Abstract
Immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) est un outil indispensable dans les domaines de l'épigénétique et la régulation des gènes qui isole les interactions spécifiques protéine-ADN. ChIP couplé à un séquençage à haut débit (ChIP-seq) est couramment utilisé pour déterminer la localisation génomique des protéines qui interagissent avec la chromatine. Cependant, ChIP-seq est entravée par résolution relativement faible de la cartographie de plusieurs centaines de paires de bases et le signal de fond élevé. La méthode ChIP-exo est une version raffinée de ChIP-seq qui améliore sensiblement à la fois la résolution et le bruit. La distinction clé de la méthodologie ChIP-exo est l'incorporation de lambda exonucléase digestion dans le flux de travail de préparation de la bibliothèque Footprint efficacement la gauche et droite 5 frontières 'ADN du site de réticulation de protéine-ADN. Les bibliothèques de copeau exo sont ensuite soumis à un séquençage à haut débit. Les données obtenues peuvent être mis à profit pour fournir des aperçus uniques et ultra-haute résolution dans l'organisation fonctionnelle of génome. Ici, nous décrivons la méthode ChIP-exo que nous avons optimisé et rationalisé pour les systèmes de mammifères et de prochaine génération plate-forme de séquençage par synthèse.
Introduction
Immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) est une méthode puissante pour étudier les mécanismes de régulation des gènes en enrichissant sélectivement des fragments d'ADN qui interagissent avec une protéine donnée dans les cellules vivantes. Méthodes de fragments d'ADN ChIP enrichi de détection ont évolué comme la technologie améliore, de la détection d'un seul locus (standard ChIP-qPCR) pour hybridation sur microréseaux d'oligonucléotides (ChIP-chip) à séquençage à haut débit (ChIP-seq) 1. Bien que ChIP-seq a vu une large application, l'hétérogénéité de la chromatine et les interactions d'ADN non spécifiques ont entravé la qualité des données conduisant à des faux positifs et la cartographie imprécise. Pour contourner ces limitations, le Dr Frank Pugh a développé la méthode ChIP-exo 2. Le trait saillant de ChIP-exo est qu'il intègre un 5 'à 3' exonucléase, Footprinting efficacement des emplacements de liaison du facteur de transcription. Par conséquent, la méthode ChIP-exo obtient une résolution plus élevée, une plus grande plage dynamique de detection, et le bruit de fond inférieur.
Bien que ChIP-exo est techniquement plus difficile à maîtriser que ChIP-seq, il est largement adopté comme études visent à mieux comprendre à haute résolution ultra uniques en utilisant des systèmes biologiques divers 3-8. En effet, ChIP-exo a été appliquée avec succès à des bactéries, des levures, la souris, le rat et les systèmes cellulaires humains. Comme preuve de principe, ChIP-exo a été initialement utilisé pour identifier le motif de liaison précis pour une poignée de facteurs de transcription de levure 2. La technique a également été utilisée dans la levure pour étudier l'organisation du complexe de pré-initiation de transcription, et à déchiffrer la structure subnucleosomal de diverses histones 9,10. Plus récemment, nous avons tiré parti ChIP-exo pour résoudre TFIIB adjacente et Pol II événements à des promoteurs humains de liaison, et montré que la transcription divergente répandue découle de complexes d' initiation distincts 11.
Le flux de travail présenté ici est optimisé et streamlined pour les mammifères ChIP-exo (Figure 1). Tout d' abord, les cellules vivantes de cultures primaires ou de tissus sont traités avec du formaldéhyde pour préserver dans les interactions protéine-ADN in vivo grâce à une réticulation covalente. Les cellules sont lysées et la chromatine cisaillées à environ 100 - 500 paires de bases de fragments de taille. ChIP puis enrichit sélectivement des fragments d'ADN réticulés à la protéine d'intérêt. A ce stade, les bibliothèques de copeau suivants sont préparés typiquement, ce qui limite inhérente à la résolution de détection de la taille moyenne des fragments de quelques centaines de paires de bases. Cependant, ChIP-exo surmonte cette limitation en coupant le droit 5 frontières 'ADN du site de réticulation de protéine-ADN avec lambda exonucléase et gauche. bibliothèques de séquençage sont ensuite construits à partir de exonucléase ADN digéré comme détaillé ci-dessous. Les frontières imbriquées 5 'résultantes représentent une empreinte in vivo de l'interaction protéine-ADN (figure 1, étape 14), et sont détectées par séquençage à haut débit. Although la méthodologie ChIP-exo est plus impliqué que ChIP-seq, les transitions entre la plupart des étapes nécessite le lavage des billes simple, qui minimise la perte d'échantillonnage et de la variabilité expérimentale. Il est important, puisque ChIP-exo est une version raffinée de ChIP-seq, tout échantillon qui a du succès avec ChIP-seq devrait également avoir du succès avec ChIP-exo.
L'empreinte des interactions protéine-ADN avec des résultats ChIP-exo dans une structure de données fondamentalement distinctes de ChIP-seq in vivo. Bien que les appelants ChIP-seq communs peuvent être appliquées à des données ChIP-exo, pour obtenir des appels de pointe les plus précis, nous recommandons des outils bioinformatiques spécifiquement conçus avec la structure unique de données ChIP-exo à l'esprit. Ceux - ci comprennent Genetrack, GEM, MACE, Peakzilla et ExoProfiler 12-15.
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Protocol
Note: Double H 2 O distillée ou équivalent moléculaire de qualité est recommandé pour tous les tampons et les réactions mélanges.
Jour 0: Préparation du matériel et Cell récolte
1. Préparation du tampon
- Préparer Lysis Tampons 1 - 3 (tableaux 1 - 3) et ajouter 100 pi complète inhibiteur de protéase stock (IPC) à 50 ml de chaque tampon juste avant l'utilisation. Préparer IPC en dissolvant un comprimé dans 1 ml de grade moléculaire H 2 O.
- Préparer ChIP Tampons (tableaux 4 - 7). Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de blocage et des tampons RIPA. Ne pas ajouter de l'IPC à Tris et ChIP Elution tampons.
2. Recuit de l'adaptateur Oligonucleotides
Remarque: des séquences d'oligonucléotides spécifiques peuvent être trouvées dans la section Informations supplémentaires.
- Préparer les mélanges Adapter Recuit (tableaux 8 - 9). Vortex pour mélanger et brièvementtourner les tubes pour recueillir le contenu. Aliquoter 100 pi de chaque mélange dans 0,5 ml tubes.
- Hybrider les oligonucléotides en exécutant le programme (tableau 10) dans le thermocycleur.
Magasin recuite oligonucléotides à -80 ° C.
3. chromatine in vivo Reticulation avec du formaldéhyde
NOTE: Pour une expérience de ChIP typique, la matière de départ doit contenir environ 50 millions de cellules.
- Ajouter frais formaldehyde solution mère sans méthanol 37% à tampon phosphate salin (PBS) lavé culture cellulaire à une concentration finale de 1% (v / v), bien mélanger et laisser reposer à température ambiante pendant 10 min.
REMARQUE: par exemple, on ajoute habituellement 1,4 ml de 37% de formaldéhyde sans méthanol à des cellules dans 50 ml de PBS température ambiante. Aussi, évitez de formaldéhyde de réticulation dans les médias car les protéines dans les médias étancher une partie du formaldéhyde. - Quench réaction de réticulation en ajoutant 2,5 M glycinee pour une concentration finale de 125 mM. Bien mélanger.
- Transfert des cellules à 50 ml tube sur la glace. Spin cellules pendant 5 min à 1000 xg à 4 ° C. Décanter le surnageant.
- Ajouter 1 ml glacée 1x PBS à culot cellulaire et remettre en suspension par pipetage. Transfert à 1,5 ml tube.
- Spin cellules pendant 3 min à 2000 xg à 4 ° C. surnageant Aspirer.
- Congeler immédiatement à clignoter les culots cellulaires dans des tubes de 1,5 ml avec de l'azote liquide. Conserver à -80 ° C. cellules réticulés sont stables indéfiniment à -80 ° C.
Jour 1: Lyse cellulaire, sonication et ChIP
4. Lyse cellulaire
REMARQUE: Pendant toutes les sections de lyse cellulaire, les échantillons doivent être conservés sur la glace ou à 4 ° C pour minimiser l'inversion réticuler.
- Brièvement dégeler culot cellulaire réticulé. Bien resuspendre chaque culot dans 0,5 ml de tampon de lyse 1 et combiner avec 4,5 ml Lysis Buffer 1 dans un tube de 15 ml de polystyrène.
- tubes Rock pendant 10 min à 4 ° Cpour une plate-forme à bascule. Spin pendant 4 min à 2000 xg à 4 ° C. Décanter le surnageant.
- Bien resuspendre chaque culot dans 0,5 ml Lysis Buffer 2 et ajouter 4,5 ml Lysis Buffer 2 fois remis en suspension.
- Roche pendant 5 min à 4 ° C sur une plate-forme à bascule. Spin pendant 5 min à 2000 xg à 4 ° C. Décanter le surnageant et tapotez doucement l'excès sur une serviette en papier.
- Bien resuspendre chaque culot dans 0,5 ml Lysis Buffer 3 et ajouter 1 ml Lysis Buffer 3 fois remis en suspension. Gardez lysats nucléaires sur la glace et procéder immédiatement à sonication.
5. La sonication des lysats nucléaires
REMARQUE: Pendant toutes les sections de sonication, les échantillons doivent être conservés dans la glace afin de minimiser l'inversion réticuler. Le modèle spécifique de sonicateur utilisé en association avec le protocole ci-dessous peut être trouvé dans la Table des Matières. Détails sur l'utilisation et les lignes directrices pour d'autres instruments sonicator spécifiques peuvent être trouvés dans la section Informations supplémentaires.
- PLace adaptateurs de résonance dans 15 ml tubes de polystyrène contenant des extraits nucléaires (la barre métallique ne doit pas toucher la paroi du tube).
- lysats nucléaires de sonication dans un bain d'eau froide de la glace pendant 2 x 15 sessions min avec 30 sec ON / OFF 30 sec à puissance moyenne. soniquer seulement deux tubes de 15 ml à la fois. Ces paramètres fonctionnent sur un large éventail de lignées cellulaires et types de cellules primaires, mais une optimisation supplémentaire peut être nécessaire si le cisaillement de la chromatine est incomplète.
- Pour vérifier les résultats de la sonication, le transfert 2 x 10 échantillons ul de lysat en tubes de 1,5 ml.
- À inverser reticulations, mélanger la première aliquote de 10 pi avec 10 pi de TE-RNAse A et 0,2 pl de proteinase K. On incube à 37 ° C pendant 30 min. Ajouter 4 pl 6x colorant d'ADN de xylène.
- Pour préserver réticulations, combiner la seconde partie aliquote de 10 pi avec 2 pl 6x colorant d'ADN de xylène.
- Exécuter à la fois des échantillons sur un gel d'agarose à 1,5% à 140 V pendant environ 30 - 45 min jusqu'à ce que le colorant de bromophénol dans l'échelle is ¾ de la descente du gel.
- Si la sonication était (la plupart des fragments d'ADN cisaillé à 100-500 pb), transféré à une sonication lysats tubes de 2 ml contenant 150 ul de 10% de Triton X-100. Vortex pour mélanger.
- Pour sédimenter chromatine insoluble et les débris, le spin soniquée lysat nucléaire pendant 10 min à 20 000 xg à 4 ° C.
- Transférer le surnageant dans un nouveau tube de 2 ml. Procéder immédiatement à des échantillons de ChIP ou stocker à -80 ° C indéfiniment. des extraits soniqués ne doivent pas être congelées et décongelées deux fois.
6. Le couplage des anticorps à des billes
REMARQUE: Ne jamais vortex ou de gel / dégel des billes magnétiques car ils briseront et augmenter le signal de fond.
- Après avoir mélangé à fond boursier, aliquote Y ul perles suspension dans 1,5 ml tube où Y = 1,1 x 2,5 pi x (nombre d'échantillons de ChIP). Reliure capacité de 2,5 pi bourrelet suspension est jusqu'à 13 pg d'IgG. Lavez perles mises en commun 3x avec 1 ml de blocageTampon.
- Pour aliquotage plus cohérente des billes après lavages, perles de resuspendre dans 10x volume de boue d'origine (25 pl / ChIP) avec tampon de blocage. Aliquote de 25 ul par échantillon ChIP dans 1,5 ml tubes.
- Ajouter 5 - 10 pg d'anticorps à aliquote de billes de remettre en suspension correspondante. Apportez volume final de 250 pi avec un tampon bloquant. Incuber les échantillons pendant 4 heures (alternativement, pendant la nuit pendant 16 heures) sur une plate-forme tournante à 4 ° C.
- surnageant Aspirer. Pour retirer l'anticorps non lié ou d'excès, se laver les perles une fois avec 1 ml de tampon de blocage.
- Après aspiration dernier lavage, ajouter immédiatement 50 millions d'équivalents cellulaires d'extraits soniquées (~ 1,6 ml) à l'anticorps: conjugués de perles. Si extraits soniquées ne sont pas prêts, perles de remettre en suspension dans 100 pi de tampon de blocage jusqu'à ce qu'ils soient prêts. Il est essentiel de ne jamais laisser les perles sèches.
7. Immunoprécipitation de la chromatine (ChIP)
- Pour chaque échantillon de ChIP, mélanger 1,5 ml de sonicationextraits d 'anticorps avec: conjugués de perles dans 1,5 ml ou 2 ml tubes.
- Incuber les tubes sur un rotateur mini-tube de la nuit (environ 16 h) au réglage de la vitesse de 9 à 4 ° C. Vérifiez après quelques minutes afin que les échantillons ne fuient pas et se mélangent bien.
Jour 2: ChIP Washes et sur résine Enzymatic Réactions
8. ChIP Washes
NOTE: Afin de minimiser la contamination croisée, brièvement tourner les tubes entre chaque lavage. Pour la première aspiration, changer des conseils entre chaque échantillon. Pendant les lavages suivants, la même pointe peut être utilisé tant qu'il n'a pas touché les perles. Voir la section Informations supplémentaires pour les directions sur le lavage des ChIP appropriée.
- Très centrifuger brièvement les tubes en utilisant une microcentrifugeuse (~ 3 sec à 500 g) pour recueillir le liquide dans les calottes et les placer sur la grille magnétique pendant 1 min. Tout en restant sur la grille magnétique, extrait de aspirée.
- Ajouter 0,75 ml RIPA tampon à chaque tube. Retirer les tubes de support magnétiqueet inverser plusieurs fois pour mélanger. Remplacer les tubes sur la grille magnétique et aspirer le surnageant. Répétez 7x.
- Ajouter 0,75 ml de Tris-HCl 10 mM (pH 7,5) à chaque tube. Retirer les tubes de support magnétique et inverser plusieurs fois pour mélanger. Remplacer les tubes sur la grille magnétique et aspirer le surnageant. Répéter 2x.
- Après aspiration dernier lavage, passez à polir.
Remarque: Après chaque réaction d'incubation dans les sections 9.3, 10.3, 11.3, 12.3, 13.3, 14.3 et 15.3, tubes de spin brièvement et place contre support magnétique pour 1 min et aspirer le surnageant. Lavage 2 fois avec 0,75 ml de tampon RIPA et 2x avec HCl 0,75 ml de Tris (pH 7,5).
9. Polissage Réaction
- Remplissez Polissage calculs master mix (tableau 11). Faire de polissage mélange dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Immédiatement après le dernier lavage de ChIP est aspiré, ajouter 50 pi de polissage mélange pour chaque résine d'échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 30 min à 3 xgà 30 ° C dans un thermomixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à l'A-tailing.
Réaction 10. A-tailing
- Remplissez calculs master mix A-tailing (tableau 12). Make A-tailing mélange dans un tube de 1,5 ml sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Immédiatement après le polissage de l'article, ajouter 50 pl d'un mix-tailing pour chaque échantillon de résine tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 30 min à 3 g à 37 ° C dans un ThermoMixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à P7 Adapter Ligation.
11. P7 Adapter Ligation Reaction
- Remplissez calculs maître Ligation mix (tableau 13). Faire Ligation mélanger dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipette pour mélanger.
- Immédiatement après la section A-tailing, ajouter 48 ul P7 Ligation Master Mix et 2 ul d'un indice d'adaptateur différent to chaque résine d'échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 2 h à 3 g à 25 ° C dans un thermomixer.
Note: L'utilisation de différents indices pour chaque échantillon permettra plus d'échantillons à séquencer dans une cellule à flux unique. - Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à Φ-29 Nick réparation.
Réparation 12. Phi-29 Nick Reaction
- Remplissez Φ-29 calculs de mixage master (tableau 14). Faire Φ-29 mélange dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Immédiatement après l'article P7 Ligation, ajouter 50 pi de Φ-29 mélange pour chaque résine échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 20 min à 3 g à 30 ° C dans un thermomixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, procéder à une réaction Kinase.
13. Kinase Réaction
- Remplissez Kinase calculs master mix (
- Immédiatement après Φ-29 section, ajouter 50 ul de Kinase se mélangent pour chaque résine d'échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 20 min à 3 g à 37 ° C dans un thermomixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à la réaction Lambda exonucléase.
14. Lambda exonucléase Réaction
- Remplir Lambda exonucléase calculs master mix (tableau 16). Faire Lambda exonucléase mélanger dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Immédiatement après l'article Kinase, ajouter 50 pl de Lambda exonucléase se mélangent pour chaque résine d'échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 30 min à 3 g à 37 ° C dans un ThermoMixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à RecJ f réaction.
15. RecJ fréaction nucléase
- Remplissez calculs master RecJ f mix (tableau 17). Faire RecJ f mélange dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Immédiatement après l' article Lambda exonucléase, ajouter 50 pi de RecJ f mélange pour chaque résine d'échantillon tout en restant sur le support magnétique. Incuber les échantillons pendant 30 min à 3 g à 37 ° C dans un ThermoMixer.
- Après aspiration dernier lavage comme décrit dans la note après la section 8.4, passez à ChIP Elution.
16. Elution et Crosslink Reversal
- Préparer mélange maître: nombre d'échantillons x 1,1 x (200 pi ChIP Elution Buffer + 1 pi 20 mg / ml de proteinase K) dans 1,5 ml tube. Ajouter 200 pi ChIP Elution Buffer + Proteinase K mélange maître à chaque résine échantillon.
- Incuber les échantillons pendant une nuit (environ 16 h) à 3 g à 65 ° C dans un thermomixer avec un couvercle chauffé pour éviter la condensation.
Jour 3: Extrait de l'ADNion et adaptateur Ligation
17. Elution et Crosslink Reversal (suite)
- Après une nuit d'incubation à 65 ° C, centrifuger brièvement pour recueillir des échantillons de condensat. Placer les échantillons sur la grille magnétique pendant 1 min.
- Transfert 200 ul surnageant dans un nouveau tube de 1,5 ml contenant 200 pi de tampon TE (pH 7,5).
18. Phénol Chloroforme alcool isoamylique (PCIAA) Extraction
- Ajouter 400 ul de phénol chloroforme, l'alcool isoamylique à chaque échantillon. Vortex à mélanger pendant 20 sec.
- Centrifuger pendant 10 min à 20 000 xg à la température ambiante (RT). transférer soigneusement 325 ul de la phase aqueuse supérieure dans un tube frais.
Remarque: Prenez soin de ne pas transférer de l'organique (couche inférieure) dans le nouveau tube. - Ajouter 1/10 volume de NaOAc 3 M (pH 5,5) et 1 ul de 20 mg / ml de glycogène à chaque échantillon. Pour de multiples échantillons, préparer un mélange maître.
- Ajouter 3 volumes de glace froid éthanol à 100% à chaque échantillon. Vortexmélanger. Incuber pendant 15 min à -80 ° C.
- Centrifugeuse pendant 15 min à 20 000 xg à 4 ° C. Décanter avec soin surnageant, en veillant à ne pas perturber le culot.
- Ajouter délicatement 500 pi fraîchement préparés glacé 70% d'éthanol, en veillant à ne pas perturber le culot. Centrifugeuse pendant 5 min à 20 000 xg à 4 ° C. Décanter avec soin surnageant.
- granulés à sec pendant environ 20 minutes (ou jusqu'à ce que sec) dans un vide de vitesse à 45 ° C.
NOTE: Ceci est un point dans le protocole de pause. culots d'ADN secs peuvent être conservés à -20 ° C. - Pellets Resuspendre dans 10 ul ddH 2 O. Pipet à plusieurs reprises sur la zone où l'ADN granulée, même si le culot séché ne peut pas être vu.
- Transférer 10 ul de chaque échantillon à un 0,3 ml tube PCR frais ou 8-rack, en fonction du nombre d'échantillons.
Réaction 19. P7 Primer Extension
- Remplir P7 Primer Extension des calculs de mixage master (tableau 18). Faire Extension mélanger dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Ajouter 10 ul de mélange d'extension (moins Φ-29 polymerase) à chaque échantillon de 10 ul. Pipet pour mélanger.
- Échantillons Exécuter dans le thermocycleur en utilisant le programme (tableau 19) à recuire amorce à la matrice jusqu'à ce que le 30 ˚C "tiennent" pas.
- Ajouter 1 ul Φ-29 polymerase au cours de la 30 ˚C "hold" étape du programme. Pipet pour mélanger. Reprendre le reste du programme (tableau 19).
Réaction 20. A-tailing
- Remplissez calculs master mix A-tailing (tableau 20). Make A-tailing mélange dans un tube de 1,5 ml sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Ajouter 10 pl d'un mix-tailing à chaque échantillon. Pipet pour mélanger.
- Dans le thermocycleur, incuber les échantillons pendant 30 minutes à 37 ° C, puis la chaleur inactiver pendant 20 min à 75 ° C.
21. P5 Adaptateur Ligation Reaction
- fill out P5 Adapter ligatures calculs Master Mix (tableau 21). Faire Ligation mélanger dans 1,5 ml tube sur la glace. Pipet pour mélanger.
- Ajouter 20 ul de mélange de ligation P5 à chaque échantillon. Pipet pour mélanger.
- Dans le thermocycleur, incuber les échantillons pendant 2 heures à 25 ° C.
22. Perle Clean-up
Note: S'il vous plaît voir la section Matériaux pour les détails du fabricant sur le cordon nettoyer.
- Transférer chaque échantillon de 50 ul dans un nouveau tube de 1,5 ml.
- Resuspendre nettoyer des perles sur un rotateur mini-tube au niveau de réglage de la vitesse de 15 pendant 15 min à température ambiante. Ne laissez pas les billes se déposent avant pipetage.
- Ajouter 60 pi nettoyer perles à déguster (1.2: 1 nettoyer perles ratio échantillon est critique pour éliminer l'ADN qui est plus courte que 200 paires de bases). Pipet à mélanger pendant 20 secondes.
- Resuspendre nettoyer des perles sur un rotateur mini-tube au niveau de réglage de la vitesse de 15 pendant 3 min à température ambiante. Centrifuger brièvement les tubes.
- Placer les tubes sur le support magnétique pour 1 min.Pipet et jeter le surnageant.
NOTE: NE PAS utiliser l'aspiration dans cette section car il va aspirer les billes de nettoyage. - Ajouter 400 ul de fraîchement préparé RT 70% d'éthanol à chaque échantillon alors qu'ils sont sur la grille magnétique. Ne pas mélanger. surnageant Aspirer. Répéter 2x.
- Sécher les perles de nettoyage pendant 10 min à température ambiante. La couleur des perles se tourner foncé à fissures brunes et très petites lumière sera visible dans la pastille de résine lorsque les perles sont sèches.
- Pour éluer l'ADN, ajouter 40 ul de Tris 10 mM (pH 7,5). Bien pipeter mélanger pendant 20 secondes.
- Placer les échantillons sur le support magnétique pour 1 min. pipeter lentement et transférer 36 ul éluat directement à 0,3 ml tubes PCR.
- Passez directement à la PCR réaction ou magasin éluats à -20 ° C.
Jour 4: Analyse PCR et Gel
23. PCR
- Remplissez calculs PCR Master Mix (tableau 22). Créer un mix PCR. Pipet très doucement pour mélanger pour éviterbulles.
- Ajouter 14 ul de mélange de PCR pour chaque échantillon d'ADN 36 ul. Pipet pour mélanger. Gardez les échantillons sur la glace jusqu'au moment de mettre en Thermocycleur.
- Pour le contrôle positif à la PCR, inclure une bibliothèque préparée précédemment. Pour le contrôle négatif PCR, y compris l'eau. Échantillons Exécuter dans le thermocycleur en utilisant le programme PCR (tableau 23).
24. Préparation du gel, l'ADN Excision et visualisation
- Nettoyer et rincer une boîte de gel de taille appropriée avec de l'eau déminéralisée. Préparer un gel d'agarose à 1,5% (contenant 0,5 mg / ml de bromure d'éthidium) avec une épaisseur de peigne, large et qui peut contenir 60 ul.
NOTE: Le bromure d'éthidium (EtBr) est un agent cancérigène et doit être manipulé avec précaution. - Isoler tubes d'échantillons PCR brièvement pour recueillir la condensation.
- Ajouter un cinquième volume de 6x ADN xylène colorant échantillon combiné. Ne pas utiliser de bleu de bromophénol dans de l'ADN de colorant car il migre au même endroit que l'échantillon d'ADN.
- Charger l'ensemble de l'échantillon into chaque puits, de préférence avec des puits vides entre les échantillons.
Note: Les bibliothèques avec les mêmes indices ne doivent PAS être exécutés dans le même gel. - Charge 7 pl 100 pb échelle de chaque côté d'échantillons. Exécutez gel à 140 V pendant environ 30-45 min jusqu'à ce bromophénol colorant dans l'échelle est ¾ chemin vers le bas du gel.
- Image et visualiser le gel sur un transilluminateur à un faible niveau d'UV. Exciser les sections d'agarose contenant des fragments d'ADN 200 - 500 pb. Soyez très prudent pour éviter de couper des bandes adaptateur dimère qui fonctionne à 125 pb.
- Placez chaque tranche de gel excisée dans un tube de 15 ml. poids net record de chaque tranche de gel. Ecrire ce poids directement sur le tube.
- Image, enregistrer et annoter gel excisée pour confirmer plage correcte de la taille choisie.
25. Gel Purification
- Purifier l'ADN de excisée tranche de gel selon les instructions du fabricant, avec les modifications suivantes.
- Dissoudre la tranche de gel en basculantà la température ambiante sur la plate-forme à bascule. Il faudra environ 20 minutes pour dissoudre.
- Pour obtenir de l'ADN hautement purifié, laver colonnes avec 0,5 ml de tampon QG gel après dissous est passé à travers la colonne.
- Après tampon PE lavage, laissez les colonnes sont assis à la température ambiante pendant 2 - 5 min. Spin pendant 1 min à 13 000 xg à la température ambiante.
- Pour laisser place à mélange maître de réaction PCR, les échantillons éluer avec 40 ul EB Buffer dans un nouveau tube de 1,5 ml.
26. Quantification de l'ADN
- Préparer les échantillons selon les instructions du fabricant (tableau 24). Mesure d'échantillons dans l'instrument spécifié avec des tubes optiques.
- Une fois que les bibliothèques ChIP-exo sont quantifiés, présenter pour le séquençage sur une plate - forme qui utilise le séquençage par synthèse chimique 16 qui est compatible avec les adaptateurs d'ADN dans ce protocole.
NOTE: En règle générale, 2 pi de l'échantillon est suffisante pour la quantification, mais plus peut être nécessaire si la concentration de l'échantillon est faible. Les rendements typiques de l'ADNgamme ly entre 50 et 200 ng. - Après quantification, conserver les échantillons à -20 ° C.
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Representative Results
Les figures suivantes illustrent des résultats représentatifs du protocole ChIP-exo présenté ici. Contrairement aux méthodes ChIP-seq traditionnels avec quelques étapes enzymatiques, ChIP-exo nécessite onze réactions enzymatiques séquentiellement dépendantes (Figure 1). Ainsi, il faut prendre soin à chaque étape pour faire en sorte que chaque composant de réaction est ajouté à son maître de mélange réactionnel respectif. Nous vous recommandons de générer une feuille de calcul des formules sur la base des tableaux de réaction pour effectuer automatiquement les calculs de mélange maître de réaction, l'impression des tableaux résultant, puis cocher chaque élément après est ajouté au mélange maître.
Nous employons un certain nombre de mesures de contrôle de la qualité tout au long du protocole pour garantir des résultats de séquençage de haute qualité (figure 2). Chaque réaction à puce contient trois composants de base: 1) extrait soniqué chromatine de cellules de intereer, 2) un anticorps dirigé contre la protéine d'intérêt, et 3) ProteinG (ou Protéine) une résine pour immobiliser les complexes immuns précipitées. Obtention d' extraits de chromatine de haute qualité soniqué (figure 2A) peut être très difficile car les conditions de sonication doivent être optimisées pour chaque type de cellule et instrument à ultrasons. Il est intéressant de temps pour optimiser cette étape car les dépenses des bibliothèques de haute qualité commencent par la suite de sonication qui donne des fragments d'ADN entre 100-500 pb (figure 2A, "+" voie). Depuis réticule formaldéhyde sont labiles et le formaldéhyde lui - même a une durée de vie limitée, nous utilisons un test de décalage de mobilité électrophorétique (figure 2A, "-" voie) pour vérifier que les extraits soniquées contiennent intacts réticulations protéine-ADN, évidente comme super-décalage du les fragments d'ADN. Pour évaluer le signal de fond que nous effectuons régulièrement un ChIP "mock" qui omet anticorps à partir de la réaction de ChIP. Une haute qualité ChIP-exo la préparation de la bibliothèque aura très peu, le cas échéant, un signal de fond dans le ChIP "maquette" ( "-") par rapport à l'anticorps spécifique de ChIP, dans ce cas dirigé contre Pol II. Comme on le voit sur la figure 2B, les bibliothèques ChIP-seq traditionnels ont sensiblement plus de signal d'arrière - plan que ChIP-exo. Enfin, avant la qualité des bibliothèques de séquençage, ChIP-exo est évaluée sur la Bioanalyseur (figure 2C - D). Analyse de mesurer avec précision la distribution de la taille de la bibliothèque et détecte contaminantes dimères adaptateurs (désignés par la flèche) qui fonctionnent à 125 pb. Si dimères de l'adaptateur sont présents, ils réduisent la bande passante de séquençage. Par conséquent, nous recommandons un cordon de nettoyage supplémentaire qui élimine efficacement les fragments d'ADN de moins de 200 pb.
ChIP-exo est une technique de génomique fonctionnelle puissante car elle est la seule méthode capable de résoudre spatialement divergent, initier, en pause, et elongation ARN polymérase II oéchelle du génome entier na (Figure 3) 11. Etant donné que ces événements de liaison adjacents sont des dizaines de paires de bases à l'écart, ChIP-seq est incapable de distinguer ces événements de liaison avec une puissance de plusieurs centaines de paires de bases de résolution.
Figure 1: ChIP-exo schématique. Après que la puce, l'adaptateur P7 est ligaturé aux bords de sonication. Lambda exonucléase d'ADN versions puis 5 'à 3' au point de réticuler, Footprinting ainsi l'interaction protéine-ADN. Après élution et réticuler inversion, extension d'amorce synthétise l'ADN duplex. Enfin, la ligature de l'adaptateur P5 marque les bordures gauche et droite exonucléase et la bibliothèque résultante est soumise à un séquençage à haut débit. Cartographier les extrémités 5 'des étiquettes de séquence du génome de référence délimite le pare-exonucléase et donc le site précis de l'ADN-protéineréticulation. Figure modifiée de Rhee et Pugh 17. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Contrôles de qualité ChIP-exo. Panneaux AC montrent des résultats représentatifs d'expériences indépendantes. (A) La qualité de l'extrait de la chromatine soniqué ( à partir de la lignée cellulaire du cancer du sein humain HCC1806) est évaluée par électrophorèse sur gel d' agarose sur des extraits avec du (+) et sans (-) reticulations inversée. reticulations intacts causeront des complexes protéine-ADN à migrer plus lente. Ainsi, l'extrait en cours d'exécution sans réticulations inversée (-) permet la qualité des réticulations de formaldéhyde à évaluer, qui sont essentiels pour une ChIP réussie. (B) Comparaison d'un IP maquette (-) ae Pol II (+) ChIP-exo et de bibliothèque préparations ChIP-seq après 21 cycles d'amplification par PCR. Après la PCR, des fragments d'ADN 200-500 pb sont excisés (dénotées par boîte hachée rouge) et purifiés en utilisant un kit d'extraction de gel. (CD) Dans le panneau C, la trace du haut représente une trace idéale à partir d' une bibliothèque de mise en commun (P1), et la trace du bas montre une bibliothèque groupée (P2) qui contient des dimères de l' adaptateur. Panel D représente le tracé de la densité de l'ADN correspondant aux traces de bibliothèque P1-2 à partir du panneau C (flèche indique l'adaptateur bande de dimère). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: ChIP-exo Résout spatialement Distinct bidirectionnelles Transcription Initiation Complexes. (A) de distribution lissée de brin separated ChIP-exo tag extrémités 5 'pour Pol II, TFIIB et TBP au niveau du gène RPS12 humain dans la prolifération des cellules K562. (B) Averaged motifs ChIP-exo autour du RefSeq plus proche TSS. balises de pointe paires ont été alignées sur le gène par gène TSS, binned en non-chevauchement des intervalles de 10pb par rapport au TSS, puis la valeur de densité moyenne crête paire dans l'ensemble TFIIB occupés (n = 6,511) des gènes a été tracés en un pour cent du total. Les «pointes» de TBP et TFIIB sont indiscernables (décalage vertical en encadré). (C) Modèle basé sur des données de panel B, illustrant des complexes d'initiation de transcription distincts résolus par ChIP-exo (trace noire). Pol II occupe deux emplacements distincts résolubles qui ont coïncidé avec des sites de transcription divergente initiation ( "Divergent") et les sites «Pause». Cette séparation spatiale claire de complexes de Pol II indique que les transcriptions divergentes proviennent de complexes d'initiation distincts. La grande majorité Pol II abo réticulé ut 50 pb en aval du TSS sur le site «Pause», où il est prévu de faire une pause après le début de la transcription. Pol II était le plus épuisé 20-60 pb en amont du TSS où les formes pré-initiation complexe ( «PIC»), ce qui indique qu'en moyenne, il passe probablement moins de temps que sur les sites en pause. Cela donne à penser que, dans la plupart (mais pas nécessairement tous) des cas, une fois Pol II est recruté, il efface rapidement le promoteur et suppose un état de pause d'environ 30 - 50 pb en aval du TSS, en accord avec l'observation que Pol II pause de presse est une étape de limitation de vitesse dans la transcription. Ces complexes d'initiation adjacents sont insolubles par ChIP-seq (illustré par gris remplissage trace) depuis sa résolution est limitée à quelques centaines de paires de bases. Figure modifiée de Pugh et Venters 11. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de HEPES-KOH (pH 7,5) | 50 | 50 mM, |
| 5 M de NaCl | 28 | 140 mM |
| EDTA 0,5 M | 2 | 1 mM |
| 100% Glycérine | 100 | dix% |
| 10% de NP40 | 50 | 0,50% |
| 10% de Triton X100 | 25 | 0,25% |
| ddH 2 O | Remplissez à 1 L |
Tableau 1. Recette pour Lysis Buffer 1. Filtre utilisant filtre de 0,22 um. Stocker dans 50 ml tubes à 4 ° C. Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de tampon juste avant l'utilisation.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de Tris-HCl (pH 8) | dix | 10 mM, |
| 5 M de NaCl | 40 | 200 mM |
| EDTA 0,5 M | 2 | 1 mM |
| 0,5 M d' EGTA | 1 | 0,5 mM |
| ddH2 O | Remplissez à 1 L |
Tableau 2. Recette pour Lysis Buffer 2. Filtre utilisant filtre de 0,22 um. Stocker dans 50 ml tubes à 4 ° C. Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de tampon juste avant l'utilisation.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de Tris-HCl (pH 8) | dix | 10 mM, |
| 5 M de NaCl | 20 | 100 mM |
| EDTA 0,5 M | 2 | 1 mM |
| 0,5 M d' EGTA | 1 | 0,5 mM |
| 10% de désoxycholate | dix | 0,10% |
| 5 g | 0,5% (p / v) | |
| ddH 2 O | Remplissez à 1 L |
Tableau 3. Recette pour Lysis Buffer 3. Filtre utilisant filtre de 0,22 um. Stocker dans 50 ml tubes à 4 ° C. Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de tampon juste avant l'utilisation.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 10x PBS | 50 | 1 fois |
| Albumine de sérum bovin | 2,5 g | 0,50% |
| ddH 2 O | Remplissez à 500 |
Tableau 4. Recette de blocage Tampon. Filtrer sur filtre de 0,22 um. Stocker dans 50 ml tubes à 4 ° C. Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de tampon juste avant l'utilisation.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de HEPES (pH 7,5) | 25 | 50 mM, |
| EDTA 0,5 M (pH 8) | 1 | 1 mM |
| 10% de désoxycholate de sodium | 35 | 0,70% |
| 10% de NP40 | 50 | 1% |
| 1 M LiCl | 250 | 500 mM |
| ddH 2 O | Remplissez à 500 |
Tableau 5. Recette pour RIPA Buffer. Filtrer sur filtre de 0,22 um. Stocker dans 50 ml tubes à 4 ° C. Ajouter 100 pi IPC disponible à 50 ml de tampon juste avant l'utilisation.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de Tris-Cl (pH 7,5) | 2.5 | 50 mM, |
| EDTA 0,5 M | 1 | 10 mM, |
| 20% de SDS | 2.5 | 1% |
| ddH 2 O | Remplissez à 50 |
Tableau 6. Recette pour ChIP Elution Buffer. Filtrer sur filtre de 0,22 um. Stocker à température ambiante.
| Réactif | Volume (ml) | [Final] |
| 1 M de Tris-Cl (pH 7,5) | 0,5 | 10 mM, |
| ddH 2 O | Remplissez à 50 |
Tableau 7. Recette pour TE Buffer. Filtrer sur filtre de 0,22 um. Conserver à 4 ° C.
| Volume (ul) | [Final] | |
| 100 pM ExA2-iX | 75 | 15 pm |
| 100 pM ExA2-33 | 75 | 15 pm |
| 1 M de Tris (pH 7,5) | 50 | 100 mM |
| 5 M de NaCl | 5 | 50 mM, |
| ddH 2 O | 295 | - |
| Volume total | 500 |
Tableau 8. Adaptateur P7 Recuit mélange.
| Volume (ul) | [Final] | ||
| 100 pM ExA1-58 | 75 | 15 pm | |
| 100 pM ExA1-13 | 75 | 15 pm | |
| 1 M de Tris (pH 7,5) | 50 | 100 mM | |
| 5 M de NaCl | 5 | 50 mM, | |
| ddH 2 O | 295 | - | |
| Volume total | 500 |
| Temp (˚C) | Temps |
| 95 | 5 min |
| 72 | 5 min |
| 65 à 60 ans baisse de rampe | 5 min |
| 55-50 baisse de rampe | 3 min |
| 45-40 baisse de rampe | 3 min |
| 30 | 3 min |
| 20 | 3 min |
| dix | 3 min |
| 4 | Pour toujours |
Tableau 10. Programme Recuit Adapter.
| 1x (pl) | [Final] | |
| ddH 2 O | 39,8 | |
| 10x Reaction Buffer 2 | 5 | 1 fois |
| 100 pM d'ATP | 0,5 | 1 mM |
| 3 mM dNTPs | 1.7 | 100 pM |
| 3 U / ul de polymerase de T4 | 1 | 3 U |
| 5 U / ul Klenow | 1 | 5 U |
| 10 U / pl T4 Polynucleotide Kinase | 1 | 10 U |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 11. Polissage master mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 42,3 | |
| 10x Reaction Buffer 2 | 5 | 1 fois |
| mM dATP 3 | 1.7 | 100 pM |
| 5 U / ul de Klenow 3 '5' exo moins | 1 | 5 U |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 12. A-tailing master mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 41 | |
| 100 mM d'ATP | 0,5 | 1 mM |
| 10x Reaction Buffer 2 | 5 | 1 fois |
| 400 U / pl de T4 ADN Ligase | 1.5 | 600 U |
| Volume de mélange de réaction | 48 | |
| Indice adaptateur 15 mM | 2 | 30 picomoles |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 13. P7 Adapter Ligation Master Mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 41 | |
| 10x Φ-29 Buffer | 5 | 1 fois |
| 3 mM dNTPs | 2.5 | 150 um |
| 10 U / ul Φ-29 polymerase | 1.5 | 15 U |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 14. Φ-29 Nick master de réparation mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 43,5 | |
| 100 mM d'ATP | 0,5 | 1 mM |
| 10x Reaction Buffer 2 | 5 | 1 fois |
| 10 U / pl T4 Polynucleotide Kinase | 1 | 10 U |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 15. Kinase maître de réaction mix.
| 1 fois (&# 956; l) | [Final] | |
| ddH 2 O | 43 | |
| 10x Lambda Buffer | 5 | 1 fois |
| 5 U / ul Lambda exonucléase | 2 | 10 U |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 16. Lambda exonucléase Reaction master mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 44 | |
| 10x Reaction Buffer 2 | 5 | 1 fois |
| 30 U / pl RecJ f exonucléase | 1 | 30 U |
| Réaction totale volume | 50 |
Tableau 17. RecJ f nucléase maître Réaction mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 6,45 | |
| 10x Φ-29 Buffer | 2 | 1 fois |
| 3 mM dNTP | 1.3 | 200 um |
| 20 Primer P7 uM | 0,25 | 0,25 pm |
| Volume de mélange de réaction | dix | |
| EtOH échantillon précipité | dix | |
| Le volume total de réaction | 20 |
Tableau 18. P7Primer mélange maître de réaction d'extension.
| Temp (˚C) | Temps |
| 95 | 5 min |
| 65 | 5 min |
| 30 | 2 minutes |
| 30 | Attendez jusqu'à ce que Φ-29 est ajouté |
| 30 | 20 min |
| 65 | 10 minutes |
| 4 | Pour toujours |
Tableau 19. programme P7 Primer Extension.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 5 | |
| 3 | 1 fois | |
| mM dATP 3 | 1 | 0,1 mM |
| 5 U / pl Klenow de 3 'à 5' exo moins | 1 | 5 U |
| Volume de mélange de réaction | dix | |
| échantillon élargi Primer | 20 | |
| Le volume total de réaction | 30 |
Tableau 20. A-tailing master mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| ddH 2 O | 11.5 | |
| 10x T4 Ligase Buffer | 5 | 1 fois |
| 15 uM ExA1-58 /13 adaptateur | 2 | 30 picomoles |
| 400 U / pl de T4 DNA Ligase | 1.5 | 600 U |
| Volume de mélange de réaction | 20 | |
| Une queue échantillon | 30 | |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 21. P5 Adaptateur Ligation Master Mix.
| 1x (ul) | [Final] | |
| Tampon PCR 5x | dix | 1x (2 mM MgCl2) |
| 10 mM de chaque dNTP | 1 | 200 pM de chacun |
| 20 Primer P1.3 uM | 1.25 | 0,5 pm |
| 20 Primer P2.1 uM | 1.25 | 0,5 pm |
| 2 U / ul Hot Start polymerase | 0,5 | 1 U |
| Volume de mélange de réaction | 14 | |
| Bead échantillon élué | 36 | |
| Le volume total de réaction | 50 |
Tableau 22. PCR.
| Temp (˚C) | Temps | Cycles |
| 98 | 30 sec | 1 |
| 98 | 10 sec | 15-21 (en fonction de l'efficacité de ChIP) |
| 52 | 30 sec | |
| 72 | 20 sec | 72 | 2 minutes | 1 |
| 4 | Pour toujours | Tenir |
Tableau 23. programme de PCR.
| Par standard ADN (pl) | Par échantillon (pi) | |
| 1: 200 dilué tampon / colorant mélange | 190 | 198 |
| ADN standards | dix | |
| bibliothèque ChIP-exo | 2 | |
| Volume total | 200 | 200 |
Tableau 24. Quantification.
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Discussion
Nous présentons un protocole de génomique fonctionnelle pour déterminer l'emplacement de liaison précise pour chromatine protéines interagissant dans, d'une manière pangénomique impartiale à proximité de la résolution de paires de bases. L'étape la plus critique pour atteindre base près de la résolution de mappage de la paire est un traitement par une exonucléase de l'ADN ChIP enrichi tandis que le reste immunoprécipité sur la résine magnétique. Ostensiblement, des complexes de protéines pourraient potentiellement bloquer l' empreinte in vivo d'une sous - unité donnée (par exemple, des complexes de remodelage de la chromatine ou de la particule de noyau nucléosome). Cependant, 10 comme indiqué précédemment, étant donné que le formaldéhyde est un agent de réticulation inefficace, il devient de plus en plus improbable que de multiples sous - unités d'un complexe se réticuler à l' ADN et l'autre dans la même cellule au même locus. Ainsi, dans footprinting in vivo des sous - unités individuelles d'un complexe de protéines, telles que des sous - unités d'histones individuelles d'un nucléosome, est possible avec CHIP-exo.
t "> Les avantages les plus remarquables de ChIP-exo sont sa résolution paire de base proche et faible bruit de fond. L'ultra-haute résolution permet un aperçu structurelles et spatiales détaillées à faire à l'échelle du génome entier qui ne sont pas actuellement possible avec toute autre méthode . d'autre part, la limitation principale de la puce-exo est qu'il est une méthode de biologie moléculaire techniquement difficile à maîtriser. En outre, les limites générales de l'étape de ChIP sont également valables pour ChIP-exo (par exemple, la disponibilité des anticorps commercial et la spécificité , l'accessibilité de l'épitope, et relativement grand nombre de cellules nécessaires). les pièges courants comprennent des extraits soniquées de mauvaise qualité, en utilisant un anticorps de qualité non-ChIP, et ne pas garder des échantillons sur la glace autant que possible. ainsi, les conditions de sonication doivent être soigneusement optimisées et chaque anticorps validé comme décrit précédemment 18 pour éviter les effets néfastes de ces paramètres peuvent avoir sur les résultats expérimentaux.Autant quela profondeur de mise en séquence pour une cible du facteur de transcription, on vise généralement à environ 20 millions de lectures aligné de manière unique. Depuis Pol II et les modifications des histones sont plus largement distribués, nous visons 30-50000000 lit. Il est important de noter que depuis ChIP-exo a sensiblement moins de fond que ChIP-seq, moins les lectures sont nécessaires pour atteindre la profondeur de séquençage similaire.
La technologie ChIP-exo est maintenant largement adopté en dépit de ses difficultés techniques, comme des variations robustes sur le protocole original continuent d'être publiés 17,19,20. En particulier, une variation qui peut se révéler utile pour difficile de protéines ChIP est appelée ChIP-nexus, qui utilise une étape de ligature simple pour augmenter la manière efficace de la préparation de bibliothèque 20. En résumé, ChIP-exo est une méthode de plus en plus utilisé et puissant pour la cartographie ultra-haute résolution de protéines de chromatine interagissant à l'échelle mondiale. Comme la liste des disponibles dans le commerce ant ChIP qualitéibodies continue de croître, les applications futures de la méthodologie ChIP-exo seront dirigés sur les réseaux de régulation des gènes inexploré de cartographie pour comprendre le circuit moléculaire de la cellule dans l'ultra-haute résolution. En outre, ChIP-exo sera probablement encore affiné et adapté à Footprint in vivo des interactions en protéines-ARN à proximité de la résolution de paires de bases.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 37% formaldehyde, methanol free, 10 x 10 ml ampules | ThermoFisher Scientific | 28908 | Section 3 |
| Complete Protease Inhibitor cocktail (CPI) | Roche Life Science | 11873580001 | Sections 4, 8 |
| Bioruptor sonicator | Diagenode | UCD200 | Section 5 |
| 15 ml polystyrene tubes | BD Falcon | 352095 | Section 5 |
| MagSepharose Protein G Xtra beads | GE Healthcare | 28-9670-66 | Section 6 |
| DynaMag-1.5 ml Side Magnetic Rack | Invitrogen | 12321D | Sections 6-17, 22 |
| Mini-Tube Rotator | Fisher Scientific | 05-450-127 | Sections 7, 22 |
| T4 DNA Polymerase | New England BioLabs | M0203 | Section 9 |
| DNA Polymerase I, Klenow | New England BioLabs | M0210 | Section 9 |
| 10x NEBuffer 2 (10x Reaction Buffer 2) | New England BioLabs | B7002 | Sections 9-11, 13, 15, 20 |
| Thermomixer C | Eppendorf | 5382 | Sections 9-16 |
| ATP | Roche Life Science | 010419979001 | Sections 9, 11, 13 |
| dNTPs | New England BioLabs | N0447 | Sections 9, 12, 19, 23 |
| T4 Polynucleotide Kinase | New England BioLabs | M0201 | Sections 9, 13 |
| dATP | New England BioLabs | N0440 | Sections 10, 20 |
| Klenow 3'-5' Exo Minus | New England BioLabs | M0212 | Sections 10, 20 |
| T4 DNA ligase | New England BioLabs | M0202 | Sections 11, 21 |
| Φ-29 DNA Polymerase | New England BioLabs | M0269 | Sections 12, 19 |
| 10x Φ-29 Buffer | New England BioLabs | B0269 | Sections 12, 19 |
| Lambda Exonuclease | New England BioLabs | M0262 | Section 14 |
| 10x Lambda Buffer | New England BioLabs | B0262 | Section 14 |
| RecJf Exonuclease | New England BioLabs | M0264 | Section 15 |
| Proteinase K | Roche Life Science | 03115828001 | Section 16 |
| Glycogen | Roche Life Science | 010901393001 | Section 18 |
| 10x T4 Ligase Buffer | New England BioLabs | B0202 | Section 21 |
| AMPure XP (clean up) beads | Beckman Coulter | A63881 | Section 22 |
| Q5 Hot Start DNA Polymerase | New England BioLabs | M0493 | Section 23 |
| 5x Q5 Buffer (5x PCR Buffer) | New England BioLabs | B9027 | Section 23 |
| QIAquick Gel Extraction Kit | Qiagen | 28704 | Section 25 |
| Qubit Fluorometer | Invitrogen | Q33216 | Section 26 |
| Optical Clear Qubit tubes | Invitrogen | Q32856 | Section 26 |
| Qubit dsDNA High Sensitivity Assay kit | Invitrogen | Q32851 | Section 26 |
References
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