Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Behavior
Click here for the English version

Behavior

הקוצב וגאלי ככלי כדי לגרום פלסטיות במסלולים רלוונטיים ללמידה הכחדה

Published: August 21, 2015 doi: 10.3791/53032
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1School of Behavioral and Brain Sciences, The University of Texas at Dallas

Summary

גירוי עצב התועה (VNS) התפתח ככלי כדי לגרום לפלסטיות הסינפטית ממוקדת במוח הקדמי לשנות מגוון של התנהגויות. פרוטוקול זה מתאר כיצד ליישם VNS כדי להקל על האיחוד של זיכרון הכחדת פחד.

Introduction

פחד התניה קלסית מספקת מודל חיה בשימוש נרחב כדי ללמוד את הבסיס הביולוגי של הפרעות חרדה. במהלך מיזוג פחד, גירוי מרתיע (הגירוי הבלתי מותנה, ארה"ב, למשל, footshock) מוצג בשיתוף עם גירוי ניטראלי, כגון טון ו / או הקשר (הגירוי המותנה; CS). במהלך מיזוג פחד, קשר בין CS וארה"ב יצר. בסופו של המצגת של CS לבד מעוררת תגובת פחד (התגובה המותנה; CR). בהכחדת פחד, CS מוצג שוב ושוב בהעדר ארה"ב, גורם לCR לצמצם 1 בהדרגה. כך, הכחדה של פחד מותנה היא תהליך פעיל שבו תגובות התנהגותיות לגירויים ניטראליים פחד הם נחלשו כאשר הם כבר לא לחזות תוצאות מרתיעה. הכחדה של תגובות מותנות דורשת איחוד של זכרונות חדשים שיתחרו עם עמותות למדו. סימן היכר של הפרעות חרדה הוא בחוסר סבלנותהכחדת ired 2-4. כך, הכחדה של פחד מותנה במודלים של בעלי חיים משמשת כפרדיגמה חשובה ללמידה מעכבת וכמודל של טיפול התנהגותי בהפרעות חרדה אנושית 5,6.

כי יש לסגור התכתבות בין הפחד וחרדה אנושית, הוא חשב כי מחקרים אלה יכולים לספק תובנה הטבע הביולוגי של הפרעות הקשורות לחרדה כגון הפרעת דחק פוסט-טראומטית ויעזרו לפתח אסטרטגיות לטיפולם. מטרה חשובה של מחקר פרה-קליני היא לסייע למידה הכחדה ולגרום לפלסטיות ממוקדת במעגלי הכחדה לאחד למידת הכחדה. גירוי עצב התועה (VNS) הוא גישה neuroprosthetic פולשנית שעשויים לשמש כדי לספק אפנון זמני ומעגל ספציפי הדוק של אזורים במוח וסינפסות עוסקת במשימה מתמשכת. סדרה של מחקרים שנעשה לאחרונה מהקבוצה של מייקל Kilgard באוניברסיטת טקסס בדאלאס יש ליהראה שהשיוך VNS עם גירויים חושיים או מוטוריים בדידים (למשל, צליל או למשוך מנוף) הוא יעיל מאוד בקידום פלסטיות בקליפת המוח לטיפול בטינטון 7, או להתגבר על גירעונות מנוע הבאים שבץ 8-10. בנוסף, שאינו מותנה VNS המתרחש בתוך זמן קצר לאחר שנודע חלון דומה מקדם פלסטיות בקליפת המוח ומשפר את גיבוש זיכרון בחולדות ובבני האדם 11-13.

בהתחשב בתפקיד של העצב התועה במסלול הפאראסימפתטית, אין זה מפתיע שזה יכול להשתתף בויסות זכרונות ופלסטיות הסינפטית. מאוד אירועים רגשיים נוטים לייצר זכרונות חזקים יותר מזכרונות הלא-רגשיים. זה כנראה עקב ההשפעה של הורמוני לחץ על גיבוש זיכרון. ממשל Posttraining של אדרנלין הורמון לחץ משפר גיבוש זיכרון בבעלי חיים אנושיים ולא אנושיים, אבל האדרנלין אינו חוצה את הדם-המוח-המחסום 14, 15 16 מצאו שממשל מערכתי של אדרנלין מוגבר ירי עצב מחנק, והרמות גבוהות של נוראפינפרין באמיגדלה 17. ממשל מערכתי של אדרנלין לא לשפר את גיבוש זיכרון כאשר קולטנים β-adrenergic חסומים באמיגדלה 18 מצביעה על כך שהעצב התועה משחק תפקיד במסלול שהופך את חוויות רגשית מעוררות לזכרונות לטווח ארוך.

לפיכך, זיווג VNS עם הכשרה יש את הפוטנציאל לשפר את השינויים במוח התומכים בגיבוש זיכרון וחשיפה לרמזים מותנים בהיעדר החיזוק משפר את האיחוד של למידת הכחדה בחולדות 19,20. כאן אנו מתארים את השימוש של VNSכלי sa לקדם פלסטיות בקליפת המוח ולהקל הכחדה של תגובת פחד מותנית.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

כל ההליכים המתוארים בפרוטוקול זה מתבצעים בהתאם למדריך NIH לטיפול והשימוש בחי מעבדה, והם אושרו על ידי ועדת הטיפול ושימוש בבעלי חיים המוסדיים של אוניברסיטת טקסס בדאלאס.

1. בנייה של חפתים VNS

  1. צור כלי קידוח על ידי ניסור את הקצה החד של מחט 22 G ½.
  2. הפעל את הסוף עכשיו הבוטה של ​​22 ½ מחט G על קובץ מתכת כמה פעמים כדי לשטח אותו. החזק את המחט בזווית של 45 מעלות לקובץ ולהפעיל אותו כמה פעמים את הקובץ תוך סיבובו. זה יגרום המתכת להיות רזה ולגולל פנימה. זהירות: הכנס את הקצה של האזמל לסוף החתך של המחט ולסובב עם כמה כוח כלפי מטה לפרוש המתכת.
  3. השתמש משקפת מגדלת לשלבים הנותרים בסעיף 1.
  4. באמצעות אזמל (10 או 15 להב) לחתוך 4 מגזרי מ"מ של צינורות.
  5. הנח קטע 4 מ"מ אחד מעלקצת קטן תרגיל או כלי בצורה דומה אחר. זה להחזיק את צינורות במקום בזמן שהוא מניפולציות.
  6. לקדוח 4 חורים לתוך צינורות (איור 1 א). חורים צריכים לעשות ארבע נקודות של 2 מ"מ על ידי 2 מ"מ מרובע וצריכים להיות נקי ללא קצוות מחוספס.
    הערה: כלי הקידוח צריכה להיות התחדדה מחדש (שלב 1.2) כל 2 או 3 חורים. קושי עם הצעד הזה הוא כמעט בודאות בשל כלי קידוח שאינו חד מספיק.
  7. עם צינורות עדיין במקדח, להשתמש אזמל כדי לחתוך את הצינור לאורכו בין החורים, כך ששני חורים בסופו של משני צדי החתך (איור 1).
  8. באמצעות מחט תפירה וחוט תפירה, עובר תפר דרך החורים ליצור מפרשים למיקום הסופי של השרוול סביב העצב התועה. התחל עם המחט בתוך השרוול ולהעביר אותו דרך אחד החורים, ואז לחזור דרך החור הסמוך מבחוץ (איור 1 ג). לקשור את threaד ביחד ~ 2 סנטימטר מהפלסטיק כך שהצינורות וחוטים להפוך משולש. לאפשר ~ 8 סנטימטר של חוט אחרי הקשר ולקצץ. חזור על התהליך עבור החורים בצד השני של החתך. צינורות מוכנים לקווי החברה.
  9. הכן חוטים לאזיקים.
    1. חותך חוט אירידיום פלטינה למגזרי 70 מ"מ.
    2. שימוש בטיפ הטוב ביותר עבור לפיד התכשיטים, ליצור להבה חדה עם מרכז הכחול שהיא מעודן ככל האפשר ולהשתמש בו כדי לשלול ~ 1 סנטימטר של ציפוי הפלסטיק מהתיל. החל המרכז הכחול של הלהבה לסוף הפשיט של החוט כדי ליצור כדור קטן. החל המרכז הכחול של הלהבה לכמה נקודות של החלק הפשיט הפתיל שבעה הגדילים יחד. החוט בכתמים אלו יופיע לשריטה.
    3. בקצה השני של החוט, להחיל את המרכז הכחול של הלהבה עד הסוף כדי ליצור כדור קטן. למזער הפשטת הפלסטיק בסופו של דבר זה.
  10. חוט השרוול (1D איור).
    הערה: Steנ.ב. בסעיף 1.10 חייבים להיעשות תחת משקפת מגדלת.
    1. הדבק את השרוול למטה באמצעות האשכולות כך שהוא בכיוון עם החתך אופקי לפעול. משוך את האשכולות הדוקים כל כך שהשרוול פתח ולאחר מכן קלטת את האשכולות.
    2. אחוז בסוף קפצה מהצד הופשט מהתיל מוכן עם 5 מלקחיים # ולדחוף דרך החור הימני התחתון. משוך את המלקחיים מתוך החור, עוזב את הקצה של החוט באמצע של השרוול.
    3. מחדש לתפוס את הקצה של החוט קפצה הפשיט (עכשיו באמצע של השרוול) ולדחוף אותו דרך החור הימני העליון. משוך את המלקחיים מתוך החור, עוזב את החוט עבר לחלוטין באמצעות השרוול ורופפים בצד העליון של השרוול.
    4. מחדש לתפוס את הקצה של החוט קפצה הפשיט (עכשיו מחוץ לשרוול בצד העליון) ולדחוף אותו בחזרה דרך החור הימני העליון מבפנים. תמשיך לעשות זאת עד החוט הוא מאובטח במקום: בדיקה על ידי מושך בקצה השני של החוט.
      הערה:במהלך תהליך זה הוא קריטי כדי להבדיל את החלקים החשוף / מבודדים של החוט. החוט שממוקם בסופו של דבר "השוקת" של השרוול חייב להיות חשוף, אבל כל מה שמתחת לחורים התחתון (מחוץ לשרוול בקצה התחתון) חייב להיות מבודד. זה מבטיח אספקה ​​שוטפת רק לעצב התועה.
    5. אחוז בסוף קפצה מהצד המבודד ולדחוף אותו דרך החור הימני התחתון מהחלק הפנימי של השרוול, לולאה סביבו פעם אחת.
    6. חזור על השלבים 1.10.2 - 1.10.5 בצד השמאל של השרוול, כדי ששני חוטים בסופו של קבוע לצינורות, אחד בצד ימין ואחד בצד השמאל.
    7. מניחים סיכת זהב לזרוע של עוזרת יד עם החור פונה כלפי מעלה. למלא את החור עם שטף.
    8. הלחמה הסוף מבודד של החוט (כיום מחובר לשרוול) לפינים.
    9. לאפשר ההלחמה להתקרר, ולאחר מכן להמס אותו שוב. זה מבטיח חיבור טוב בין הקצה של החוט ואניnside של הסיכה. החל יותר הלחמה במידת צורך. חזור לחוט שני.
    10. עם המוביל פועל לימין, לסמן את החלק העליון של השרוול עם סמן קבע. גם לסמן את סיכת הזהב מחוברת ליתרון השיא.

2. בניית Headcap לאתר קלט VNS

  1. לחתוך 30 קטעי מ"מ של 26 חוטי נחושת AWG. להפשיט חלק קטן בכל צד.
  2. חותך את הקצה הצר את סיכות זהב רופפות ולרתך הסוף הפשיט של החוט לסוף החתך של סיכת הזהב. ליצור שתי תרכובות חוט / סיכה לכל אתר קלט רצוי. הנח מחבר לידי עוזר ולרתך את קצה החוט של מתחם חוט / סיכה לכל אחד משתי שיני fluxed של המחבר (איור 2G).
  3. מארק אחד החוטים עם לנוכל. במהלך הניתוח, למקם את השתל עם החוט מקורי הבולט לחוט לא מסומן.

3. ניתוח VNS

  1. ליצור כלים זכוכית מותאמת אישית לטיפול בvaguעצב של במהלך ניתוח.
    1. השתמש זכוכית בורוסיליקט למשוך micropipette כך שיש לו טיפ ארוך מחודד. אם אין חולץ פיפטה זמין, לשבור את הזכוכית כדי ליצור יתרון כבר.
    2. החזק את הסוף הלא המחודד של פיפטה עם בד עבה (כדי למנוע כוויות) ולחץ על הסוף המחודד / נפרץ משטח חסין אש חלק תוך יישום להבת כחולה מלפיד התכשיטים לסוף המחודד. הזכוכית לכופף כפי שהוא נלחץ אל פני השטח. החל להבה עד וו או צורות צורת J.
  2. ניתוחי VNS
    1. לאסוף ולעקר את כל הכלים. הכן אזור סניטרי, מחומם כירורגית.
    2. להרדים חיה עם קטמין / xylazine (85 מ"ג / קילוגרם, 5mg / קילוגרם, IP). להעריך את העומק של מטוס ההרדמה על ידי ניטור הקולות של בעלי החיים ונסיגה-רפלקסים בתגובה לבוהן ו / או צביטת זנב.
    3. לגלח את הראש והצד השמאלי של הצוואר של בעל החיים. להגן על העיניים של בעלי החיים עם כורהשמן או משחה אל עין. החל פתרון יוד טיהור עם גזה ולאחר מכן אלכוהול עם גזה לאזורים המגולחים. חזור פעם אחת.
    4. להזריק 0.05 מיליליטר marcaine תת עורי בחלק העליון של ראש ולאפשר בולוס לפזר תוך שימת בעל החיים לתוך מכשיר stereotaxic.
    5. השתמש אזמל לעשות חתך בעור על הגולגולת לחשוף שתי מבדה וגבחת. הכן דרך לשרוול באמצעות מלקחיים בוטים לתת עורי מנהרה מאתר החתך באגף השמאלי מול האוזן לצד השמאלי של הצוואר.
    6. משוך את אתר החתך פתוח עם hemostats. שימוש בצמר גפן, להחיל מי חמצן לגולגולת החשופה כדי להסיר את כל רקמה שנותרה.
    7. באמצעות אזמל, לקדוח שני חורי המתנע רדודים בגולגולת למקום ברגי עוגן. הם צריכים להיות ממוקמים רחוקים מספיק זה מזה כדי לאפשר מקום לשתל, אבל לא קרוב מדי לרקמות שמסביב. הימנע הצבת ברגים ישירות על קו האמצע.
      1. עם כוחנ.ב. ומברג, לנהוג בבורג עצם לתוך שני החורים. הברגים צריכים להיות הדוקים בחורים, עם הכובעים 2 - 3 מ"מ מעל פני השטח של הגולגולת כדי לאפשר מקום לאקריליק למלא בתחת ומסביב לברגים.
    8. למלא את החלל מתחת, מסביב, ובין הברגים עם כמות קטנה של אקריליק, הימנעות הרקמה הסובבת. לאחר מכן למקם כמות גדולה יותר של אקריליק באמצע הגולגולת בין שני הברגים.
    9. תפוס את השתל כך החוט המסומן מכוון מקורי לחוט לא מסומן ומניח במהירות את השתל באקריליק, נזהר שלא לקבל אקריליק לפינים הזהב, אזור האבזם, או אתר הקלט על גבי. ממוקם ברגע שמאפשר להגדיר ~ 5 דקות עד יבש. זה יכול להיעשות גם באמצעות הזרוע של stereotaxic לתמיכה. למלא את כל סדקים או פערים בין השתל והגולגולת עם תערובת צמיגות נמוכה של אקריליק. לאפשר לו להתייבש.
    10. השתמש משקפת מגדלת לשלבים הנותרים בסעיף 3.2.
    11. הסר הבעלי חיים דואר ממכשיר stereotaxic. מניחים את החיה בצדו הימני, מסובב אותו מעט לכיוון עמדת הגחון.
    12. לעשות חתך קטן מעל כ וריד הצוואר השמאלי. עצם הלסת ועצם הבריח צריך להיות בערך במרחק שווה לאתר החתך. להרחיב את החתך באמצעות נתיחה בוטה עד שתגיע לשכבת השריר. שרירי sternomastoid, sternohyoid, וomohyoid צריכים להיות גלויים. השתמש מפשקי שרירים כדי לשמור על האתר פתוח.
    13. תמשיך לנתח בוטה לאורך התלמים הטבעיים בין השרירים. חפש הפועם של עורק התרדמה. כותרת דרך השריר כלפי הפועם תחשוף את העורק הראשי. משוך את שרירי גב עם מפשק השרירים. הנדן המכיל את העורק הראשי מכיל גם את העצב התועה. זהירות להקהות לנתח את הנדן עם המספריים.
    14. זהה את העצב התועה. זה העצב הגדול בנדן הצוואר והוא בדרך כלל לצד השמאל של החיה של העורקניתן למצוא אך בכל צד. לעבור לכלי זכוכית המותאם אישית ולהפריד את העצב התועה מהעורק הראשי. העצב צריך להיות נקי מכל רקמה אחרת לפחות 5 מ"מ.
    15. מהחתך בראש, שימוש באשכולות בצד של השרוול מול מוביל, למשוך את השרוול דרך המנהרה תת-עורי נעשתה בעבר עם מלקחיים או hemostats הקטן. לדחוף אותו דרך הרקמה לאתר החתך בצוואר.
    16. רם בעדינות את העצב של הדבר באמצעות הכלים הזכוכית ולדחוף את האשכולות בצד של השרוול מול המוביל בעצב. משוך את האשכולות לאורך כל הדרך, נזהר שלא להתחכך בעצב. השרוול צריך להיות מייד בסמוך לעצב.
    17. ודא השרוול מכוון עם הצד המסומן 'העליון' מעולה. זרוק את העצב למרכז של השרוול. העצב צריך עכשיו לשכב על שני החוטים בשוקת של השרוול (איור 2). לקשור את החוטים יחד כדי לסגור את השרוול.
    18. על headcap, לחבר את הסיכות צמודות לשרוול לפינים הזהב באתר קלט גירוי. חבר את הפין המסומן לסיכת הזהב הצמודה לשן הקדמית ביותר באתר קלט סימולציה.
    19. כדי לוודא שהשרוול מגרה את העצב התועה כראוי, לבצע הפסקת נשימת בדיקה על ידי, חיבור ממריץ לאתר קלט הגירוי בheadcap והפעלת גירוי (0.2 מילי-אמפר, 60 הרץ, עד 10 שניות). נשימה צריכה לעצור לרגע וקצב לב צריך לרדת, אימות פונקצית שרוול.
    20. אבטח את הסיכות באתר קלט הגירוי עם אקריליק. מכסה את חוטי החשמל ולוודא שסיכות וחוטים חשופים לא יובילו למעגלים קצרים. השתמש אקריליק להחליק על כל בליטות או למלא כל פערים. לאפשר לו להתייבש.
    21. תפר נסגר שני אתרי החתך. להזריק 0.05 מיליליטר marcaine מתחת לעור ליד אתר החתך בצוואר. החל משחה אנטיביוטית לחתך אתרים. לחלופין, לעזוב מחבר זכר במקום באתר קלט גירוי ללמנוע נזק או שיבוש בתהליך הריפוי.
    22. פנק עם אנטיביוטיקה ומעקב לאחר ניתוח טיפול סטנדרטי כולל שיכוך כאבים מתאימים. חזור בעלי חיים למתקן דיור בעלי חיים לאחר שהן חוזרים לניידות. הרשה 5 ימים להתאוששות. כדי להבטיח אריכות ימים מקסימליים ותפקוד של headcap, חיות בית ביחידות לשארית של הניסוי.
      הערה: חולדות שאם-VNS לעבור את אותו ניתוח, אולם המעגל נועד קצר ברמה של headcap (כלומר, headcap מושתל והעצב התועה מופרד מהעורק הראשי, אבל לא שרוול אלקטרודה ממוקם סביב עצב).

4. שמיעתי פחד אוויר

הערה: פרוטוקול אוויר הפחד הזה הוא אינטנסיבי יותר מרוב 21 משום שהמטרה של ניסויים אלה היא לשפר את ההכחדה. עם אוויר פחד קל שכיבה בקלות, השפעת רצפה יכולה לטשטש שיפור זה.

  • בעלי חיים בבית שעות אור 12 / מחזור כהה גישה כרצונך מודעת מזון ומים עם. ידית בעלי חיים מדי יום במהלך החלמה מניתוח.
  • להגדיר את מנגנון אוויר ובדיקות, הכולל תיבה אופרנטית שוכנו בתא-נחלש קול (איור 2 ג). יש תיבה אופרנטית קירות פלסטיק שקופים, 20 x 20 x 20 סנטימטר, ויש לו רצפת רשת פלדת אל-חלד אשר מחוברת לגנרטור הלם רגל. השתמש בית-אור לבן כדי להאיר את החדר להקלטת וידאו. השתמש kHz 9, 85 טון dB SPL כגירוי המותנה.
  • שיא התנהגות באמצעות מצלמה דיגיטלית הממוקמת בתוך החדר, מעל לתיבה אופרנטית. לראות ולעקוב אחר הפגישה במחשב נמצא מחוץ לחדר ההתנהגות. שמור את הסרטונים לניתוח מאוחר יותר.
  • נגב תאים עם 70% אתנול לפני ואחרי כל פגישה לחסל רמזי חוש הריח.
  • פחד-להתנות את החולדות 2 ימים (איור 3 א). ודא שהחולדות אינן בהמזל מפחד מהטון על ידי הצגת 5 גוונים (9 kHz, 85 db, 30 שניות) ביום הראשון. ודא שרמות ההקפאה הן זניחות.
    1. בצע את מצגות טון הראשוניות עם 8 טון-footshock (1 שניות, 0.5 מילי-אמפר) זיווגים על כל אחד 2 ימים רצופים. חזור על הזיווגים הטון-footshock שוב ביום השני. להשתנות-הגירוי-המרווח בין (ISI) בין 2 ל 4 דקות, ממוצע של 3 דקות לכל משפט. באקראי הנקודה שבה ההלם מתרחש במהלך הטון.
  • ביום השלישי, לבדוק את כוחו של איגוד טון / הלם. לשחק 4 גוונים עם ISI של 3, 4, או 5 דקות (ממוצעת דקות 4) בהעדר footshocks ולהקליט התנהגות ההקפאה של בעלי החיים במהלך מצגות הטון ובמהלך גירוי-היתר, כאמצעי המרווחים של תגובת הפחד המותנה (CFR).
  • ביום 4, להתחיל אימון הכחדה עם VNS או שאם VNS.
    1. חבר את החולדות לממריץ ידי החדרת המחברים הזכר מstimulator לאתר קלט גירוי. בעלי חיים מקום לתוך התא (איור 2 א, 2 ג). הגדר את ממריץ ל -0.4 מילי-אמפר, רוחב פולס 500 מייקרו-שני ליום 30 בהרץ. גירוי מוגדר משך זמן כולל של 30.15 שניות, מתחיל 150 אלפיות שני לפני תחילת הטון. שחק בעלי חיים 4 גוונים (כמו בשלב 4.6) ולהתאים את כל מצגת טון עם VNS או שאם VNS.
  • מעת לעת לבדוק את התקינות החשמלית של אתר שרוול וקלט באמצעות אוסצילוסקופ.
    1. חבר את בעלי החיים ברגילים וכלפצל את הפלט מהממריץ לאוסצילוסקופ.
    2. הגדר את הטווח על אוסצילוסקופ כ-20 V ל+20 V ולהפעיל גירוי. צורת הגל של גירוי 30 הרץ צריכה להיות גלויה על אוסצילוסקופ. גירויים עולה על 10 V בגודל מצביעים עכבה גבוהה ושרוול בצורה לא נכונה בתפקוד או בחיבור באתר קלט גירוי.
  • כדי לבדוק את ההשפעה של VNS באימון הכחדה להפעיל מבחן CFR שני (כמו בשלב 4.6)ביום 5. שיא המשך זמן הקפאה במהלך מצגות טון ולהשוות להקפאת בסיס שנרשמה במבחן הראשון CFR (שלב 4.6).
  • לנתח את קטעי הווידאו באמצעות משקיף עצמאי שהוא עיוור לתנאי הטיפול. למדוד את משך זמן ההקפאה במהלך מצגות טון באמצעות שעון עצר. ההקפאה מוגדרת כחוסר תנועה מוחלטת, שבמהלכו החולדה מציגה נשימה מהירה, ראשו מושפל, ולהפיץ כפות 22. ניתוח של התנהגות הקפאה ניתן לפצל לשני שלבים: במהלך מצגת טון ובמרווח בין הגירוי.

    • 5. בVivo הקלטות של פוטנציאלים שדה עורר

    הערה: שלב זה הוא אופציונאלי. פוטנציאלים עוררו שדה (EFPs) נרשמים 24 שעות לאחר בדיקות של כינון (יום 5) בחולדות מורדמת-isoflurane רכובים במנגנון stereotaxic, בעקבות הליכים סטנדרטיים 23,24.

    1. לאסוף ולעקר את כל הכלים.
    2. לגרום להרדמה עם isoflurane (5% ב 100% חמצן, 1 ליטר / דקת flowrate) בתא פלסטיק שקוף. להעריך את העומק של מטוס ההרדמה על ידי ניטור הקולות של בעלי החיים ונסיגה-רפלקסים בתגובה לבוהן ו / או צביטת זנב. השתמש בשמן מינרלים או משחת עיניים כדי להגן על עיניים.
    3. להזריק 0.05 מיליליטר marcaine תת עורי בחלק העליון של ראש ולאפשר בולוס להתפזר. השתמש אזמל וhemostats כדי להסיר את headcap מהגולגולת. להשתמש בכוח קטן ככל האפשר, כדי למנוע טשטוש גבחת.
    4. מניחים את החיה במכשיר stereotaxic. השתמש באזמל כדי להרחיב את החתך לחשוף שתי מבדה וגבחת. לשמור על מטוס הרדמה עם isoflurane (3% ב 100% חמצן, 1 ליטר / דקת flowrate) באמצעות nosecone.
    5. לקדוח חורים לתוך הגולגולת מעל קליפת המוח הקדם חזיתית infralimbic (IL) והאמיגדלה basolateral (BLA). מנמיכים microelectrodes זכוכית (2M KCl; 1-2 MOhms התנגדות) לBLA (D / V: 7.2, / P: 2.7, M / L: 4.9 מגבחת) וstimulatאלקטרודה יון לאזור IL של קליפת המוח הקדם חזיתית המדיאלי (D / V: 4.6, / P: 0.7 מגבחת: 3.0, M / L) (איור 4 א).
    6. לעורר את IL לעורר EFPs בBLA. הנתונים מוצגים באיור 4 נרכשו עם ההגדרות הבאות: דופק גירוי של 0.3 משך msec, באמצעות עוצמת גירוי שתואם 40% מעוצמת הזרם המינימלית שעוררה תגובת שדה מרבי (המבוסס על עקומת קלט פלט נקבעה לפני אוסף של נתונים בסיסיים), מועבר כל 15 שניות.
    7. לאסוף נתונים בסיסיים למינימום של 10 - 15 דקות לפני התרמה פלסטיות הסינפטית.
      הערה: הפרוטוקול המשמש כדי לעורר פלסטיות הסינפטית ישתנו עם הדרישות של הניסויים, ויש שנבחר בקפידה על ידי כל ניסוי. הנתונים באיור 4C מראה שינויים בEFP הבא 3 התפרצויות של 100 פולסים בתדר 50 הרץ (2 שניות), עם מרווחים-פרץ בין 20 שניות בעצמה הנוכחית המינימום שמעוררותהיית תגובת השדה המרבית.
    8. מדוד את משרעת של EFP כהפרש בין הממוצע של 5 אלפיות שני לפני חלון חפץ הגירוי והממוצע של חלון 5 אלפיות שני סביב 20 - 25 אלפיות שניים לאחר חפץ הגירוי, מקביל לשיא השלילי של פוטנציאל השדה. לנרמל את הנתונים לבסיס ולהגדיר את הממוצע של תחילת המחקר 10 דקות כמו 100%. השתמש באמפליטודות EFP ממוצע של עוד 10 דקות לאחר תקופת אינדוקציה פלסטיות (למשל, 40 - דקות לאחר אינדוקציה 50) כדי להעריך את השינויים לטווח ארוך במשרעת EFP.
    9. לאחר סיום ההקלטה לערוף את החיה הרדים ולחלץ את המוח. הכן רקמות לאימות היסטולוגית של מיקום האלקטרודה.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    סעיף זה ממחיש דוגמאות של תוצאות שניתן להשיג על ידי שימוש VNS בשילוב עם למידת הכחדה כדי להפחית את הביטוי של תגובת הפחד המותנה בחולדות. במשך ימים 1 ו -2 (שמיעתי פחד אוויר), חולדות אומנו על משימת פחד אוויר שמיעתית שבfootshocks היה זיווג עם טון. ביום 3 (טיפול מבחן טרום), גוונים הוצגו בהעדר footshocks כדי למדוד את רמות קיפאון ולהסיק רכישת תגובת פחד מותנה. ביום 4 חולדות (טיפול) קיבלו הכשרת הכחדת קבוצה ספציפית וטיפול: 4 מצגות טון היו זיווג עם או VNS או העמדת פנים-גירוי או, בקבוצת ההכחדה המורחבת, מצגות 20 טון עם העמדת פנים-גירוי. רמות הקפאה נבדקו שוב ביום 5 בתגובה ל4 מצגות של CS לבד (בדיקת טיפול פוסט) (ציר זמן CF באיור 3 א). בעלי חיים שקיבלו מספר מצומצם (4) חשיפות שאינן מחוזקים לשיתוףטון nditioned בשלב ההכחדה להראות ירידה קטנה בלבד בפחד מותנה ביום הכינון הבא (איור 3). לעומת זאת, חולדות שטופלו VNS להפגין ירידה משמעותית בהקפאה לאחר אימון הכחדה אחת (איור 3). הסכום של ירידה בתגובת הפחד המותנה של בעלי חיים שטופלו VNS הוא דומה לזו שנצפתה בבעלי חיים שטופל בדמה שקיבלו 5 פעמים את כמות חשיפות שאינן מחוזק (20 גוונים) במהלך אימון הכחדה (הקבוצה EE באיור 3). שימוש בהגדרת הניסוי הספציפית שתוארה לעיל, VNS יכול גם להקל על הכחדה להקשר. כפי שניתן לראות באיור 3 ג, בעלי חיים VNS גם הראו מופחתים התנהגות הקפאה מחוץ למצגת של הטון המותנה, המצביעים על כך הכשרת הכחדתם גם להכליל את ההקשר. כמו כן, אנו מראים כי זיווג VNS עם אימון הכחדה משנה את metaplasticity בbetwe המסלולen קליפת infralimbic (IL) והאמיגדלה basolateral (BLA) בבעלי חיים בהרדמה (איור 4). בבעלי חיים ממוזג פחד שלא עברו הכשרת הכחדה, גירוי פרץ קצר (HFS) של בע"מ IL המושרה של השדה המקומי עורר בBLA (איור 4). בין אם הם קבלו הכשרת הכחדה מורחבת או VNS במהלך הכחדה בודדת, דיכאון הסינפטי זה היה הפוך בבעלי חיים מציגים הכחדה משמעותית של הפחד המותנה; עם זאת, ממשל של VNS במהלך ההכחדה קידם אינדוקציה של LTP בעוד בעלי חיים בקבוצת ההכחדה המורחבת לא הראו שום שינוי בתגובה לHFS. תוצאה זו נצפתה גם בבעלי חיים שמגורה דמה בקבוצת ההכחדה ארבעת הטון. חשוב לציין, VNS שינה רק את הפלסטיות במסלול בין IL וBLA כאשר נמסר בהקשר הכחדה. לעומת זאת, VNS נמסר לבעלי חיים לא מאומנים בכלובים בביתם לא הייתה השפעה על synaptiפלסטיות ג במסלול IL-BLA (איור 4).

    איור 1
    איור 1. בנייה של חפתים עצב התועה. (א) מיקום של פיסת 4 מ"מ של צינורות במקדח ליציבות, המציג את השימוש במחט שונה כדי לקדוח חורים בצינור. חורים (ב) נעשו ב צינורות, והצינורות נחתכו באמצע. (ג) המיקום של חוט התפר דרך החורים של השרוול. שים לב שהחוט הולך על השפה של השרוול. קלטי (D) של חוטי אירידיום הפלטינה לשרוול. מופעים העליונים הושלמו חיווט, תחתון מראה חיווט בתהליך. (E, F) השרוול השלים עם סיכות הזהב מחוברים לקצה של החוטים. ראה להכניס ב( F) לקנה מידה. (G) מציג את גחתיכת headcap orresponding שמקבל מחוברת לגולגולת במהלך הניתוח שתואר בשלב 3. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

    איור 2
    איור 2. גירוי עצב התועה וניסיוני הגדרה. () סכמטי של ההגדרה המשמשת לגירוי עצב התועה (VNS). בעלי חיים מחוברים ליחידת בידוד גירוי באמצעות headcap ממנו 2 חוטי פלטינה-iridum להוביל תת עורי לשרוול-אלקטרודה מחוייט שעוטפת את העצב התועה. (ב) מיקום של השרוול-אלקטרודה סביב העצב התועה. צילום Photomicrograph של החתך הניתוחי ועצב התועה נחשף לפני האלקטרודה השרוול נתפר סביבו. (ג) להגדרה המשמשת לאוויר שמיעתי פחד, עם בעלי החיים מחוברים לממריץ. (איור שונה מההתייחסות 20). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

    איור 3
    איור 3. VNS משפר הכחדה של פחד אוויר שמיעתי. (א) ציר זמן ניסויי. ימים 1 ו -2: שמיעתי פחד אוויר, 8 טון (CS) / זיווגים הלם (ארה"ב) ליום. יום 3: אוויר פחד מבחן טרום, הקפאה נמדד במהלך 4 מצגות טון מזווגים. יום 4: טיפול, 3 קבוצות: 4 מצגות טון יחד עם VNS, 4 מצגות טון יחד עם העמדת פנים-גירוי, מצגות 20 טון יחד עם העמדת פנים-גירוי (EE). יום 5: אוויר פחד מבחן הודעה, הקפאה נמדדה במהלך 4 מצגות טון מזווגים (B). ז> אחוז הזמן המוקדש הקפאה במהלך המצגת של הגירוי המותנה (CS) ביום 3 (D3, ברים לבנים) ויום 5 (D5) לקבוצות טיפול השונות (גירוי 4 גוונים + דמה, 4 גוונים + VNS, וEE ). לאחר יום אחד של אימוני הכחדה יחד עם VNS חולדות (פס שחור) בילו באופן משמעותי פחות זמן הקפאה מאשר בקרות אחיזת עיניים. ההקפאה במהלך מבחן ההודעה בקבוצת EE (בר אפור) הייתה דומה להקפאה ב+ קבוצת VNS 4 גוונים. (ג) אחוז מהזמן בילה בהקפאת המרווחים בין-הטון (ITI) על 3 (D3, ברים לבנים יום ) ויום 5 (D5) לאותה הקבוצה שמוצגת בבעלי החיים ב VNS גם הראה מופחת התנהגות הקפאה מחוץ למצגת של הטון המותנה. (* P <0.05, ברים שגיאה מייצגים סטיית התקן של הממוצע). (איור שונה מההתייחסות 20). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

    ss = "jove_content" FO: לשמור-together.within עמודים = "תמיד"> איור 4
    איור 4. VNS משנה metaplasticity במסלול IL-BLA. (א) גירוי נציג ואתרי הקלטה בIL וBLA ועקבות נציג של עקומת קלט-פלט של פוטנציאלי שדה נרשמו בגירוי הבא BLA של IL. (B ) פלסטיות הסינפטית במסלול IL-BLA בתגובה לגירוי פרץ קצר ב 4 קבוצות של חולדות. ימני עליון: בחולדות מיזוג פחד גירוי פרץ קצר של IL גורם בע"מ בBLA. שמאל התיכון: חולדות שקיבלו הכשרת הכחדה 4 טון עם גירוי דמה גם להראות בע"מ. שמאלי תחתונה: חולדות שקיבלו הכשרת הכחדה מורחבת עם גירוי דמה לא מראות שינוי, או התאוששות של בע"מ שהושרה בקבוצה רק הפחד ממוזג וקבוצת הגירוי המזויף. נכון התיכון: בחולדות שטופלו בVNS בשלוחה אחתפגישת inction, כוח הסינפטי הוא potentiated נוסף, שהוביל לLTP. ימני תחתון: VNS נמסר בכלוב בבית לא גורם לשינוי בגמישות. קיצורים: IL, infralimbic קליפה; PL, prelimbic קליפה; BLA, גרעין basolateral של האמיגדלה, לוס אנג'לס, גרעין לרוחב של האמיגדלה; CE, גרעין האמיגדלה מרכזי. (* P <0.05, ברים שגיאה מייצגים סטיית התקן של הממוצע). (איור שונה מההתייחסות 20). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

    איור 5
    איור 5. פשוט סכמטי של עצבוב גזע המוח על ידי העצב התועה ותחזיות צו השניה ומעלה. באמצעות האפנון העקיף של גרעיני אוקסידאז בגזע המוח, כולל coeruleus הלוקוס (LC) וnucle rapheאני (DRN), העצב התועה יכול לווסת מרכיבים חשובים של מעגלי ההכחדה, הכוללים את קליפת המוח הקדם חזיתית (PFC), האמיגדלה (Amyg), ההיפוקמפוס (אוקטובר יהוה) והגרעין הנסמך (NAC). אנא לחצו כאן לצפייה גרסה גדולה יותר של דמות זו.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Discussion

    אנו מציגים כאן פרוטוקול המשמש כדי להקל על הכחדה של פחד מותנה בפגישה אחת של חשיפה לרמזים מותנים 19 ולווסת פלסטיות במסלול בין קליפת infralimbic והאמיגדלה basolateral שעשוי לתווך הכחדת למידת 20. צעד חיוני להצלחה של פרוטוקול זה הוא המשלוח התקין של VNS במהלך אימון הכחדה. לכן, טיפול מיוחד צריך להינתן לבנייה של אלקטרודות השרוול והמיקום של השרוול סביב העצב התועה. בתהליך הבנייה של האלקטרודה השרוול חשוב להבטיח שהחלק החשוף של החוטים נמצא במקום הנכון. כמו כן, במהלך הניתוח, מאמצים מיוחדים צריכים להיעשות כדי למקם את השרוול במיקום הנכון ולעגן אותו במידה מספקת במקום כך שהמעגל בין השרוול והממריץ נותר בשלמותה במהלך הניסוי. התפקוד התקין של השרוול צריך bהדואר בדק לאחר הניתוח (כפי שמתואר בשלב 3.2.20) ושוב לאחר בדיקות התנהגותיות (כפי שמתואר בשלב 4.8).

    המנגנונים שבאמצעותם VNS מודולציה פעילות במערכת העצבים המרכזית אינם מובנים במלואם. העצב התועה צוואר הרחם מורכב מסיבים מוטוריים חושיים וefferent מביא בכ יחס 4 ל -1, בהתאמה 25. מחנק afferents אותות ממסר לsolitarius tractus הגרעין (NTS), אשר לאחר מכן פרויקטים לparabrachial גרעין, ההיפותלמוס, התלמוס, האמיגדלה, ו26,27 היפוקמפוס. חשוב לציין, גרעיני אוקסידאז בגזע המוח, coeruleus הלוקוס (LC) וגרעיני raphe, לקבל תחזיות ישירות ו / או עקיפות מNTS (איור 5). כך VNS עשוי לווסת פלסטיות וזיכרון בקליפת המוח דרך הפעולה סינרגטי של neuromodulators מרובה. השפעות המוצעות הקשורות לגירוי מחנק כוללות שינוי של נוראפינפרין שחרור (NE) בתחזיות מNTS לLC, רמות גבוהות של GABA המעכב, ועיכוב של פעילות קליפת המוח סוטה על ידי מערכת הפעלת רשתי 28,29,30. תפקידים חשובים לאצטילכולין, סרוטונין, וגורם נוירוטרופי המופק ממוח גם הוכחו 31-35. לאפנון של זכרונות פחד והכחדה באופן כללי, את ההשפעות של VNS על שחרור משדר בקליפת מוח הקדם חזיתית (PFC), האמיגדלה, וההיפוקמפוס עשויים להיות רלוונטיים במיוחד 36,37. אקוטי VNS מגביר שחרור נוראפינפרין וסרוטונין בשני PFC המדיאלי 33,38 ו39,30 האמיגדלה. אקוטי VNS גם מעלה את הרמות של נוראפינפרין 38 ומשפר הולכה הסינפטית ב40-42 היפוקמפוס. נוראפינפרין יש בעבר הוכח להיות מעורב באפנון ביטוי פחד. נגעים של תחזיות NE מLC למוח הקדמי לפגוע בהכחדה של הימנעות פעילה מבלי לשנות רכישה או שמירה של OrigINAL למידת 43,44. איחוד של פחד מותנה תלוי בהפעלת β-adrenoceptor בתוך BLA 43, וכמה דיווחים מצביעים על תפקיד לשני קולטנים α- וβ-adrenergic בPFC המדיאלי בגיבוש זיכרון של שני אימוני הסמים ופחד-הכחדה 46-49. לכן, כאשר זיווג אימון הכחדה עם VNS, השחרור המושרה VNS של neuromodulators כמו NE או 5-HT מופיע כדי להקל על הפלסטיות הסינפטית שנובעת מאימון לבד, שהובילו לאיחוד המשופר של הכחדה.

    יתרון עיקרי של VNS טמון הסגוליות של הזמן ומרחב שלה. בניגוד ליישום תרופה מערכתי או אפילו מקומי, שלעתים קרובות יש התפרצות איטית וקיזוז של פעולה, VNS ניתן לזווג סלקטיבי עם התנהגויות מסוימות כדי להקל על פלסטיות הסינפטית באותם רשתות פעילים המסדירות את ההתנהגות של עניין. אנו מתארים כאן פרוטוקול VNS המשתמש בפרמטרים גם בשימוש קליני לtreatmeNT של אפילפסיה בבני אדם (רוחב 0.4 מילי-אמפר, 500 מייקרו-שני דופק ליום 30 בהרץ, מחזור גירוי של 30 שניות על ודקות 5 כבויים). ניסויי microdialysis מראים כי VNS באמצעות פרמטרים אלה מובילים לעלייה לטווח ארוכה, בערך פי 2 משחרור NE באמיגדלה 39. עלייה גדולה ואיטית יחסית זה בNE עשויה להסביר מדוע VNS יחד עם אימוני הכחדה, בניגוד לאימוני הכחדה מורחבים על ידי עצמו, גם הקל ההכחדה של הקפאת התנהגות מחוץ להצגת הגירוי המותנה (מרווח intertrial). משום שבניסויים שלנו בעלי חיים עברו הכשרת הכחדה באותו קשר כמו פחד אוויר השמיעתי, הירידה של הקפאת התנהגות במהלך ITI עולה כי VNS הקל הכללה של למידת הכחדה להקשר.

    עם זאת, למרות ההשפעות שעלולים להיות לטווח ארוך על שחרור NE, השפעות של VNS על התנהגות או פלסטיות הסינפטית הן רק למראית עין כאשר הם לזווג wה- i התנהגות ספציפית. יישום של VNS לחולדות בhomecages זמן קצר לאחר אימון הכחדת הפחד לא להקל הכחדה 20, ובאופן דומה, VNS מיושם מחוץ להקשר ספציפי התנהגות לא שינה את הפלסטיות הסינפטית במסלול IL-BLA (CF איור 3 ג). מצד השני, גם יישומים קצרים של VNS (למשל, 0.8 mA כרכבת של 15 פעימות, 100 μsec רוחב פולס ליום 30 בהרץ עבור 500 אלפית שני) גורמים לשינויים ספציפיים וארוך טווח ברשתות חושיות או מוטוריים כאשר הם מועברים מותנים עם התנהגות מתמשכת.

    מאמרו מקורי על ידי הקבוצה של מייקל Kilgard 7 הראה כי הזיווג באופן זמני המדויק של VNS עם המצגת של טון אחד מוביל לפלסטיות במפת קליפת המוח השמיעתית של תדר צליל. ההשפעות הללו כבר בשימוש קליני להפוך פלסטיות פתולוגיים בקליפת המוח השמיעתית לטיפול בטינטון 50. באופן דומה, זיווג חוזר ונשנה של VNS עם התנהגות מוטורית הוכח מחדש הקורטקס מוטורי 8 ופלסטיות ממוקדת זו היא יעילה מאוד בהתאוששות של תפקוד במודלים של בעלי חיים שונים של שבץ 9,10.

    עם זאת, עיכוב VNS נמסר 2 שעות לאחר אימונים שיקומיים או כמה לקפל כמויות גדולות יותר של VNS הביא יחסית פחות מאשר שיפור VNS דווקא בעיתוי 51. כך, מחקרים עתידיים צריכים לייעל הן את העיתוי והסכום של VNS למקסם את היתרונות טיפוליים. התוצאות שלנו מראות כי VNS, אשר אושר קלינית לטיפול באפילפסיה multidrug עמיד ועמיד לטיפול בדיכאון, יכול לשמש כטיפול נלווה לטיפול בחשיפה כי זה מודולציה פלסטיות למידה ספציפית כדי לשפר את ההשפעה של חשיפה על הכחדה של פחד מותנה להגיב.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Alcohol
    Atropine Fisher A0132-5G
    Betadine Henry Schein 69066950
    Hydrogen peroxide  CVS 209478
    Ketamine Henry Schein  1129300
    Marcaine Henry Schein 6312615
    Mineral Oil CVS 152355
    Neosporin CVS 629451
    Oxygen Home Depot 304179
    Pennicillin Fisher PENNA-10MU
    Propane Home Depot 304182
    Xylazine Henry Schein 4019308
    Tools
    Jewelery Torch Smith Equipment 23-1001D
    Sewing Needle Walgreens 441831
    #5 Forceps (2) Fine Science Tools 11254-20
    Soldering Iron Home Depot  203525863
    AmScope SM-4TX-144A 3.5X-45X Circuit Board Boom Stereo Microscope + 144 LED AmScope SM-4TX-144A
    Helping Hands A-M Systems  726200
    Scalpel Blade Holder Fine Science Tools 10003-12
    Metal File Home Depot 6601
    Ruler Home Deopt 202035324
    Curved Hemostats  Fine Science Tools 130009-12
    Fine Scissors Fine Science Tools 14058-09
    Spatula Fine Science Tools
    Small Screwdriver Home Depot 646507
    Magnetic Fixator Retraction System Fine Science Tools 18200-04, 18200-01, 18200-05
    Heating Pad Walgreens 30294
    Clippers Walgreens 277966
    Sharpie Staples 125328
    Ring Forceps Fine Science Tools 11103-09
    Custom Micropipette Glass Tools (J shape and Straight) - Borosilicate glass Sutter Instrument B150-110-10
    Adson Forceps Fine Science Tools 11006-12
    Cuffs
    Tubing Braintree Scientific Inc MRE-065
    Platinum Iridium Wire Medwire 10IR9/49T
    Gold Pins Mill-Max 1001-0-15-15-30-27-04-0
    Suture Thread Henry Schein 100-5797
    22 G needles Fisher  14-815-525
    Paper Tape Fisher  03-411-602
    Solder Home Depot 327793
    Flux  Home Depot 300142
    Scalpel Blade, 10 or 15 Stoelting 52173-10
    Silastic Laboratory Tubing .51 mm ID x .94 mm OD Fisher  508-002
    Headcaps
    Connector Pieces (male) Omnetics Connector Corporation A25001-004
    Headcap pieces (female) Omnetics Connector Corporation A24001-004
    Teets Dental Acrylic, Liquid and Powder A-M Systems 525000, 526000
    26 Gauge Solid Copper Wire Staples 1016882  
    Surgery
    Bone Screws Stoelting+CB33:C61 51457
    Scalpel Blades, 10 or 15 Stoelting 52173-10
    1 ml syringes Fisher 14-826-261
    22 G Needles Fisher  14-815-525
    27 G Needles Fisher 14-826-48
    2" x 2" Gauze Fisher 22-362-178
    Swabs Fisher 19-120-472
    Puppy Pads PetCo 1310747
    Kim Wipes Fisher 06-666-A
    Chamber and Behavioral Setting 
    Husky Metal Front Base Cabinet (30WX19DX34H) Home Depot 100607961
    Quiet Barrier­ HD Soundproofing Material (Sheet) (PSA) soundproofcow.com 10203041
    Convoluted Acoustic Foam Panel soundproofcow.com 10432400
    Isolated Pulse Stimulator Model 2100 A-M Systems 720000
    Digital Camera - Logitech Webcam C210 Logitech B003LVZO88
    MatLab Mathworks.com
    Sinometer 10 MHz Single Channel Oscilloscope Sinometer CQ5010C
    OxyLED T-01 DIY Stick-on Anywhere 4-LED Touch Tap Light OXYLED B00GD8OKY0
    5k ohm potentiomter Alpha Electronics B00CTWDHIO
    Extech 407730 40-to-130-Decibel Digital Sound Level Meter Extech Instruments B000EWY67W
    DSCK-C Dual Output, scrambled shocker Kinder Scientific Co

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Quirk, G. J., Mueller, D. Neural mechanisms of extinction learning and retrieval. Neuropsychopharmacol. 33 (1), 56-72 (1038).
    2. Milad, M. R., Orr, S. P., Lasko, N. B., Chang, Y., Rauch, S. L., Pitman, R. K. Presence and acquired origin of reduced recall for fear extinction in PTSD: results of a twin study. J Psychiat Res. 42 (7), 515-520 (2008).
    3. Jovanovic, T., Norrholm, S. D., Blanding, N. Q., Davis, M., Duncan, E., Bradley, B., Ressler, K. J. Impaired fear inhibition is a biomarker of PTSD but not depression. Depress Anxiety. 27 (3), 244-251 (2010).
    4. Norrholm, S. D., et al. Fear extinction in traumatized civilians with posttraumatic stress disorder: relation to symptom severity. Biol Psychiat. 69 (6), 556-563 (2011).
    5. Phelps, E. A., LeDoux, J. E. Contributions of the amygdala to emotion processing: from animal models to human behavior. Neuron. 48 (2), 175-187 (2005).
    6. Pape, H. C., Paré, D. Plastic synaptic networks of the amygdala for the acquisition, expression, and extinction of conditioned fear. Physiol Rev. 90 (2), 419-463 (2010).
    7. Engineer, N. D., et al. Reversing pathological neural activity using targeted plasticity. Nature. 470 (7332), 101-104 (2011).
    8. Porter, B. A., et al. Repeatedly pairing vagus nerve stimulation with a movement reorganizes primary motor cortex. Cereb Cortex. 22 (10), 2365-2374 (2012).
    9. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. 45, 3097-3100 (2014).
    10. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehab Neural Re. 28 (7), 698-706 (2014).
    11. Clark, K. B., Krahl, S. E., Smith, D. C., Jensen, R. A. Post‐training unilateral vagal stimulation enhances retention performance in the rat. Neurobiol Learn Mem. 63 (3), 213-216 (1995).
    12. Clark, K. B., Smith, D. C., Hassert, D. L., Browning, R. A., Naritoku, D. K., Jensen, R. A. Posttraining electrical stimulation of vagal afferents with concomitant vagal efferent inactivation enhances memory storage processes in the rat. Neurobiol Learn Mem. 70 (3), 364-373 (1998).
    13. Clark, K. B., Naritoku, D. K., Smith, D. C., Browning, R. A., Jensen, R. A. Enhanced recognition memory following vagus nerve stimulation in human subjects. Nat. Neurosci. 2, 94-98 (1999).
    14. McGaugh, J. L. amygdala modulates the consolidation of memories of emotionally arousing experiences. Annu Rev Neurosci. 27, 1-28 (2004).
    15. McGaugh, J. L., Roozendaal, B. Role of adrenal stress hormones in forming lasting memories in the brain. Curr Opin Neurobiol. 12, 205-210 (2002).
    16. Miyashita, T., Williams, C. L. Epinephrine administration increases neural impulses propagated along the vagus nerve: Role of peripheral beta-adrenergic receptors. Neurobiol Learn Mem. 85 (2), 116-124 (2006).
    17. Williams, C. L., Men, D., Clayton, E. C., Gold, P. E. Norephinephrine release in the amygdala after systemic injection of epinephrine or escapable footshock: contribution of the nucleus of the solitary tract. Behavioral Neurosci. 112 (6), 1414-1422 (1998).
    18. Liang, K. C., Juler, R. G., McGaugh, J. L. Modulating effects of post-training epinephrine on memory: involvement of the amygdala noradrenergic system. Brain Res. 368 (1), 125-133 (1986).
    19. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biol Psychiat. 73 (11), 1071-1077 (2013).
    20. Peña, D. F., Childs, J. E., Willett, S., Vital, A., McIntyre, C. K., Kroener, S. Vagus nerve stimulation enhances extinction of conditioned fear and modulates plasticity in the pathway from the ventromedial prefrontal cortex to the amygdala. Front Behav Neurosci. 8 (327), (2014).
    21. Maren, S. Overtraining does not mitigate contextual fear conditioning deficits produced by neurotoxic lesions of the basolateral amygdala. J Neurosci. 18 (8), 3088-3097 (1998).
    22. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C. Crouching as an index of fear. J Comp Physiol Psych. 67 (3), 370-375 (1969).
    23. Maroun, M. Stress reverses plasticity in the pathway projecting from the ventromedial prefrontal cortex to the basolateral amygdala. Eur J Neurosci. 24 (10), 2917-2922 (2006).
    24. Moussawi, K., et al. N-Acetylcysteine reverses cocaine-induced metaplasticity. Nat Neurosci. 12, 182-189 (2009).
    25. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiol. Rev. 53 (1), 159-227 (1973).
    26. Aalbers, M., Vles, J., Klinkenberg, S., Hoogland, G., Majoie, M., Rijkers, K. Animal models for vagus nerve stimulation in epilepsy. Exp Neurol. 230 (2), 167-175 (2011).
    27. Ricardo, J. A., Koh, E. T. Anatomical evidence of direct projections from the nucleus of the solitary tract to the hypothalamus, amygdala, and other forebrain structures in the rat. Brain Res. 153, 1-26 (1978).
    28. Takigawa, M., Mogenson, G. J. A study of inputs to antidromically identified neurons of the locus coeruleus. Brain Res. 135 (2), 217-230 (1977).
    29. Groves, D. A., Bowman, E. M., Brown, V. J. Recordings from the rat locus coeruleus during acute vagal nerve stimulation in the anaesthetised rat. Neurosci Lett. 379 (3), 174-179 (2005).
    30. Manta, S., Dong, J., Debonnel, G., Blier, P. Enhancement of the function of rat serotonin and norepinephrine neurons by sustained vagus nerve stimulation. J Psychiatr Neurosci. 34 (4), 272-280 (2009).
    31. Manta, S., El Mansari, M., Debonnel, G., Blier, P. Electrophysiological and neurochemical effects of long-term vagus nerve stimulation on the rat monoaminergic systems. Int J Neuropsychoph. 16 (2), 459-470 (2013).
    32. Dorr, A. E., Debonnel, G. Effect of vagus nerve stimulation on serotonergic and noradrenergic transmission. J Pharmacol Exp Ther. 318, 890-898 (2006).
    33. Follesa, P., et al. Vagus nerve stimulation increases norepinephrine concentration and the gene expression of BDNF and bFGF in the rat brain. Brain Res. 1179 (7), 28-34 (2007).
    34. Biggio, F., et al. Chronic vagus nerve stimulation induces neuronal plasticity in the rat hippocampus. Int J Neuropsychoph. 12 (9), 1209-1221 (1017).
    35. Nichols, J. A., Nichols, A. R., Smirnakis, S. M., Engineer, N. D., Kilgard, M. P., Atzori, M. Vagus nerve stimulation modulates cortical synchrony and excitability through the activation of muscarinic receptors. Neuroscience. 189, 207-214 (2011).
    36. Peters, J., Kalivas, P. W., Quirk, G. J. Extinction circuits for fear and addiction overlap in prefrontal cortex. Learn Memory. 16, 279-288 (2009).
    37. Ji, J., Maren, S. Hippocampal involvement in contextual modulation of fear extinction. Hippocampus. 17 (9), 749-758 (2007).
    38. Roosevelt, R. W., Smith, D. C., Clough, R. W., Jensen, R. A., Browning, R. A. Increased extracellular concentrations of norepinephrine in cortex and hippocampus following vagus nerve stimulation in the rat. Brain Res. 1119 (1), 124-132 (2006).
    39. Hassert, D. L., Miyashita, T., Williams, C. L. The effects of peripheral vagal nerve stimulation at a memory-modulating intensity on norepinephrine output in the basolateral amygdala. Behav Neurosci. 118 (1), 79-88 (2004).
    40. Ura, H., et al. Vagus nerve stimulation induced long-lasting enhancement of synaptic transmission and decreased granule cell discharge in the hippocampal dentate gyrus of urethane-anesthetized rats. Brain Res. 1492, 63-71 (2013).
    41. Zuo, Y., Smith, D. C., Jensen, R. A. Vagus nerve stimulation potentiates hippocampal LTP in freely-moving rats. Physiol Behav. 90 (4), 583-589 (2007).
    42. Shen, H., Fuchino, Y., Miyamoto, D., Nomura, H., Matsuki, N. Vagus nerve stimulation enhances perforant path-CA3 synaptic transmission via the activation of β-adrenergic receptors and the locus coeruleus. Int J Neuropsychophl. 15 (4), 523-530 (2012).
    43. Fibiger, H. C., Mason, S. T. The effects of dorsal bundle injections of 6-hydroxydopamine on avoidance responding in rats. Bitr J Pharmacol. 64 (4), 601-605 (1978).
    44. Mason, S. T. Fibiger H.C. 6-OHDA lesion of the dorsal noradrenergic bundle alters extinction of passive avoidance. Brain Res. 152, 209-214 (1978).
    45. McGaugh, J. L. Memory consolidation and the amygdala: a systems perspective. Trends Neurosci. 25 (9), 456-461 (2002).
    46. LaLumiere, R. T., Niehoff, K. E., Kalivas, P. W. The infralimbic cortex regulates the consolidation of extinction after cocaine self-administration. Learn Memory. 17, 168-175 (2010).
    47. Mueller, D., Cahill, S. P. Noradrenergic modulation of extinction learning and exposure therapy. Behav Brain Res. 208 (1), 1-11 (2010).
    48. Smith, R. J., Aston-Jones, G. α(2) Adrenergic and imidazoline receptor agonists prevent cue-induced cocaine seeking. Biol Psychiat. 70 (8), 712-719 (2011).
    49. Buffalari, D. M., Baldwin, C. K., See, R. E. Treatment of cocaine withdrawal anxiety with guanfacine: relationships to cocaine intake and reinstatement of cocaine seeking in rats. Psychopharmacol. (Berl). 223 (2), 179-190 (2012).
    50. De Ridder, D., Vanneste, S., Engineer, N. D., Kilgard, M. P. Safety and efficacy of vagus nerve stimulation paired with tones for the treatment of tinnitus: a case series). Neuromodulation. 17 (2), 170-179 (2014).
    51. Hays, S. A., et al. The timing and amount of vagus nerve stimulation during rehabilitative training affect poststroke recovery of forelimb strength. Neuroreport. 25, 676-682 (2014).

    Tags

    התנהגות גיליון 102 מדעי המוח התנהגות גירוי עצב התועה אוויר פחד חרדה למידת הכחדה פלסטיות הסינפטית האמיגדלה קליפת המוח הקדם חזיתית
    הקוצב וגאלי ככלי כדי לגרום פלסטיות במסלולים רלוונטיים ללמידה הכחדה
    Play Video
    PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

    Cite this Article

    Childs, J. E., Alvarez-Dieppa, A.… More

    Childs, J. E., Alvarez-Dieppa, A. C., McIntyre, C. K., Kroener, S. Vagus Nerve Stimulation as a Tool to Induce Plasticity in Pathways Relevant for Extinction Learning. J. Vis. Exp. (102), e53032, doi:10.3791/53032 (2015).

    Less
    Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
    View Video

    Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

    Waiting X
    Simple Hit Counter