Summary
Questo protocollo descrive un metodo per osservare l'embriogenesi in Arabidopsis tramite liquidazione ovulo seguita dal controllo della formazione di pattern di embrione sotto un microscopio.
Abstract
Data la natura altamente prevedibile del loro sviluppo, embrioni di Arabidopsis sono stati utilizzati come modello per gli studi della morfogenesi in piante. Tuttavia, primi embrioni di pianta di fase sono piccoli e contengono poche cellule, che li rende difficili da osservare e analizzare. Un metodo è descritto qui per caratterizzare la formazione di pattern in embrioni di pianta sotto un microscopio usando l'organismo modello Arabidopsis. A seguito della liquidazione di ovuli freschi utilizzando soluzione di Hoyer, il numero di cell in e la morfologia degli embrioni ha potuto essere osservati, e loro stadio di sviluppo potrebbe essere determinata da microscopia di contrasto di interferenza differenziale utilizzando un 100x obiettivo d'immersione in olio. Inoltre, l'espressione delle proteine marker specifici contrassegnati con proteina fluorescente verde (GFP) è stato monitorato per annotare la specifica identità cellulare durante patterning di embrione di microscopia a scansione laser confocale. Pertanto, questo metodo può essere utilizzato per osservare la formazione di pattern in embrioni di selvaggio-tipo pianta a livello cellulare e molecolare e di caratterizzare il ruolo di geni specifici nel patterning embrione confrontando la formazione di pattern in embrioni da piante wild type e mutanti embrione-letale. Pertanto, il metodo può essere utilizzato per caratterizzare l'embriogenesi in Arabidopsis.
Introduction
L'embriogenesi è l'evento più iniziale in maggiore sviluppo delle piante. Forma un embrione maturo da uno zigote attraverso divisione delle cellule e differenziazione sotto rigoroso controllo genetico1,2. Embrioni di Arabidopsis sono un modello utile per studiare il controllo della morfogenesi, perché la sequenza di divisioni cellulari durante l'embriogenesi segue un modello previsto3,4. Tuttavia, un embrione di Arabidopsis contenente uno a parecchie cellule è troppo piccolo per essere osservata e analizzata. Inoltre, la mutazione di determinati geni possa causare embrione letalità5, che indica il ruolo chiave di questi geni nell'embriogenesi. La caratterizzazione della formazione di pattern nei mutanti embrione-letale fornisce una base per la comprensione del meccanismo molecolare con cui geni essenziali regolano lo sviluppo dell'embrione.
Un metodo dettagliato è descritto qui per la caratterizzazione di formazione modello dell'embrione nella pianta modello Arabidopsis mediante osservazione microscopica diretta. Il metodo prevede la liquidazione dell'ovulo seguita dall'osservazione al microscopio di un embrione. La caratterizzazione di un mutante di embrione-letale è anche descritto.
La morfologia degli embrioni a diversi stadi di sviluppo può essere determinata direttamente da microscopia utilizzando gli ovuli che sono stati cancellati con soluzione6,7 di Hoyer. Tali ovuli esibiscono un alto indice di rifrazione; così, questo ovulo metodo di compensazione è particolarmente vantaggioso per gli esemplari che devono essere osservati da microscopia (DIC) contrasto differenziale di interferenza.
Inoltre, i geni che sono espressi in una determinata cella o un numero limitato di cellule durante l'embriogenesi utilizzabile come marcatori per identificare le cellule di un embrione. Pertanto, la specifica identità cellulare durante l'embriogenesi può essere annotata monitorando l'espressione della GFP-etichettato marker proteici mediante microscopia a scansione laser confocale. Al contrario, osservando il pattern di espressione di un gene funzionale sconosciuto -GFP fusione durante l'embriogenesi può fornire un collegamento tra embrione patterning e l'espressione di quel gene e facilitare l'identificazione di nuovi geni che sono necessari per l'embriogenesi in Arabidopsis.
Il metodo qui descritto è utilizzabile anche per caratterizzare il fenotipo di un embrione-letale mutante e per determinare l'impatto del gene interessato su embriogenesi a livello cellulare. Inoltre, in combinazione con un confronto del modello di espressione dei geni marcatori durante l'embriogenesi tra piante wild-type e mutanti, il metodo può produrre indizi circa i meccanismi molecolari e le vie di segnalazione coinvolte nella embriogenesi8,9. Infatti, il metodo è stato applicato agli impianti di naa10 , e si è constatato che la divisione anormale del hypophysis nel mutante può essere causata da un cambiamento nella distribuzione dell'auxina durante l'embriogenesi5.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Nota: Questo protocollo ha tre parti: 1) osservando la formazione di pattern in embrioni di Arabidopsis di selvaggio-tipo usando microscopia DIC; 2) che caratterizza l'embrione modello formazione tramite l'osservazione dell'espressione della proteina marker utilizzando laser confocale microscopia; e 3) determinazione del ruolo di un gene specifico nell'embriogenesi (utilizzando il mutante di naa10 ad esempio).
1. ovulo schiarimento
- Preparazione del materiale vegetale
Nota: Il protocollo descritto qui è un esempio su come far crescere piante sane; funzionano anche altri modi per far crescere piante sane.- Aggiungere 100 semi in una provetta da 1,5 mL e quindi aggiungere 1 mL di 1,5% di ipoclorito di sodio (mix 15 mL di 10% di cloro con 85 mL di acqua) per sterilizzare i semi per 5 min, Inverti il tubo più volte per garantire che i semi e la soluzione siano ben mescolate per sterilizzare il superfici semi completamente.
- I semi della forza verso il basso del tubo mediante centrifugazione per 30 s a 1.200 x g, eliminare il surnatante e lavare i semi con acqua sterile quattro volte una panchina per rimuovere il residuo di ipoclorito di sodio.
- Aggiungere 4,4 g di miscela di sale basale di Murashige e Skoog (MS) e 10 g di saccarosio in 1 L di acqua ultrapura. Mescolare per sciogliere i sali e saccarosio. Regolare la soluzione a pH 5,8 con 1m KOH, aggiungere 3 g di agente gelificante, ad esempio Phytagel, la soluzione di MS-saccarosio e sterilizzare la soluzione a 121 ° C per 15 min rendere MS Media.
- Versare 30 mL di terreno MS in una piastra di coltura di 12 cm per generare piastre di terreno di MS.
- Collocare i semi sterilizzati sulla piastra di MS. Trasferire la piastra ad una camera di crescita e mantenere la piastra in condizioni di giorno lungo (22 ° C per 16 h nella luce e a 18 ° C per 8 h al buio) dopo stratificazione di seme (3 giorni a 4 ° C al buio).
- Dopo 8 giorni di crescita, trasferire le piante al suolo (mix ricco di sostanze nutritive del terreno e vermiculite con un rapporto 1:1) in un vassoio, coprire il vassoio con coperchio bianco, trasparente per 5 giorni evitare la perdita di acqua e lasciare uno spazio vuoto per evitare la vetrificazione delle piante.
- Prendere il coperchio del vassoio e coltivare le piante in una camera di cabina in condizioni di giorno lungo (Vedi 1.1.5). Accendere la luce alle 6:00 e si spegne alle 22:00. Dopo circa 20 giorni di crescita nella camera di cabina, le piante saranno hanno fiorito e prodotto silique.
- Mark i boccioli dei fiori con un thread nella posizione del seme gambi in infiorescenza alle 20:00 (non utilizzare il primo per i terzi boccioli di fiori; silique generati da questi boccioli di fiori di solito sviluppano alcuni semi abortiti, e ciò può alterare la proporzione di normale di ovuli anormali). Definire l'inizio dell'impollinazione dell'ovulo come quando il germoglio contrassegnato apre al fiore alle 8:00 la mattina successiva.
- Preparazione della soluzione di Hoyer
- Aggiungere 24 g di idrato di cloralio in una provetta da 50 mL e avvolgere il tubo completamente con foglio di alluminio (soluzioni di idrato di cloralio non sono stabili alla luce).
- Successivamente, aggiungere 9 mL di acqua ultrapura e 3 mL di glicerolo per la soluzione di cui sopra e agitare la provetta per scioglierne l'idrato di cloralio. Per rendere la soluzione di Hoyer, lasciare riposare per una notte a temperatura ambiente per eliminare eventuali bolle.
- Liquidazione e separazione dell'ovulo
- Attaccare un pezzo di nastro bi adesivo per un vetrino per microscopio. Posizionare un anemofila coltivata per il numero desiderato di giorni dopo l'impollinazione (DAP) sulla diapositiva con la pseudoseptum perpendicolare alla superficie; Questo renderà più facile dividere i carpelli (figure 1A e 1B).
- Dividere i carpelli su entrambi i lati della pseudoseptum con un ago di siringa e collegare i due carpelli dissecati alla diapositiva in modo che gli ovuli nell'anemofila sono visibili sotto uno stereoscopio (figure 1 e 1 D).
- Dispensare 70 µ l di soluzione di Hoyer su lastra di vetro e quindi inumidire la punta di un paio di pinzette a punta fine con soluzione di Hoyer immergendo. Utilizzando lo stereoscopio, spostare gli ovuli in soluzione di Hoyer sul vetrino con le pinzette per pulire gli embrioni. Applicare un vetrino coprioggetti alla diapositiva delicatamente per evitare di generare tutte le bolle.
- Mettere il vetrino finito in una scatola in una stanza buia per 2-12 h (più un ovulo è maturo, più tempo sarà necessario) a temperatura ambiente. Embrioni allo stadio di 2/4-cella (1-2 DAP) possono essere osservati microscopicamente dopo 2 h, mentre gli embrioni tra l'ottante e prime fasi globulare (DAP 3) possono essere osservati dopo 4 h. Più maturi embrioni (4-8 DAP) possono essere osservati dopo 12 h.
- Esaminare gli ovuli eliminati utilizzando la funzione DIC di un microscopio. Individuare gli embrioni in un campo di bassa potenza (10x) e quindi modificare a un campo ad alta potenza (100 X obiettivo ad immersione) per osservare il modello cellulare negli embrioni sviluppati.
- Esaminare gli embrioni a diversi stadi di sviluppo.
2. caratterizzazione di Patterning di embrione e identità cellulare tramite l'osservazione dell'espressione della proteina Marker
- Preparazione di materiali vegetali
- Clonare il promotore e la sequenza dell'elemento di risposta marcatore gene o ormone di codificazione e poi si fondono con una proteina fluorescente (ad esempio di GFP); Successivamente, è possibile inserire il costrutto nel vettore binario (ad esempio pCambia1300). Qui, l'elemento di risposta dell'auxina DR5 è presentato come un esempio10.
- Introdurre il plasmide DR5-GFP risultante le piante di selvaggio-tipo di Agrobacterium tumefaciens-mediata trasformazione11. Selezionare le piante T1 utilizzando MS medie piastre contenenti igromicina (50 mg/mL di acqua madre, diluito 1:1, 000). Le piante transgeniche si esibiscono le radici lunghe e generare due foglie di Rosetta dopo 8 giorni di crescita nelle condizioni descritte in 1.1.5.
- Trasferire le piante transgeniche per il suolo e coltivarli come indicato in 1.1.6 e 1.1.7.
- Raccogliere i semi di T2 dalle linee T1 indipendente. Seminare i semi su MS-igromicina piastre, selezionare le piante che trasportano una copia dell'inserzione DR5-GFP (il rapporto di piante resistenti a piante sensibili sarà circa 3:1) e trasferirli al suolo.
- Coltivare le piante di T2 come indicato in 1.1.6 e 1.1.7.
- Raccogliere i semi di T3 dalle piante T2. Seminare i semi su MS-igromicina piastre, selezionare le piante transgeniche omozigoti (tutte le piante da una singola riga esporrà igromicina resistenza) e trasferirli al suolo.
- Segnare i boccioli dei fiori delle piante omozigoti T3 come indicato nella 1.1.8.
- Osservazione del segnale GFP
- Mescolare 3 mL di glicerolo con 47 mL di acqua ultrapura per generare una soluzione di glicerolo di 6%.
- Attaccare un pezzo di nastro bi adesivo per un vetrino per microscopio e fissare un anemofila come indicato in 1.3.1.
- Split dei carpelli su entrambi i lati della pseudoseptum con un ago di siringa e collegare i due carpelli dissecati il vetrino sotto uno stereoscopio come indicato in 1.3.2.
- Versare 30 µ l di 6% glicerolo su lastra di vetro e inserire tutti gli ovuli da carpelli dissecati nella soluzione usando la pinzetta appuntita. Appoggiate delicatamente un vetrino coprioggetto sul vetrino.
- Come il cappotto di seme ed endosperma in ogni ovulo può impedire l'osservazione dei segnali GFP nell'embrione, estrarre l'embrione da ovulo. Tocca la diapositiva rapidamente e delicatamente per estrudere l'embrione da ovulo (più un ovulo è maturo, meno la forza deve essere applicata alla diapositiva).
- Esaminare il vetrino per fluorescenza GFP mediante microscopia a scansione laser confocale. Trovare gli embrioni isolati sotto un campo di bassa potenza (10x) e registrare la loro posizione, poi cambiare per un campo ad alta potenza (100 X obiettivo ad immersione) per osservare il DR5-GFP espressione negli embrioni impostando la sorgente di luce di eccitazione a 488 nm per il rilevamento del segnale GFP.
- Rilevare l'espressione di GFP negli embrioni per selezionare la linea T3 adatta per ulteriori analisi.
3. caratterizzazione della formazione di Pattern dell'embrione in un embrione-letale mutante tramite Clearance dell'ovulo e l'osservazione di proteina Marker: Naa10 come un esempio
- Patterning di embrione in piante mutanti naa10
- Preparare i materiali vegetali come indicato in 1.1.1-1.1.7.
- Identificare il naa10+ / − piante mediante PCR usando gli iniettori di gene-specific5e poi mark i boccioli dei fiori di naa10+ / − piante come indicato in 1.1.8.
- Eseguire la clearance dell'ovulo e l'esame al microscopio di naa10+ / − embrioni come indicato in 1.2 e 1.3.
- Analisi delle proteine marker utilizzando embrioni naa10
- Ottenere il DR5-GFP adatti linee transgeniche utilizzando la procedura descritta al punto 2.1-2.2.
- Attraversare una linea di transgenici omozigotica DR5-GFP con un naa10+ / − pianta per ottenere naa10+ / − piante che sono omozigotiche per il marcatore di fluorescenza di GFP alla generazione F2 (identificata dalla PCR del gene-specifico) per caratterizzare naa10+ / −5 e osservare il segnale GFP sotto un microscopio utilizzando una linea di DR5-GFP omozigotica.
- Contrassegnare i boccioli dei fiori di naa10+ / − piante che sono omozigotiche per DR5-GFP come indicato in 2.1.7.
- Ricerca il segnale GFP in embrioni di naa10 che sono omozigotici per DR5-GFP come indicato al punto 2.2.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Il metodo descritto in questo documento può essere utilizzato per osservare l'embriogenesi direttamente sotto un microscopio, annotare la specifica identità cellulare durante l'embriogenesi con marcatori specifici e caratterizzare il ruolo di un gene particolare durante l'embriogenesi.
Risultati rappresentativi dall'analisi dell'embrione patterning (dalla fase di zigote allungata per la fase matura del bastone) nel selvaggio-tipo Arabidopsis sono mostrati nella Figura 2. Dopo la liquidazione di ovuli, gli embrioni a diversi stadi di sviluppo si distinguevano per microscopia DIC (Figura 2). Il pattern di espressione di DR5-GFP è stato registrato durante l'embriogenesi sotto laser confocale microscopia (Figura 3) per determinare la distribuzione di auxina nell'embrione ed esaminare il ruolo potenziale di auxina durante l'embriogenesi in Arabidopsis.
Questo protocollo è utilizzabile anche per caratterizzare il ruolo di geni specifici durante l'embriogenesi. Qui, il ruolo di Naa10 durante l'embriogenesi in Arabidopsis è stato esaminato come un esempio. Anormale divisione del hypophysis è stato osservato (divisione di traverso e verticale del hypophysis in Naa10 confrontato con divisione asimmetrica trasversale del hypophysis nel selvaggio-tipo piante, Figura 4). La distribuzione dell'auxina nella fase globulare era quasi uniforme nella maggior parte dei Naa10 embrioni e conservato un segnale più ampio nell'ipofisi, rispetto al wild-type embrioni (Figura 5). Questi risultati indicano che Naa10 è necessaria per l'embriogenesi e che possono essere coinvolti nell'embriogenesi tramite l'auxina signaling pathway in Arabidopsis.
Figura 1: Diagramma schematico per la dissezione di Arabidopsis anemofila. (A) l'anemofila fissato su vetrino è stato incollato con un pezzo di nastro bi adesivo. (B), l'immagine ingrandita della casella a. Due linee immaginarie rappresentata la posizione di essere diviso. (C) l'immagine ingrandita dell'anemofila Spalato nella finestra in D. (D), l'immagine della Spalato anemofila. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Esame dell'embriogenesi in Wild-type (Col-0) Arabidopsis da microscopia DIC. (A) Elongated zigote. (B), un embrione di fase 1-cell a 1 DAP. (C) A embrione fase 2/4-cell presso DAP 2. (D), un embrione di fase ottante 3 DAP. Embrione di fase (E), A dermatogen presso DAP 3. DAP (F), un embrione precoce di fase globulare a 4. (G), un embrione globulare fase tardo presso DAP 5. Embrione di fase (H), A cuore alle 6 DAP. (ho) un embrione di fase di siluro a 7 DAP. (J) un embrione di bastone fase a 8 DAP. Barre di scala = 10 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Il modello di espressione di DR5 in embrioni di Arabidopsis di selvaggio-tipo (Col-0). (un - d) segnali GFP. (A-D) Immagini unite con immagini luminose del campo. DR5 è stata espressa nel palo radice del selvaggio-tipo fase globulare (una A, 4 DAP e) ed embrioni della fase (b e B, 6 DAP) di cuore. DR5 è stata espressa anche nelle punte cotiledone embrionale (c e C, DAP 7) e nel sistema vascolare di embrioni di selvaggio-tipo maturi (d e D, 8 DAP). Scala bar = 50 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Caratterizzazione del ruolo di Naa10 durante l'embriogenesi in Arabidopsis. Divisione normale del hypophysis in un impianto di selvaggio-tipo (A). Anormale divisione del hypophysis in piante mutanti Naa10 è contrassegnato con una linea bianca (B) (askew divisione del hypophysis) e (C) (divisione verticale del hypophysis). Barre di scala = 10 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Il modello di espressione di DR5 in fase globulare selvaggio-tipo (Col-0) Arabidopsis ed embrioni Naa10 . (a e b) Segnali GFP. (A e B) Immagini unite con immagini luminose del campo. DR5 è stata espressa nel polo principale di un embrione di selvaggio-tipo fase globulare (un e A). DR5 è stata quasi uniformemente espressa in un embrione di Naa10 fase globulare e mantenuto il segnale più ampio nell'ipofisi rispetto al wild type (b e B). Scala bar = 50 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La clearance dell'ovulo è un metodo utile per rilevare la divisione cellulare e valutare morfologia durante l'embriogenesi in Arabidopsis; utilizzando questa tecnica, gli embrioni possono essere osservati direttamente nel DIC microscopia5,12. Il passaggio fondamentale per lo sdoganamento dell'ovulo è punto 1.3.4. Il tempo richiesto per lo sdoganamento dell'ovulo nel passaggio 1.3.4 è variabile. Embrioni allo stadio di 2/4-cellule possono essere osservati chiaramente dopo 2 h in soluzione di Hoyer, considerando che sembrano indistinti dopo 12 h. Così, più matura un ovulo è, più il tempo richiesto per lo sdoganamento.
Nel passaggio 2.2.5, per isolare un embrione da un ovulo, la quantità di forza applicato alla diapositiva è fondamentale. Gli embrioni possono essere schiacciati se troppa forza è applicata; Tuttavia, un embrione non può essere estruso da ovulo se viene utilizzato troppo poca forza. Nella nostra esperienza, è più maturo di un ovulo, è necessaria la forza di meno. Fase di siluro e maturi embrioni possono essere isolati direttamente da peeling Apri un ovulo utilizzando un ago di siringa. Alcune delle cellule di sgusciare potrebbe essere distrutto nell'embrione isolato durante il processo di isolamento, il segnale di fluorescenza dallo sgusciare potrebbe essere perso o incompleto. Un'altra limitazione di questo metodo è che gli embrioni prima della fase di 4 celle erano difficili da trovare da embrioni estrusi in quanto sono troppo piccole e schermato da frammento dell'ovulo.
La fase inerente allo sviluppo e la morfologia dell'embrione può essere influenzate dalla mutazione di alcuni geni; tali effetti possono essere dimostrati da microscopia seguito liquidazione dell'ovulo. Questo approccio sarà di aiuto nella comprensione del meccanismo molecolare da cui di mediare l'embriogenesi di geni specifici5. Osservando il modello di espressione di un gene funzionale sconosciuto -GFP fusione durante l'embriogenesi può fornire un collegamento tra la campitura di embrione e l'espressione di quel gene e facilitare l'identificazione di nuovi geni che sono necessari per l'embriogenesi in Arabidopsis13. Così, il protocollo descritto qui fornisce un metodo di base per la caratterizzazione dell'embriogenesi in Arabidopsis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Ringraziamo il Dr. Jessica Habashi per la lettura critica del manoscritto. Ringraziamo il Dr. Xianyong Sheng di Imaging Center, College di Scienze della vita, Capital Normal University (Cina), per eseguire la localizzazione del dosaggio di DR5-GFP . Quest'opera è stata sostenuta da sovvenzioni della Beijing Municipal governo Science Foundation (CIT & TCD20150102) e dal National Natural Science Foundation of China (31600248).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chloral Hydrate | Sigma | 15307 | |
| Murashige and Skoog Basal Medium | Sigma | M5519 | |
| Phytagel | Sigma | P8169 | |
| Hygromycin | Roche | 10843555001 | |
| Growth chamber | Percival | CU36L5 | |
| Fluorescence microscope | Zeiss Oberkochen | Zeiss Image M2 | camera: AxioCam 506 color |
| Confocal Laser Scanning Microscopy | Zeiss Oberkochen | Zeiss LSM 5 | filters: BP 495 - 555 nm |
| Stereoscope | Zeiss Oberkochen | Axio Zoom V16 | camera: AxioCam MRc5 |
| nutrient-rich soil | KLASMANN, Germany | ||
| 50-mL tube | Corning Inc. | ||
| 1.5-mL tube | Corning Inc. | ||
| 10% sodium hypochlorite solution | Domestic analytical reagent | ||
| sucrose | Domestic analytical reagent | ||
| KOH | Domestic analytical reagent | ||
| glycerol | Domestic analytical reagent | ||
| culture dish | Domestic supplies | ||
| vermiculite | Domestic supplies | ||
| glass slide | Domestic supplies | ||
| syringe needle | Domestic supplies | ||
| fine-tipped tweezers | Domestic supplies | ||
| super clean bench | Domestic equipment |
References
- Jenik, P. D., Gillmor, C. S., Lukowitz, W.
- Lau, S., Slane, D., Herud, O., Kong, J., Jurgens, G. Early embryogenesis in flowering plants: setting up the basic body pattern. Annu Rev Plant Biol. 63, 483-506 (2012).
- Wendrich, J. R., Weijers, D. The Arabidopsis embryo as a miniature morphogenesis model. New Phytol. 199 (1), 14-25 (2013).
- ten Hove, C. A., Lu, K. J., Weijers, D. Building a plant: cell fate specification in the early Arabidopsis embryo. Development. 142 (3), 420-430 (2015).
- Feng, J., et al. Protein N-terminal acetylation is required for embryogenesis in Arabidopsis. J Exp Bot. 67 (15), 4779-4789 (2016).
- Berleth, T., Jurgens, G. The role of the monopteros gene in organising the basal body region of the Arabidopsis embryo. Development. 118, 575-587 (1993).
- Luo, Y., et al. D-myo-inositol-3-phosphate affects phosphatidylinositol-mediated endomembrane function in Arabidopsis and is essential for auxin-regulated embryogenesis. Plant Cell. 23 (4), 1352-1372 (2011).
- Nodine, M. D., Yadegari, R., Tax, F. E. RPK1 and TOAD2 are two receptor-like kinases redundantly required for Arabidopsis embryonic pattern formation. Dev Cell. 12 (6), 943-956 (2007).
- Ulmasov, T., Murfett, J., Hagen, G., Guilfoyle, T. J. Aux/IAA proteins repress expression of reporter genes containing natural and highly active synthetic auxin response elements. Plant Cell. 9 (11), 1963-1971 (1997).
- Friml, J., et al. Efflux-dependent auxin gradients establish the apical-basal axis of Arabidopsis. Nature. 426 (6963), 147-153 (2003).
- Clough, S. J., Bent, A. F. Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana. Plant J. 16 (16), 735-743 (1998).
- Fiume, E., Fletcher, J. C. Regulation of Arabidopsis embryo and endosperm development by the polypeptide signaling molecule CLE8. Plant Cell. 24 (3), 1000-1012 (2012).
- Jurkuta, R. J., Kaplinsky, N. J., Spindel, J. E., Barton, M. K. Partitioning the apical domain of the Arabidopsis embryo requires the BOBBER1 NudC domain protein. Plant Cell. 21 (21), 1957-1971 (2009).
