Summary
Analyses d’expression promoteur sont essentielles pour améliorer la compréhension de la régulation des gènes et de l’expression spatio-temporelle des gènes cibles. Ici, nous présentons un protocole visant à identifier, isoler et cloner un promoteur de la plante. En outre, les auteurs décrivent la caractérisation du nodule spécifique promoteur dans les racines velues de haricot commun.
Abstract
Les séquences en amont du gène séquences codantes sont désignées comme des séquences promotrices. Étudier les profils d’expression des promoteurs sont très importantes dans la compréhension de la régulation des gènes et des profils d’expression spatio-temporelle des gènes cibles. En revanche, il est également essentiel d’établir des outils d’évaluation de promoteur et de techniques de transformation génétique qui sont rapides, efficaces et reproductibles. Dans cette étude, nous avons étudié le modèle d’expression spatio-temporelle du promoteur création (NIN) rhizobiennes symbiose spécifique nodules de Phaseolus vulgaris dans les racines velues transgéniques. À l’aide de bases de données du génome de plante et les outils d’analyse nous avons identifié, isolé et cloné le promoteur de NIN P. vulgaris dans une fusion transcriptionnelle au journaliste chimérique β-glucuronidase (GUS) GUS-enhanced::GFP. De plus, ce protocole décrit un système rapid et versatile de transformation génétique chez le P. vulgaris à l’aide d' Agrobacterium rhizogenes induit racines velues. Ce système génère des racines velues de ≥ 2 cm 10 à 12 jours après la transformation. Ensuite, nous avons évalué l’expression spatio-temporelle du promoteur NIN en racines velues Rhizobium inoculés à des intervalles périodiques après l’inoculation. Nos résultats dépeints par activité GUS montrent que le promoteur de NIN était actif au cours du processus de nodulation. Ensemble, le présent Protocole montre comment identifier, isoler, cloner et caractériser un promoteur de la plante dans les racines velues de haricot commun. De plus, ce protocole est facile à utiliser dans les laboratoires non spécialisés.
Introduction
Les promoteurs sont des outils biologiques moléculaires importants qui jouent un rôle crucial dans la compréhension de la régulation de l’expression des gènes d’intérêt. Les promoteurs sont des séquences d’ADN situées en amont de la traduction les séquences de codon d’initiation de gène et ils portent les mentions réglementaires centrales de gènes ; donc, leur annotation correcte et la caractérisation sont essentiels pour comprendre la fonction des gènes. Selon les profils d’expression, promoteurs de la plante sont classés comme constitutive, tissu-spécifique, ou spécifique au développement-stade et inductible1. Avancées dans les technologies de transcriptomique, amélioration de la modélisation informatique et la disponibilité d’un nombre croissant de séquences de génomes de différentes espèces de plantes ont facilité la prédiction à grande échelle de séquences promoteur2.
En revanche, il est également essentiel d’établir des outils d’évaluation de promoteur et de techniques de transformation génétique qui sont rapides, efficaces et reproductibles. À la différence des autres plantes de modèle, la caractérisation fonctionnelle des gènes de légumineuse (P. vulgaris) haricot commun est entravée principalement en raison du caractère récalcitrant de Phaseolus SP pour transformation génétique stable. Systèmes de transformation passagère servent d’alternative pour le gène rapide caractérisation fonctionnelle des études3. Dans la recherche de légumineuse de symbiose, l’interaction entre la plante-hôte légumineuse et bactérie rhizobienne est un des systèmes plus tractable modèle pour l’analyse fonctionnelle des gènes spécifiques des nodules et des études de promoteur. Jusqu'à présent, plusieurs promoteurs de légumineuse liés à ces symbioses ont été caractérisés, c'est-à-dire, Medicago truncatula PT44, SWEET115, Lotus japonicus Cyclope, UBQ6, VAG17, Glycine max PT5 8, Exo70J9, P. vulgaris RbohB10,11,12, TRE113, PI3K14, TOR15, etc.. CIS éléments influencent directement la régulation génique. Le facteur de transcription ENBP1A se lie à une région régulatrice du Cis (−692 bp) d’early noduline VfENOD12, et cela facilite l’expression d’un gène rapporteur dans les primordiums de nodules de Vicia faba16. Remplacement des régions régulatrices de Cis (−161 à −48 bp) du promoteur nodule spécifique leghémoglobine GLB3 avec l’hétérologue tronqué promoteurs δ-p35S et δ-pNOS, a entraîné une perte de spécificité de nodule et réduit l’activité du promoteur17 .
Les rapports précédents montrent que le facteur de transcription NIN est requis pour l’initiation de l’infection rhizobienne dans les cellules des poils absorbants et est aussi essentielle à l’organogénèse nodulaire dans L. japonicus18. Dans la présente étude, les auteurs décrivent un protocole d’identification, isolement, clonage et caractérisation du nodule spécifique promoteur dans les racines velues de haricot commun. Pour y parvenir, nous avons sélectionné un promoteur de NIN spécifiques symbiose rhizobiens de P. vulgaris et cloné dans une fusion transcriptionnelle au journaliste chimérique GUS-enhanced::GFP. De plus, ce protocole décrit un système rapid et versatile de transformation génétique chez le P. vulgaris à l’aide de a. rhizogenes induit racines velues. Ce système génère des racines velues en moins de 2 semaines après transformation. Enfin, nous avons évalué l’expression spatio-temporelle du promoteur NIN en nodules racinaires rhizobiums colonisés par GUS coloration.
La procédure décrite ici peut être utile pour l’étude de la nodulation et la mycorhization11 des plantes légumineuses, mais aussi pour l’étude des modèles d’expression de promoteur en racines19. De plus, ce protocole est facile à utiliser dans les laboratoires non spécialisés.
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Protocol
1. identification, isolement et le clonage de P. Vulgaris NIN promoteur
- Identifier la séquence du promoteur du gène d’intérêt. Il y a plusieurs bases de données de génome et outils d’analyse disponibles pour les plantes telles que Phytozome, plantes Ensembl, NCBI, etc. A légumineuse promoteur P. vulgaris NIN (PvNIN ; Phvul.009G115800) a été utilisé dans cette étude20.
- Oligos de conception pour porte d’entrée ou des enzymes de restriction traditionnelle clonage selon le système de vecteur utilisé (Figure 1 a).
NOTE : Standard (bp 25-35), des amorces de morue dessalée fonctionnent bien. Séquences d’oligo inverse qui flanquent entre le promoteur et le gène sont conseillés. - Amplifier la région promotrice de PvNIN (ou de la région promotrice du gène d’intérêt) de fraîchement isolées P. vulgaris en utilisant l’ensemble des oligo promoteur spécifique de l’ADN génomique. Utilisez une polymérase de haute fidélité avec les conditions suivantes de la PCR : 95 ° C pendant 5 min ; 30 cycles (95 ° C pendant 30 s, 55 ° C pendant 30 s, 72 ° C pendant 1 min) ; et 72 ° C pendant 5 min.
- Exécutez le fragment amplifié sur gel d’agarose à 1 % à 60 V sur une plaque de gel de 7 x 10 cm et éluer les amplicons correspondants (700 bp, Figure 1 b) et clone dans le vecteur pENTR/D-TOPO selon les instructions du fabricant.
- Transformer 2 µL de la réaction en compétentes d' Escherichia coli cellules utilisant les instructions du fabricant et la plaque 150 µL du mélange transformation sur frère lysogénie (LB) additionné de kanamycine 50 mg/L (Kan50). Cultiver les cellules plaqués à 37 ° C pendant la nuit.
- Prélever 3-6 colonies et culture que durant la nuit dans le milieu LB contenant Kan50. Isoler l’ADN à l’aide de la méthode de choix de plasmide et d’analyser le plasmide par PCR en utilisant le vecteur spécifique M13 oligos. Pour l’ACP, utilisation 100 ng de plasmide, 12:03 des oligos, 10 X tampon PCR 0,5 U Taq DNA polymérase et 10 mM dNTPs.
- Utiliser les conditions suivantes de l’amplification PCR ; 95 ° C pendant 3 min ; 30 cycles (95 ° C pendant 30 s, 58 ° C pendant 30 s, 72 ° C pendant 75 s) ; et 72 ° C pendant 7 min. visualiser les produits PCR sur un gel d’agarose à 1 %. S’assurer que les insertions correctes ont une bande à 1 024 bp et vecteurs sans volonté d’insertions ont une bande de bp 324 (Figure 1).
- Effectuer la réaction de LR entre le vecteur d’entrée (pENTR/D-TOPO-PvNIN) et destination des vecteurs pBGWFS7.021 en utilisant un mélange commercial enzyme selon les instructions du fabricant.
- Transformer 2 µL de réaction LR en compétent e. coli cellules utilisant des techniques standard tel que décrit dans les instructions du fabricant et la plaque 150 µL du mélange de transformation sur LB additionné de 100 mg/L de spectinomycine (Spe100). Cultiver les cellules plaqués à 37 ° C pendant la nuit.
- Prélever environ 5 colonies et leur culture du jour au lendemain dans un milieu LB contenant Spe100. Isoler l’ADN à l’aide d’une méthode de choix de plasmide et d’analyser le plasmide de PCR avec les oligos promoteur spécifique.
- Utiliser les conditions de la PCR dans l’étape 1.3. Visualiser les produits PCR sur un gel d’agarose à 1 % pour confirmer l’amplification. Amplicons sont 700 bp.
- Le plasmide positive pBGWFS7.0/PvNIN::GUS-GFP (Figure 1) de la séquence avec les oligos promoteur spécifique de vérifier l’authenticité de l’insert.
- Transformer les plasmides en souche a. rhizogenes K599 (Toutefois, les autres souches d’a. rhizogenes peuvent être utilisés). Ajouter 2 µL de la préparation de plasmide dans 50 µL de cellules electrocompetent et electroporate dans une cuvette de 1 mm avec les paramètres suivants : 1.8 kV, 25 µF et 200 Ω.
- Récupérer des cellules en ~ 500 µL de milieu SOC et agiter à 28 ° C pendant 2 h. plaque sur LB-Spe100 et pousse à 28 ° C pendant 2 jours.
- Effectuer le criblage de colonie comme indiqué dans l’étape 1.7 et utiliser les conditions de la PCR comme dans l’étape 1.3. Faire des stocks de glycérol de clones positifs et les stocker à-80 ° C.
- Utiliser a. rhizogenes culture nourrissait vecteur vide pBGWFS7.0 comme contrôle négatif.
2. A. Rhizogenes transformé des racines velues de l’haricot
- Stériliser les graines de haricot (P. vulgaris CV Jamapa Negro) (environ 20) dans 50 mL d’éthanol à 96 % pendant 1 min et jeter l’éthanol ; Ajouter ensuite 50 mL d’eau de Javel (hypochlorite de sodium) de la 20 % pendant 10 min, avec un mélange constant dans une hotte à flux laminaire. Enlever l’eau de Javel et laver à l’eau stérile excès 3 fois.
Remarque : Les autres cultivars P. vulgaris peuvent être utilisés pour l’induction de racines chevelues. - Faire germer les graines stérilisées sur papier-filtre stérile imbibé de Broughton & Dilworth (B & D) solution22 (tableau 1) pendant 2 jours dans l’obscurité à 28 ° C.
- La veille de la transformation de préparer ce qui suit :
- -Ensemencer sur 150 µL de la culture a. rhizogenes , hébergeant le vecteur binaire (préparé en étapes 1.13 et 1.14) sur solide LB Spe100 et poussent à 28 ° C durant la nuit.
- Remplir un tube de 15 mL avec B & solution D et remplacer le bouchon à vis avec double couche d’aluminium. Cela s’assemble en un tube de verre de 22 cm contenant 10 mL de B & D solution (Figure 2) et autoclave il.
- Le jour de la transformation, assembler les matériaux stériles suivants dans une hotte à flux laminaire : germer les graines de l’étape 2.2, plaque de culture d’étape 2.3.1, tubes de l’étape 2.3.2, eau bidistillée stérile (10 mL), pipettes et pointes de pipette, une pince stérile, et les seringues de 3 mL.
- Utiliser un embout de 200 µL courbé à racler les cellules a. rhizogenes de la plaque dans un tube de microcentrifuge et remettre en suspension dans 1 mL de l’eau stérile double. De même, préparer les hématies vecteur séparément.
- Mélanger les cellules doucement pour remettre en suspension. Ne pas vortexer.
- Faire un trou de 3 mm sur la feuille d’aluminium de l’étape 2.3.2 en utilisant un embout de la pipette stérile des tubes.
- Recueillir les cellules (promoteur ou vector control) de l’étape 2.5 avec la seringue et piquer légèrement l’hypocotyle des graines germées avec la pointe de l’aiguille (Figure 2).
Remarque : Veillez à ce que l’aiguille pénètre (4 à 6 fois) les tissus vasculaires et injecter petit (~ 5 µL) supprime des cellules sur la plaie à des endroits différents autour de l’hypocotyle. - Insérer délicatement les racines des semis injectés dans le trou de 3 mm du tube 15 mL contenant B & solution D. Retourner l’installation entière dans le mL 22 tubes en verre et joint pour conserver l’humidité.
- Incuber les tubes dans une chambre de croissance maintenue à 28 ° C avec 16 h lumière : 8 h photopériode sombre.
Notes : 3-4 jours après l’incubation, les plantes grandissent sur le bord des tubes de verre de 22 mL.
Remarque : Il est important de maintenir le B & solution D constamment dans des tubes de plastique et de verre.
3. promoteur analyse : NIN promoteur Expression dans les Nodules rhizobiennes du haricot commun
- Pour l’induction de nodosités racinaires, inoculer Rhizobium tropici ou Rhizobium etli (qui sont compatibles avec le haricot commun) dans 100 mL de milieu PY (peptone de 0,5 g, 0,3 g d’extrait de levure) additionné de 700 mM CaCl2 et 20 mg mL−1 acide nalidixique. Incuber à 30 ° C pendant 24 h avec agitation à 300 tr/min.
Remarque : Des antibiotiques spécifiques pourraient être utilisés dans le cas de transgéniques Rhizobium. - Les cellules dans une centrifugeuse pendant 3 min à 2 800 x g à la température ambiante de granule et resuspendre dans 10 mL de 10 mM MgSO4. Ajuster le diamètre extérieur de cellules à 0,6 à OD600 par dilution avec du 10 mM MgSO4.
- Inoculer 1-2 mL de la culture (préparée à l’étape 3.2) par plant (promoteur tant vector control) pour induire la croissance des nodules sur les racines velues. Arroser les plantes avec B & solution D azote limité (2 mM KNO3) pour promouvoir la nodulation.
- Selon les besoins expérimentaux, recueillir les racines velues à différents moments. Collecte d’échantillons pour l’étude des cordons d’infection entre 3-5 jours après l’inoculation (dpi).
Remarque : Nodule primordiale et jeunes nodules peuvent être étudiés à 6-9 et 10-12 jours PPP, respectivement. Enfin, les nodules matures et fonctionnels peuvent être étudiées au dpi de 14-21 et des nodules de sénescence à > 28 dpi. - Traiter les nodules racinaires / l’activité des gènes rapporteurs (GUS ou GFP). Analyser l’activité GUS selon le protocole décrit par Jefferson23. Observez GFP sous le microscope de fluorescence. Exciter la fluorescence GFP avec un laser à argon bleu ion (488 nm) et recueillir la fluorescence émise de 510 à 540 nm.
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Representative Results
L’objectif de cette étude était d’évaluer le modèle d’expression spatio-temporelle des nodules spécifiques P. vulgaris NIN. Pour ce faire, une région bp 700 en amont du codon d’initiation traduction du gène NIN est sélectionné et un ensemble d’oligos a été conçu comme l’illustre la Figure 1 a. En utilisant une polymérase de haute fidélité, le fragment de promoteur NIN a été amplifié, isolé (Figure 1 b) et cloné dans la destination vecteur binaire pBGWFS7.0 (Figure 1), grâce à une approche de la porte d’entrée pour produire une fusion transcriptionnelle de la journaliste chimérique GUS-enhanced GFP (pBGWFS7.0/PvNIN::GUS-GFP). La construction de vecteur de pBGWFS7.0/PvNIN::GUS-GFP génère généralement des centaines de clones indépendants. Dépistage de la colonie par PCR avec oligos de gène-spécifique identifie facilement les clones corrects (Figure 2D). Le plasmide PCR positif était que Sanger séquencées avec les oligos promoteur spécifique destiné à vérifier l’authenticité de l’insert.
Maintenir une humidité élevée tout au long de l’expérience est nécessaire pour l’induction de cals et des racines velues. Sur le site de blessant, cals sont habituellement observée 5 à 7 jours (Figure 2J) et ≥ 2 cm poilue racines sont observées à 10 à 12 jours après transformation. La majorité des a. rhizogenes transformé des plantes avec succès pour produire des racines velues en 2 semaines (Figure 2 K). Toutefois, le nombre et la longueur des racines poilues peuvent être variable. Par conséquent, sélectionnez les racines plus vigoureusement croissantes d’analyse et d’autres expériences. L’accise de la racine primaire en coupant la tige à 2 cm en dessous des racines velues et les transplanter dans des pots contenant de la vermiculite stérile (Figure 2 L) ou dans un système de culture hydroponique.
Pour étudier l’expression spatio-temporelle du promoteur NIN nodule spécifique, racines velues ont été inoculés avec r. tropiciet activité GUS a été observée à intervalles réguliers après l’inoculation selon les besoins expérimentaux. L’inoculation avec r. tropici induit une forte expression de GUS dans les racines transgéniques, indiquant que les rhizobiums induit l’expression de NIN dans le haricot commun (Figure 3 a). En outre, des échantillons à 6-9 dpi a montré l’expression GUS dans les cellules de poils absorbants de Rhizobium infectés (Figure 3 b). Primordium de nodules de Phaseolus et des nodules de jeunes et matures a également démontré expression NIN (Figure 3). À tous les stades de la nodulation, aucune telle expression GUS a été observée dans les racines de contrôle vectoriel (Figure 3D, 3E, 3F).
Figure 1 : Aperçu des P. vulgaris NIN structure des gènes et le clonage. (A) A la représentation schématique de la structure des gènes NIN montrant 5' UTR (vert), 4 exons, 3 introns et 3' UTR (rouge) sur le nombre de chromosomes 9 de P. vulgaris. En amont du codon d’initiation de la traduction NIN ATG, montre une région promotrice sur quels oligos ont été conçus. FO, oligo vers l’avant ; RO, oligo inverse ; ATG, codon de début ; TAA, codon stop. (B) PvNIN région promotrice a été amplifiée à partir de fraîchement isolées en utilisant l’ensemble des oligo promoteur spécifique de l’ADN génomique P. vulgaris . M, échelle 1 Kb ; 1, réaction de PCR avec ADNg montrant amplicon taille de 700 bp ; 2, réaction de PCR sans ADNg (-ve contrôle). (C) dépistage des plasmides pENTR/D-TOPO-PvNIN par PCR en utilisant le vecteur spécifique M13 oligos. Insertion correcte ont une bande à 1 024 bp (voie 3-6) et les vecteurs sans insertions aura une bande bp 324 (voie 1 - 2). (D) promoteur carte de vecteur binaire expression utilisée dans la présente étude, le promoteur PvNIN pBGWFS7.0 affichage de vecteur en fusion avec GUS et GFP. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : A. rhizogenes transforme les racines velues du haricot commun. (A) la stérilisé graines de P. vulgaris CV Negro Jamapa germer sur un papier filtre stérile. (B) les graines, manteau enlevé. (C) Tube d’installation pour l’induction de racines chevelues. (D) grattage a. rhizogenes culture (pNIN & contrôle). (E) a. rhizogenes resuspendue dans stérile de la culture de l’eau distillée. (F, G) Injection de cellules bactériennes dans hypocotyles. (H) Tube d’installation aux plantules de Phaseolus injectées avec des cellules bactériennes. (I, J) Cals forment au site blessé dpi 5-7. (K) racines velues dpi 15 (L) excisant les racines pivotantes 2 cm au-dessous du site de l’induction de racines chevelues. (M) Composite plants transplantés dans la vermiculite stérile inoculés avec r. tropici. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Analyse de promoteur de la P. vulgaris NIN dans transgénique P. vulgaris racines. Modèle spatial et temporel d’expression NIN a révélé par une construction de promoterNIN::GUS-GFP dans des racines velues transgéniques incubés avec GUS comme substrat. Images de microscope optique de PvNIN: GUS : (A) racines inoculées avec r. tropici, expression de GUS (B) dans les poils frisés et les jeunes nodules (C). Les images de contrôle (vecteur vide) ne montrant aucune telle expression GUS en (D) racines inoculées avec r. tropici, (E) chicorées poils absorbants et les jeunes nodules (F). RH, les poils absorbants. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Au cours de l’analyse fonctionnelle des gènes, l’étude des modèles d’expression de gène joue un rôle crucial dans la compréhension de la régulation spatiale et temporelle de la gènes in vivo. Une méthode bien connue pour étudier les profils d’expression génique consiste à cloner la région promoteur du gène d’intérêt, en amont des gènes rapporteurs comme gènes de marqueur fluorescent (GFP, DP, etc.) ou de β-glucuronidase. Ici, nous avons sélectionné une région promotrice racine nodule symbiose (RNS) spécifiques du gène de la, NIN, d’étudier les profils d’expression spatio-temporelle dans P. vulgaris au cours de la RNS. La séquence sélectionnée a été clonée en amont aux journalistes GFP::GUS à l’aide de la méthode de la porte d’entrée dans un vecteur d’expression de promoteur.
Nous avons décrit l’expression du promoteur spécifique symbiose dans le système racinaire poilu de P. vulgaris. Le système racinaire poilu a été largement utilisé pour la caractérisation fonctionnelle des gènes, par l’ARN y compris gène démantelez, ectopique expression constitutive de gènes, expression du promoteur et localisation des protéines dans les cultures récalcitrants. Les principaux avantages du système sont qu’il est facile, reproductible et fiable et en même temps pas du travail intensif. Le système racinaire poilu a été adopté avec succès dans d’autres légumineuses telles que G. max24, M. truncatula25, L. japonicus26,,27,28de la tomate, etc., avec les modifications nécessaires. En outre, l’outil pourra être adopté chez d’autres espèces de légumineuses et de non-légumineuse lorsque optimisé pour l' adapté a. rhizogenes strain, méthode d’inoculation et de conditions de croissance.
Il y a beaucoup de paramètres critiques. Tout en sélectionnant la région promotrice, il faut concevoir les oligos qui pourrait amplifier les éléments nécessaires de promoteur, commençant par la région en amont de la sitein début de traduction de la protéine codage de gènes ; promoteur analyse devrait être effectuée à l’aide du logiciel disponible pour recueillir des informations sur les facteurs de transcription liant à la région régulatrice. Prendre soin tout en induisant des racines velues : injecter des semis au stade approprié ; pendant l’injection, s’assurer que l’aiguille ne traverse pas l’hypocotyle ; et de maintenir des conditions d’humidité élevées. En outre, alors qu’il étudiait les profils d’expression promoteur racines velues, les racines velues produites par a. rhizogenes ne transforment pas toujours, et c’est pourquoi il est important de confirmer la nature transformée des racines à l’aide de reporters GFP ou GUS avant d' réalisation d’études d’expression de promoteur. On choisira des souches susceptibles de Rhizobium et les concentrations de Rhizobium devraient être ajustées comme il est indiqué dans le protocole. D’échantillonnage aux stades appropriés après l’inoculation est cruciale pour documenter l’expression spatio-temporelle du promoteur à différents stades de la RNS.
La production de racines chevelues a. rhizogenes transformé est l’un des plus rapides et efficaces des méthodes alternatives pour générer des plantes composites dans P. vulgaris. Ces plantes composites ne peut pas produire de semences transgéniques, mais peuvent produire des racines transgéniques dans les prochains jours. Dans le présent protocole, à la différence des autres méthodes29, les tubes fermés maintiennent une humidité élevée constante afin de promouvoir les racines velues plus vite à 10 jours dpi.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été partiellement soutenu par la Dirección General de Asuntos del Personal Académico, DGAPA/PAPIIT-UNAM (subvention no. IN219916 Maes et IA205117 à M.-K. A) et le Consejo Nacional de Ciencia y Tecnològia (subvention CONACYT no 240614 à M.L.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Primers for qRT-PCR assay | |||
| pNIN Forward | CACC ATA GCT CCC CAA AAT GGT AT | ||
| pNIN Reverse | CAT CTT CCT TCC ACT AAC TAA C | ||
| M13 Forward | GTA AAA CGA CGG CCA G | ||
| M13 Reverse | CAG GAA ACA GCT ATG AC | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| REAGENTS | |||
| pENTR/D-TOPO Cloning Kit | Invitrogen | K243520 | |
| Gateway LR Clonase II Enzyme Mix | Invitrogen | 11791100 | |
| pBGWFS7.0 | Plant systems biology | https://gateway.psb.ugent.be/vector/show/pBGWFS7/search/index/ | |
| Platinum Taq DNA Polymerase | ThermoFisher Scientific | 10966018 | |
| DNeasy Plant Mini Kit | Qiagen | 69104 | |
| PureLink Quick Gel Extraction Kit | ThermoFisher Scientific | K210012 | |
| Platinum Pfx DNA Polymerase | Invitrogen | 11708013 | |
| Certified Molecular Biology Agarose | Bio-Rad | 1613102 | |
| One Shot TOP10 Chemically Competent E. coli | Invitrogen | C404006 | |
| Nacl | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Tryptone | Sigma-Aldrich | T7293-250G | |
| Yeast extract | Sigma-Aldrich | Y1625-250G | |
| Bacteriological agar | Sigma-Aldrich | A5306-1KG | |
| Kanamycin sulfate | Sigma-Aldrich | 60615-25G | |
| Spectinomycin sulfate | Sigma-Aldrich | PHR1441 | |
| Ethyl alcohol | Sigma-Aldrich | E7023 | |
| Bacteriological peptone | Sigma-Aldrich | P0556 | |
| Calcium chloride | Sigma-Aldrich | C1016 | |
| Nalidixic acid | Sigma-Aldrich | N8878 | |
| Magnesium sulfate | Sigma-Aldrich | M7506 | |
| Gel loading solution | Sigma-Aldrich | G7654 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| EQUIPMENT | |||
| Thermocycler | Veriti Thermal Cycler | 4375786 | |
| Centrifuge | Sigma | Sigma 1-14K | |
| Gel documentation unit | Carestream | Gel Logic 212 PRO | |
| MaxQ SHKE6000 6000 Shaking Incubator - 115VAC | Thermo scientific | EW-51708-70 | |
| Plant growth chamber | MRC | PGI-550RH | |
| Horizantal laminarair flow cabinate | Lumistell | LH-120 | |
| Fluorescent microscope | Leica | DM4500 B | |
| Petridish | sym laboratorios | 90X15 | |
| Scalpel Blade | Fisher scientific | 53223 | |
| Falcon 15mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher scientific | 14-959-53A | |
| 22 mL glass tubes | Thomas scientific | 45048-16150 |
References
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