nerf vague est séparé de l'artère carotide, mais aucune électrode manchon est placé autour de la nerveuse).
4. auditif conditionnement de la peur
NOTE: Ce protocole de conditionnement de la peur est plus intense que la plupart des 21 parce que le but de ces expériences est d'améliorer l'extinction. Avec une légère conditionnement de la peur qui est facilement éteint, un effet de sol peut occulter cette amélioration.
- Suivez les présentations initiales de tonalité avec 8 ton footshock (1 sec, 0,5 mA) appariements sur chacun des 2 jours consécutifs. Répétez les appariements ton footshock nouveau sur la deuxième journée. Variez les inter-stimulus-intervalle (ISI) entre 2 et 4 minutes, en moyenne 3 min pour chaque procès. Aléatoire le point où le choc se produit pendant le ton.
- Branchez les rats dans le stimulateur en insérant les connecteurs mâles de la stimulatoR dans le site d'entrée de stimulation. La place des animaux dans la chambre (figure 2A, 2C). Réglez le stimulateur à 0,4 mA, 500 ps largeur d'impulsion à 30 Hz. Ensemble stimulation à une durée totale de 30,15 secondes, à partir de 150 ms avant le début de la tonalité. Jouer animaux 4 tons (comme dans l'étape 4.6) et apparier chaque présentation de ton avec VNS ou Sham VNS.
- Brancher l'animal en tant que normale et diviser le signal de sortie du stimulateur à l'oscilloscope.
- Définissez la plage sur l'oscilloscope -20 V à +20 V et exécuter stimulation. La forme d'onde de la stimulation de 30 Hz doit être visible sur l'oscilloscope. Stimulations de plus de 10 V en taille indiquent haute impédance et un brassard mauvais fonctionnement ou la connexion au site d'entrée de stimulation.
5. En Vivo enregistrements de Evoked terrain Potentiels
Remarque: Cette étape est facultative. Potentiels de champ évoqués (PEF) sont enregistrées 24 heures après que des tests de remise en état (Jour 5) chez les rats anesthésiés isoflurane montés dans un appareil stéréotaxique, à la suite des procédures standard 23,24.
- Rassemblez et stériliser tous les outils.
- Induire une anesthésie avec de l'isoflurane (5% dans 100% d'oxygène, débit 1l / min) dans une chambre de plastique transparent. Évaluer la profondeur du plan anesthésique en surveillant les vocalisations de l'animal et le retrait réflexes en réponse aux pieds et / ou la queue pincement. Utilisez de l'huile minérale ou de la pommade oculaire afin de protéger les yeux.
- Injecter 0,05 ml marcaïne voie sous-cutanée sur le sommet de la tête et laisser le bol de se disperser. Utiliser un scalpel et hémostatiques pour enlever la coiffe du crâne. Utilisez aussi peu de force que possible pour éviter d'obscurcir bregma.
- Placer l'animal dans l'instrument stéréotaxique. Utiliser un scalpel pour élargir l'incision pour exposer la fois lambda et bregma. Maintenir plan anesthésie avec de l'isoflurane (3% à 100% d'oxygène, le débit de 1 L / min) par l'intermédiaire d'un cône de nez.
- Percez des trous dans le crâne au-dessus du cortex préfrontal infralimbic (IL) et l'amygdale basolatérale (BLA). Abaisser un microélectrodes de verre (KCl 2M; 1-2 MOhms résistance) dans le BLA (D / V: 7.2, A / P: 2,7, M / L: 4,9 de bregma) et un stimulatélectrode ion dans la région de la IL cortex préfrontal médian (D / V: 4,6, A / P: 3,0, M / L: 0,7 de bregma) (figure 4A).
- Stimuler l'IL évoquer PEF dans le BLA. Les données indiquées sur la figure 4 a été acquis avec les paramètres suivants: une impulsion de stimulation de 0,3 msec, en utilisant une intensité de stimulation qui correspond à 40% de l'intensité de courant minimum qui évoque une réponse de champ maximale (sur la base d'une courbe d'entrée-sortie déterminé avant collecte de données de base), livré toutes les 15 secondes.
- Recueillir des données de base pour un minimum de 10 - 15 min avant de provoquer la plasticité synaptique.
REMARQUE: Le protocole utilisé pour évoquer la plasticité synaptique variera selon les exigences des expériences et doivent être soigneusement sélectionnés par chaque expérimentateur. Les données sur la figure 4C montre les changements du PEF suivant 3 rafales de 100 impulsions à 50 Hz (2 sec), avec 20 sec intervalles inter-burst à l'intensité de courant minimum qui évoquentD la réponse maximale du champ. - Mesurer l'amplitude de l'EFP comme la différence entre la moyenne d'une fenêtre msec 5 avant l'artefact de stimulation et de la moyenne d'une fenêtre de 5 ms environ 20 à 25 ms après l'artefact de stimulation, ce qui correspond au pic négatif du potentiel de champ. Normaliser les données de référence et de définir la moyenne de 10 min de base de 100%. Utilisez les amplitudes EFP moyennes d'une autre période de 10 minutes après la plasticité induction (par exemple, 40 - 50 min après l'induction) pour évaluer les changements à long terme dans EFP amplitude.
- Après la fin de l'enregistrement décapite l'animal anesthésié et extraire le cerveau. Préparer le tissu pour vérification histologique du placement des électrodes.
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Representative Results
Cet article donne des exemples de résultats qui peuvent être obtenus en utilisant VNS apprentissage en combinaison avec d'extinction à réduire l'expression de la réaction de peur conditionnée chez le rat. Pour les jours 1 et 2 (auditif conditionnement de la peur), les rats ont été formés sur une tâche peur de conditionnement auditif dans lequel footshocks ont été jumelés avec un ton. Le Jour 3 (Pré Traitement Test), les tons ont été présentés en l'absence de footshocks pour mesurer les niveaux de congélation et de déduire l'acquisition de réponse de peur conditionnée. Le Jour 4 (traitement) des rats ont reçu une formation et un traitement extinction spécifique de groupe: 4 présentations de tonalité ont été jumelés avec soit VNS ou fictive-stimulation ou, dans le groupe d'extinction étendu, des présentations 20 de tonalité avec sham-stimulation. Les niveaux de congélation ont été testés à nouveau le lendemain 5 en réponse à 4 présentations du CS seul (test post-traitement) (cf calendrier de la figure 3A). Les animaux ayant reçu un nombre limité (4) de l'exposition non renforcés à la coton nditioned pendant la phase d'extinction ne montrent qu'une petite réduction de la peur conditionnée à la date de réintégration suivante (figure 3B). En revanche, les rats VNS-traités démontrent une réduction significative de congélation après une seule session de formation d'extinction (figure 3B). Le montant de la réduction de la réponse de peur conditionnée des animaux VNS-traités est comparable à celle observée chez les animaux sham qui ont reçu 5 fois le montant des expositions non-armé (20 tons) lors de la formation d'extinction (groupe EE dans la figure 3B). Utilisation de la configuration expérimentale spécifique décrit ci-dessus, VNS peut aussi faciliter l'extinction au contexte. Comme le montre la figure 3C, animaux VNS également montré une réduction comportement congélation en dehors de la présentation de la tonalité conditionné, ce qui suggère que leur formation d'extinction aussi généralisé au contexte. Nous montrons aussi que la combinaison de VNS avec la formation d'extinction modifie la métaplasticité dans le chic de la voieen le cortex infralimbic (IL) et l'amygdale basolatérale (BLA) chez des animaux anesthésiés (Figure 4). Chez les animaux de la peur conditionnée qui ne subissent pas la formation d'extinction, la stimulation brève rafale (HFS) de la LTD IL induite du champ local évoqué dans la BLA (figure 4). Qu'ils ont reçu une formation d'extinction prolongée ou VNS au cours d'une seule séance d'extinction, cette dépression synaptique est inversée chez les animaux présentant extinction importante de la peur conditionnée; cependant, l'administration d'extinction pendant VNS promu induction de la LTP tandis que les animaux dans le groupe d'extinction prolongée ne présentaient aucun changement en réponse à HFS. Ce résultat a également été observée chez les animaux qui ont été stimulées par simulacre dans le groupe d'extinction quatre-ton. Surtout, VNS seulement modifié la plasticité dans la voie entre l'IL et de la BLA quand il a été livré dans un contexte d'extinction. En revanche, VNS livré à des animaux non formés dans leurs cages à domicile eu aucun effet sur synaptic plasticité dans la voie IL-BLA (figure 4B).
Figure 1. Construction de Vagus poignets nerveuses. (A) Mise en place de la pièce de 4 mm de tube sur l'outil de forage pour la stabilité, montrant l'utilisation d'une aiguille modifié pour percer des trous dans le tube. (B) Des trous ont été établies dans le tube, et le tube a été coupé par le milieu. (C) Placement du fil de suture à travers les trous de la coiffe. Notez que le fil passe au-dessus de la lèvre du manchon. (D) d'insertion des fils de l'iridium au platine à la manchette. Top spectacles achevés câblage, du bas montre le câblage dans le processus. (E, F) Le brassard complété avec les broches d'or fixés à l'extrémité des fils. Voir l'insérer dans (F) pour l'échelle. (G) montre la corresponding pièce de coiffe qui obtient attaché au crâne pendant la chirurgie décrite à l'étape 3. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Stimulation du nerf vague et expérimental. (A) Schéma du montage utilisé pour la stimulation du nerf vague (VNS). Les animaux sont reliés à une unité d'isolation de stimulation par l'intermédiaire d'une coiffe à partir de laquelle deux fils de platine-iridium conduisent voie sous-cutanée à la manchette-électrode sur mesure qui est enroulé autour du nerf vague. (B) Mise en place de la coiffe-électrode autour du nerf vague. Microphotographie de l'incision chirurgicale et le nerf vague exposée avant de l'électrode de brassard est suturée autour d'elle. (C) Photographie de la configuration utilisée pourauditif conditionnement de la peur, avec l'animal connecté au stimulateur. (Figure modifiée à partir de la référence 20). S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. VNS améliore extinction des auditif conditionnement de la peur. (A) chronologie expérimentale. Jours 1 et 2: auditif conditionnement de la peur, ton 8 (CS) / appariements de choc (US) par jour. Jour 3: test de pré conditionné Peur, congélation mesurée pendant 4 présentations de tonalité non appariés. Jour 4: Traitement, 3 groupes: 4 présentations de tonalité jumelé avec VNS, 4 présentations de tonalité jumelé avec sham-stimulation, 20 présentations de tonalité jumelé avec sham-stimulation (EE). Jour 5: Climatisation Peur test Post, congélation mesurée pendant 4 présentations de tonalité non appariés (B). (C) Pourcentage du temps consacré gel pendant les intervalles inter-tons (ITI) au jour 3 (D3, barres blanches ) et la Journée 5 (D5) pour les mêmes groupes présentés dans les animaux B. VNS a montré également réduit le comportement de congélation en dehors de la présentation de la tonalité conditionné. (* P <0,05, les barres d'erreur représentent l'erreur standard de la moyenne). (Figure modifiée à partir de la référence 20). S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. VNS modifie métaplasticité dans la voie de l'IL-BLA. (A) la stimulation Représentant et les sites d'enregistrement dans l'IL et BLA et des traces représentatives d'une courbe d'entrée-sortie des potentiels de champ enregistrées dans la BLA après stimulation de l'IL. (B ) plasticité synaptique dans la voie IL-BLA en réponse à une stimulation de salve courte en 4 groupes de rats. En haut à droite: Chez les rats conditionnés à la peur brève stimulation d'éclatement de l'IL induit LTD dans la BLA. Moyen gauche: les rats qui ont reçu une formation d'extinction 4 de tonalité avec une stimulation factice montrent également LTD. En bas à gauche: les rats qui ont reçu la formation d'extinction étendue avec une stimulation factice ne montrent aucun changement, ou une reprise de la LTD qui a été induite dans le seul groupe de peur conditionnée et le groupe de stimulation factice. Au milieu à droite: chez les rats traités avec VNS pendant un seul postesession de inction, force synaptique est encore potentialisée, conduisant à LTP. En bas à droite: VNS livré dans la cage d'accueil ne provoque pas de changement dans la plasticité. Abréviations: IL, cortex infralimbic; PL, cortex prélimbique; BLA, le noyau basolatéral de l'amygdale, LA, noyau latéral de l'amygdale; CE, le noyau central de l'amygdale. (* P <0,05, les barres d'erreur représentent l'erreur standard de la moyenne). (Figure modifiée à partir de la référence 20). S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5. schématique de l'innervation du tronc cérébral par le nerf vague et deuxième saillies plus élevées ou de commande simplifié. Grâce à sa modulation indirecte de la monoamine noyaux du tronc cérébral, y compris le locus coeruleus (LC) et la Nucle du raphéi (DRN), le nerf vague peut moduler des composantes importantes du circuit d'extinction, qui comprennent le cortex préfrontal (PFC), l'amygdale (Amyg), l'hippocampe (Hipp) et le noyau accumbens (NAc). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Nous présentons ici un protocole qui est utilisé pour faciliter l'extinction de la peur conditionnée au cours d'une seule séance d'exposition à des indices conditionné 19 et de moduler la plasticité dans la voie entre le cortex infralimbic et l'amygdale basolatérale qui peuvent servir de médiateur extinction apprentissage 20. Une étape cruciale pour le succès de ce protocole est la bonne livraison de VNS pendant la formation de l'extinction. Par conséquent, une attention particulière devrait être accordée à la construction des électrodes de manchette et le placement de le brassard autour du nerf vague. Dans le processus de l'électrode de brassard de construction, il est important de veiller à ce que la partie exposée des fils sont à la bonne place. De même, au cours de la chirurgie, des efforts particuliers doivent être faits pour placer le brassard dans la bonne position et à l'ancrer suffisamment en place pour que le circuit entre le brassard et le stimulateur reste intact au cours de l'expérience. Le bon fonctionnement du brassard doit be vérifiée après la chirurgie (comme indiqué dans l'étape 3.2.20) et de nouveau après les tests de comportement (comme indiqué dans l'étape 4.8).
Les mécanismes par lesquels VNS module l'activité dans le système nerveux central ne sont pas pleinement compris. Le nerf vague col de l'utérus est composé de fibres motrices et sensorielles efférentes afférentes dans approximativement un ratio de 4 à 1, respectivement 25. Vagal afférences signaux de relais vers le noyau du tractus solitaire (NTS), qui a ensuite projets parabrachial noyau, l'hypothalamus, le thalamus, l'amygdale, l'hippocampe et 26,27. Surtout, les noyaux de la monoamine dans le tronc cérébral, le locus coeruleus (LC) et les noyaux du raphé, reçoivent projections directes et / ou indirectes de la SNRC (Figure 5). Ainsi VNS peut moduler la plasticité corticale et de la mémoire par l'intermédiaire de l'action synergique de plusieurs neuromodulateurs. Effets proposés liés à la stimulation vagale comprennent altération de la norépinéphrine (NE) la libération par les projections des SNRC auLC, des niveaux élevés de GABA inhibiteur, et l'inhibition de l'activité corticale aberrant par l'activation du système réticulaire 28,29,30. Rôles importants pour l'acétylcholine, la sérotonine, et le facteur neurotrophique dérivé du cerveau ont également été montré 31-35. Pour la modulation des souvenirs de peur et de l'extinction en général, les effets de VNS sur la libération du transmetteur dans le cortex préfrontal (PFC), l'amygdale et l'hippocampe sont susceptibles d'être particulièrement pertinente 36,37. VNS aiguë augmente la noradrénaline et la libération de sérotonine dans les deux PFC médial 33,38 et l'amygdale 39,30. VNS aiguë augmente aussi les niveaux de noradrénaline 38 et améliore la transmission synaptique dans l'hippocampe 40-42. La noradrénaline a été montré précédemment d'être impliqué dans la modulation de l'expression de la peur. Lésions des projections de NE de la LC pour le cerveau antérieur altèrent l'extinction de l'évitement actif sans altérer acquisition ou la conservation de l'origInal apprentissage 43,44. Consolidation de la peur conditionnée dépend de l'activation des récepteurs adrénergiques β-BLA dans le 43, et plusieurs rapports suggèrent un rôle pour les deux récepteurs α- et β-adrénergiques dans le PFC médial dans la consolidation de la mémoire à la fois la drogue et la peur extinction formation 46-49. Ainsi, lorsque l'appariement formation d'extinction avec VNS, la libération VNS-induite de neuromodulateurs comme NE ou 5-HT semble faciliter la plasticité synaptique qui résulte de la seule formation, conduisant à une meilleure consolidation de l'extinction.
Un avantage majeur de VNS réside dans sa spécificité temporelle et spatiale. Contrairement à l'application de la drogue systémique ou même locale, qui ont souvent un début lent et décalé de l'action, VNS peut être couplé sélectivement avec des comportements spécifiques pour faciliter la plasticité synaptique dans les réseaux actifs qui régulent le comportement d'intérêt. Nous décrivons ici un protocole VNS qui utilise des paramètres également utilisée en clinique pour le traitent de l'épilepsie chez l'homme (0,4 mA, 500 ps largeur d'impulsion à 30 Hz, cycle de stimulation de 30 sec sur et 5 min off). expériences de microdialyse montrent que VNS utilisant ces paramètres conduit à une augmentation durable, environ 2 fois de libération de NE dans l'amygdale 39. Cette augmentation importante et relativement lente NE peut expliquer pourquoi VNS jumelé avec la formation d'extinction, contrairement à la formation prolongée d'extinction par lui-même, ont également facilité l'extinction de congélation comportement à l'extérieur de la présentation du stimulus conditionné (l'intervalle entre les essais). Parce que dans nos expériences animaux ont suivi une formation d'extinction dans le même contexte que la peur auditive conditionné, la réduction de la congélation comportement lors de l'ITI indique que VNS a facilité la généralisation de l'apprentissage d'extinction au contexte.
Cependant, malgré les effets potentiellement néfastes à long terme sur la libération de NE, effets de VNS sur le comportement ou la plasticité synaptique sont qu'apparentes quand ils sont jumelés wvec un comportement spécifique. Application de VNS à des rats dans leurs homecages peu de temps après la formation de peur d'extinction n'a pas facilité l'extinction 20, et de même, VNS appliquée en dehors d'un contexte comportemental spécifique ne modifie pas la plasticité synaptique dans la voie de l'IL-BLA (cf figure 3C). D'autre part, même brèves applications de VNS (par exemple, 0,8 mA comme un train de 15 impulsions, 100 microsecondes de largeur d'impulsion à 30 Hz pour 500 msec) provoquent des changements spécifiques et durables dans les réseaux sensoriels ou moteurs quand ils sont livrés contingent avec un comportement continu.
Un article fondamental par le groupe de Michael Kilgard 7 a montré que l'appariement temporellement précise de VNS avec la présentation d'un seul ton conduit à la plasticité dans la carte du cortex auditif de fréquence de tonalité. Ces effets ont déjà été utilisées cliniquement pour inverser la plasticité pathologique dans le cortex auditif pour traiter les acouphènes 50. De même, Appariement répété de VNS avec un comportement moteur a été montré pour réorganiser le cortex moteur 8 et cette plasticité ciblé est très efficace dans la récupération de la fonction dans différents modèles animaux d'AVC 9,10.
Cependant, retardé VNS livré 2 heures après les séances de formation ou de réadaptation plusieurs fois plus grandes quantités de VNS abouti à une amélioration comparativement moins que calculée précisément VNS 51. Ainsi, les études futures doivent optimiser à la fois le calendrier et le montant de VNS pour maximiser les avantages thérapeutiques. Nos résultats montrent que VNS, qui est cliniquement approuvé pour le traitement de l'épilepsie et le traitement résistant à la dépression multirésistante, pourrait être utilisé comme un traitement adjuvant à la thérapie d'exposition, car il module la plasticité spécifique-learning pour renforcer l'effet de l'exposition sur l'extinction des peur conditionnée répondre.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alcohol | |||
| Atropine | Fisher | A0132-5G | |
| Betadine | Henry Schein | 69066950 | |
| Hydrogen peroxide | CVS | 209478 | |
| Ketamine | Henry Schein | 1129300 | |
| Marcaine | Henry Schein | 6312615 | |
| Mineral Oil | CVS | 152355 | |
| Neosporin | CVS | 629451 | |
| Oxygen | Home Depot | 304179 | |
| Pennicillin | Fisher | PENNA-10MU | |
| Propane | Home Depot | 304182 | |
| Xylazine | Henry Schein | 4019308 | |
| Tools | |||
| Jewelery Torch | Smith Equipment | 23-1001D | |
| Sewing Needle | Walgreens | 441831 | |
| #5 Forceps (2) | Fine Science Tools | 11254-20 | |
| Soldering Iron | Home Depot | 203525863 | |
| AmScope SM-4TX-144A 3.5X-45X Circuit Board Boom Stereo Microscope + 144 LED | AmScope | SM-4TX-144A | |
| Helping Hands | A-M Systems | 726200 | |
| Scalpel Blade Holder | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Metal File | Home Depot | 6601 | |
| Ruler | Home Deopt | 202035324 | |
| Curved Hemostats | Fine Science Tools | 130009-12 | |
| Fine Scissors | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Spatula | Fine Science Tools | ||
| Small Screwdriver | Home Depot | 646507 | |
| Magnetic Fixator Retraction System | Fine Science Tools | 18200-04, 18200-01, 18200-05 | |
| Heating Pad | Walgreens | 30294 | |
| Clippers | Walgreens | 277966 | |
| Sharpie | Staples | 125328 | |
| Ring Forceps | Fine Science Tools | 11103-09 | |
| Custom Micropipette Glass Tools (J shape and Straight) - Borosilicate glass | Sutter Instrument | B150-110-10 | |
| Adson Forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Cuffs | |||
| Tubing | Braintree Scientific Inc | MRE-065 | |
| Platinum Iridium Wire | Medwire | 10IR9/49T | |
| Gold Pins | Mill-Max | 1001-0-15-15-30-27-04-0 | |
| Suture Thread | Henry Schein | 100-5797 | |
| 22 G needles | Fisher | 14-815-525 | |
| Paper Tape | Fisher | 03-411-602 | |
| Solder | Home Depot | 327793 | |
| Flux | Home Depot | 300142 | |
| Scalpel Blade, 10 or 15 | Stoelting | 52173-10 | |
| Silastic Laboratory Tubing .51 mm ID x .94 mm OD | Fisher | 508-002 | |
| Headcaps | |||
| Connector Pieces (male) | Omnetics Connector Corporation | A25001-004 | |
| Headcap pieces (female) | Omnetics Connector Corporation | A24001-004 | |
| Teets Dental Acrylic, Liquid and Powder | A-M Systems | 525000, 526000 | |
| 26 Gauge Solid Copper Wire | Staples | 1016882 | |
| Surgery | |||
| Bone Screws | Stoelting+CB33:C61 | 51457 | |
| Scalpel Blades, 10 or 15 | Stoelting | 52173-10 | |
| 1 ml syringes | Fisher | 14-826-261 | |
| 22 G Needles | Fisher | 14-815-525 | |
| 27 G Needles | Fisher | 14-826-48 | |
| 2" x 2" Gauze | Fisher | 22-362-178 | |
| Swabs | Fisher | 19-120-472 | |
| Puppy Pads | PetCo | 1310747 | |
| Kim Wipes | Fisher | 06-666-A | |
| Chamber and Behavioral Setting | |||
| Husky Metal Front Base Cabinet (30WX19DX34H) | Home Depot | 100607961 | |
| Quiet Barrier HD Soundproofing Material (Sheet) (PSA) | soundproofcow.com | 10203041 | |
| Convoluted Acoustic Foam Panel | soundproofcow.com | 10432400 | |
| Isolated Pulse Stimulator Model 2100 | A-M Systems | 720000 | |
| Digital Camera - Logitech Webcam C210 | Logitech | B003LVZO88 | |
| MatLab | Mathworks.com | ||
| Sinometer 10 MHz Single Channel Oscilloscope | Sinometer | CQ5010C | |
| OxyLED T-01 DIY Stick-on Anywhere 4-LED Touch Tap Light | OXYLED | B00GD8OKY0 | |
| 5k ohm potentiomter | Alpha Electronics | B00CTWDHIO | |
| Extech 407730 40-to-130-Decibel Digital Sound Level Meter | Extech Instruments | B000EWY67W | |
| DSCK-C Dual Output, scrambled shocker | Kinder Scientific Co |
References
- Quirk, G. J., Mueller, D. Neural mechanisms of extinction learning and retrieval. Neuropsychopharmacol. 33 (1), 56-72 (1038).
- Milad, M. R., Orr, S. P., Lasko, N. B., Chang, Y., Rauch, S. L., Pitman, R. K. Presence and acquired origin of reduced recall for fear extinction in PTSD: results of a twin study. J Psychiat Res. 42 (7), 515-520 (2008).
- Jovanovic, T., Norrholm, S. D., Blanding, N. Q., Davis, M., Duncan, E., Bradley, B., Ressler, K. J. Impaired fear inhibition is a biomarker of PTSD but not depression. Depress Anxiety. 27 (3), 244-251 (2010).
- Norrholm, S. D., et al. Fear extinction in traumatized civilians with posttraumatic stress disorder: relation to symptom severity. Biol Psychiat. 69 (6), 556-563 (2011).
- Phelps, E. A., LeDoux, J. E. Contributions of the amygdala to emotion processing: from animal models to human behavior. Neuron. 48 (2), 175-187 (2005).
- Pape, H. C., Paré, D. Plastic synaptic networks of the amygdala for the acquisition, expression, and extinction of conditioned fear. Physiol Rev. 90 (2), 419-463 (2010).
- Engineer, N. D., et al. Reversing pathological neural activity using targeted plasticity. Nature. 470 (7332), 101-104 (2011).
- Porter, B. A., et al. Repeatedly pairing vagus nerve stimulation with a movement reorganizes primary motor cortex. Cereb Cortex. 22 (10), 2365-2374 (2012).
- Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. 45, 3097-3100 (2014).
- Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehab Neural Re. 28 (7), 698-706 (2014).
- Clark, K. B., Krahl, S. E., Smith, D. C., Jensen, R. A. Post‐training unilateral vagal stimulation enhances retention performance in the rat. Neurobiol Learn Mem. 63 (3), 213-216 (1995).
- Clark, K. B., Smith, D. C., Hassert, D. L., Browning, R. A., Naritoku, D. K., Jensen, R. A. Posttraining electrical stimulation of vagal afferents with concomitant vagal efferent inactivation enhances memory storage processes in the rat. Neurobiol Learn Mem. 70 (3), 364-373 (1998).
- Clark, K. B., Naritoku, D. K., Smith, D. C., Browning, R. A., Jensen, R. A. Enhanced recognition memory following vagus nerve stimulation in human subjects. Nat. Neurosci. 2, 94-98 (1999).
- McGaugh, J. L. amygdala modulates the consolidation of memories of emotionally arousing experiences. Annu Rev Neurosci. 27, 1-28 (2004).
- McGaugh, J. L., Roozendaal, B. Role of adrenal stress hormones in forming lasting memories in the brain. Curr Opin Neurobiol. 12, 205-210 (2002).
- Miyashita, T., Williams, C. L. Epinephrine administration increases neural impulses propagated along the vagus nerve: Role of peripheral beta-adrenergic receptors. Neurobiol Learn Mem. 85 (2), 116-124 (2006).
- Williams, C. L., Men, D., Clayton, E. C., Gold, P. E. Norephinephrine release in the amygdala after systemic injection of epinephrine or escapable footshock: contribution of the nucleus of the solitary tract. Behavioral Neurosci. 112 (6), 1414-1422 (1998).
- Liang, K. C., Juler, R. G., McGaugh, J. L. Modulating effects of post-training epinephrine on memory: involvement of the amygdala noradrenergic system. Brain Res. 368 (1), 125-133 (1986).
- Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biol Psychiat. 73 (11), 1071-1077 (2013).
- Peña, D. F., Childs, J. E., Willett, S., Vital, A., McIntyre, C. K., Kroener, S. Vagus nerve stimulation enhances extinction of conditioned fear and modulates plasticity in the pathway from the ventromedial prefrontal cortex to the amygdala. Front Behav Neurosci. 8 (327), (2014).
- Maren, S. Overtraining does not mitigate contextual fear conditioning deficits produced by neurotoxic lesions of the basolateral amygdala. J Neurosci. 18 (8), 3088-3097 (1998).
- Blanchard, R. J., Blanchard, D. C. Crouching as an index of fear. J Comp Physiol Psych. 67 (3), 370-375 (1969).
- Maroun, M. Stress reverses plasticity in the pathway projecting from the ventromedial prefrontal cortex to the basolateral amygdala. Eur J Neurosci. 24 (10), 2917-2922 (2006).
- Moussawi, K., et al.
- Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiol. Rev. 53 (1), 159-227 (1973).
- Aalbers, M., Vles, J., Klinkenberg, S., Hoogland, G., Majoie, M., Rijkers, K. Animal models for vagus nerve stimulation in epilepsy. Exp Neurol. 230 (2), 167-175 (2011).
- Ricardo, J. A., Koh, E. T. Anatomical evidence of direct projections from the nucleus of the solitary tract to the hypothalamus, amygdala, and other forebrain structures in the rat. Brain Res. 153, 1-26 (1978).
- Takigawa, M., Mogenson, G. J. A study of inputs to antidromically identified neurons of the locus coeruleus. Brain Res. 135 (2), 217-230 (1977).
- Groves, D. A., Bowman, E. M., Brown, V. J. Recordings from the rat locus coeruleus during acute vagal nerve stimulation in the anaesthetised rat. Neurosci Lett. 379 (3), 174-179 (2005).
- Manta, S., Dong, J., Debonnel, G., Blier, P. Enhancement of the function of rat serotonin and norepinephrine neurons by sustained vagus nerve stimulation. J Psychiatr Neurosci. 34 (4), 272-280 (2009).
- Manta, S., El Mansari, M., Debonnel, G., Blier, P. Electrophysiological and neurochemical effects of long-term vagus nerve stimulation on the rat monoaminergic systems. Int J Neuropsychoph. 16 (2), 459-470 (2013).
- Dorr, A. E., Debonnel, G. Effect of vagus nerve stimulation on serotonergic and noradrenergic transmission. J Pharmacol Exp Ther. 318, 890-898 (2006).
- Follesa, P., et al. Vagus nerve stimulation increases norepinephrine concentration and the gene expression of BDNF and bFGF in the rat brain. Brain Res. 1179 (7), 28-34 (2007).
- Biggio, F., et al. Chronic vagus nerve stimulation induces neuronal plasticity in the rat hippocampus. Int J Neuropsychoph. 12 (9), 1209-1221 (1017).
- Nichols, J. A., Nichols, A. R., Smirnakis, S. M., Engineer, N. D., Kilgard, M. P., Atzori, M. Vagus nerve stimulation modulates cortical synchrony and excitability through the activation of muscarinic receptors. Neuroscience. 189, 207-214 (2011).
- Peters, J., Kalivas, P. W., Quirk, G. J. Extinction circuits for fear and addiction overlap in prefrontal cortex. Learn Memory. 16, 279-288 (2009).
- Ji, J., Maren, S. Hippocampal involvement in contextual modulation of fear extinction. Hippocampus. 17 (9), 749-758 (2007).
- Roosevelt, R. W., Smith, D. C., Clough, R. W., Jensen, R. A., Browning, R. A. Increased extracellular concentrations of norepinephrine in cortex and hippocampus following vagus nerve stimulation in the rat. Brain Res. 1119 (1), 124-132 (2006).
- Hassert, D. L., Miyashita, T., Williams, C. L. The effects of peripheral vagal nerve stimulation at a memory-modulating intensity on norepinephrine output in the basolateral amygdala. Behav Neurosci. 118 (1), 79-88 (2004).
- Ura, H., et al. Vagus nerve stimulation induced long-lasting enhancement of synaptic transmission and decreased granule cell discharge in the hippocampal dentate gyrus of urethane-anesthetized rats. Brain Res. 1492, 63-71 (2013).
- Zuo, Y., Smith, D. C., Jensen, R. A. Vagus nerve stimulation potentiates hippocampal LTP in freely-moving rats. Physiol Behav. 90 (4), 583-589 (2007).
- Shen, H., Fuchino, Y., Miyamoto, D., Nomura, H., Matsuki, N. Vagus nerve stimulation enhances perforant path-CA3 synaptic transmission via the activation of β-adrenergic receptors and the locus coeruleus. Int J Neuropsychophl. 15 (4), 523-530 (2012).
- Fibiger, H. C., Mason, S. T. The effects of dorsal bundle injections of 6-hydroxydopamine on avoidance responding in rats. Bitr J Pharmacol. 64 (4), 601-605 (1978).
- Mason, S. T. Fibiger H.C. 6-OHDA lesion of the dorsal noradrenergic bundle alters extinction of passive avoidance. Brain Res. 152, 209-214 (1978).
- McGaugh, J. L. Memory consolidation and the amygdala: a systems perspective. Trends Neurosci. 25 (9), 456-461 (2002).
- LaLumiere, R. T., Niehoff, K. E., Kalivas, P. W. The infralimbic cortex regulates the consolidation of extinction after cocaine self-administration. Learn Memory. 17, 168-175 (2010).
- Mueller, D., Cahill, S. P. Noradrenergic modulation of extinction learning and exposure therapy. Behav Brain Res. 208 (1), 1-11 (2010).
- Smith, R. J., Aston-Jones, G. α(2) Adrenergic and imidazoline receptor agonists prevent cue-induced cocaine seeking. Biol Psychiat. 70 (8), 712-719 (2011).
- Buffalari, D. M., Baldwin, C. K., See, R. E. Treatment of cocaine withdrawal anxiety with guanfacine: relationships to cocaine intake and reinstatement of cocaine seeking in rats. Psychopharmacol. (Berl). 223 (2), 179-190 (2012).
- De Ridder, D., Vanneste, S., Engineer, N. D., Kilgard, M. P. Safety and efficacy of vagus nerve stimulation paired with tones for the treatment of tinnitus: a case series). Neuromodulation. 17 (2), 170-179 (2014).
- Hays, S. A., et al. The timing and amount of vagus nerve stimulation during rehabilitative training affect poststroke recovery of forelimb strength. Neuroreport. 25, 676-682 (2014).
