Summary
Synaptiske strømmer kan registreres focally fra visualisert synaptic boutons i Drosophila tredje skikkelsen Larvene nevromuskulær krysset. Denne teknikken gjør det mulig å overvåke aktiviteten til en enkelt synaptic bouton.
Abstract
Drosophila nevromuskulær krysset (NMJ) er en utmerket modell å studere glutamatergic synaptic overføring. Vi beskrive teknikken av fokal macropatch opptak av synaptic strøm fra visualisert boutons på Drosophila larver NMJ. Denne teknikken krever tilpasset fabrikasjon av opptak Mikropipetter, samt en satt mikroskop utstyrt med en høy forstørrelse, langdistanse vann nedsenking mål, differensial forstyrrelser kontrast (DIC) optikk og en fluorescerende vedlegg. Innspillingen elektroden er plassert på en valgt synaptic bouton visualisert med DIC optikk, epi-fluorescens eller begge. Fordelen med denne teknikken er at det tillater overvåking synaptic aktiviteten til et begrenset antall steder av utgivelsen. Innspillingen elektroden har en diameter på flere mikrometer, og release nettsteder utenfor elektrode felgen påvirker ikke betydelig innspilte strøm. Innspilte synaptic strøm har rask kinetics og kan lett løst. Disse fordelene er spesielt viktig for studier av mutant fly linjer med forbedret spontan eller asynkron synaptic aktivitet.
Introduction
Drosophila er en utmerket modell å studere molekylære mekanismer kontrollerer synaptic overføringen. Det nevromuskulære systemet Drosophila er glutamatergic, og derfor Drosophila nevromuskulær krysset (NMJ) kan brukes til å studere bevarte funksjonene i glutamatergic utgivelse. Siden Jan og Jans studie1, tredje skikkelsen Larvene har blitt bredt brukt å studere vakte og spontan synaptic overføring ved å overvåke eksitatoriske krysset potensialer (EJPs) eller strøm (EJCs). EJPs registreres vanligvis intracellulært med en skarp glass mikro-elektrode, og de gjenspeiler aktiviteten til hele NMJ, inkludert alle boutons gjør synapser på gitt muskel fiber.
Derimot kan aktiviteten til et begrenset antall nettsteder av utgivelsen registreres focally ved å plassere en brønnene tips nær neuronal terminaler eller synaptic varicosities. Denne teknikken ble opprinnelig brukt av Katz og Miledi2og fokal ekstracellulære innspillinger har vært vellykket ansatt ved flere NMJ preparater, inkludert frosk3,4,5, musen6 , 7 , 8, krepsdyr9,10,11,12,13,14,15,16og Drosophila17,18,19,20,21,22,23. Denne tilnærmingen ble videreutviklet av Dudel, som optimalisert macropatch recoding elektroder24,25. I Dudels implementeringen samsvar denne teknikken tett løs-patch-klemme metoden26.
Drosophila larver NMJ har klart definerte synaptic boutons transgene linjer med genetisk kodet neuronal fluorescerende koder (se Tabell for materiale) er lett tilgjengelig. Disse fordelene gitt oss til å registrere EJCs og mEJCs fra en valgt synaptic bouton20,21,22. Her beskriver vi denne teknikken i detalj.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. fabrikasjon av opptak elektroder
- trekke glass elektrodene
- Bruk følgende protokoll for microelectrode puller (se Tabell for materiale):
- linje 1: varme 510 trekke - hastighet 30 tid 250; Linje 2: Varme 490 Pull - hastighet 30 tid 250.
Merk: Tidsenheter tilsvarer 0,5 ms per enhet; de andre enhetene er relativ. Verdien av varmen skal justeres for hvert filament etter rampen testen utføres.
- linje 1: varme 510 trekke - hastighet 30 tid 250; Linje 2: Varme 490 Pull - hastighet 30 tid 250.
- Bruk et mikroskop (35 x forstørrelse) for å sikre at den indre diameteren på trakk elektroden i rekken av 7-10 µm ( figur 1A). Lagre kapillærene i tett lukkede beholdere for å hindre støv opphopning.
- Bruk følgende protokoll for microelectrode puller (se Tabell for materiale):
- Brann polering
- brann polsk kapillærene (80-90% av maksimal varme verdien for 1-2 s) bruker en mikro-smi (se Tabell for materiale). Sikre den endelige indre diameteren på polert elektroden 5 µm ( figur 1A) 27.
- Bending
Merk: to bøyninger er laget for å plasser elektroden på muskelen under et objektiv med høyere forstørring.- Bruk apparatet vist i figur 1B. Fikse elektroden i manipulatoren og plasser tuppen over filament, ikke røre det.
- Sett varme verdien til 60-70% av maksimalt og Trykk pedalen på mikro-smi for 1-2 s (se Tabell for materiale) å varme filament. Bruk en L-formet nål forsiktig kongemenn spissen av elektroden ( figur 1B forstørret). Gjør svingen på ca 90 o ( figur 1 c).
- Holde elektroden over flammen av fakkelen for hånd med tang og gjøre andre svingen på avstand av 7-10 mm fra den første svingen og i en vinkel på ca 120 o ( figur 1 c).
figur 1. Siste trinnene av brønnene fabrikasjon. (A) elektroden tips etter trekke og brann polering. (B.1) oppsettet for tips bøye. (B.2) boks området vises forstørret til høyre. Elektroden og filament er løst slik at elektrode spissen er plassert over ledningen og ikke berøre. (C.1) opptak elektroden. (C.2) boks området vises forstørret til høyre. Den første svingen har en vinkel på ca 90 ° grader, og avstanden mellom den første svingen og spissen av elektroden er ca 1 mm. skala bar = 3 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
2. flere forberedende trinn
- forberede heamolymph-lignende (HL3) løsning (mM): 70 NaCl, 5 KCl, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 trehalose, 115 sukrose, 5 HEPES og 1 mM CaCl 2; justere pH til 7.3 - 7.4. holde løsningen i kjøleskapet og gjøre den frisk hver uke.
- Gjøre stimulering Pipetter for flergangsbruk på samme måte som innspilling glass Pipetter for flergangsbruk, bortsett fra det er ikke nødvendig å bøye dem.
Merk: Utarbeidelse av stimulering elektrodene er beskrevet i detalj i 28 og 27. Siste diameter etter brann polering bør være i størrelsesorden 5-7 µm. - Sett inn en stimulering pipette i en microelectrode holder koblet til en sprøyte.
- Produksjon disseksjon plater fra små petri retter (35 x 10 mm) belagt med silikon gummi epoxy (se Tabell for materiale) som beskrevet i 28.
Merk: Silikongummi bør være helt herdet før bruk. - Velg en vandrende tredje-skikkelsen larver og dissekere den som beskrevet i 27 , 28 , 29 , 30.
Merk: For å visualisere boutons, bruke fly belastningen CD8-GFP (se Tabell for materiale)- bruke tang (se Tabell for materiale), plukke 3 rd skikkelsen Larvene fra ampuller.
- Pin larvene, plassere første pin bakre og en annen pin fremre (nær munnen kroker).
- Legge til HL3 løsning.
- Gjøre et kutt med våren saks (se Tabell for materiale) hele veien fra topp pin til nederste på dorsal side næringsplante.
- Pin Larvene filet, plassere 2 ekstra pins på venstre og høyre side av larvene.
- Fjerne guts og tracheas ved hjelp av pinsett.
- Kutte nerver like utenfor det ventrale nervesystemet med våren saks.
3. Elektrisk opptak av EJCs
figur 2. Opptak oppsett. Prøven NMJ festet til silisium belagt Petriskål (pil) er plassert over den bevegelige fasen av oppreist sammensatte mikroskopet epifluorescence evner, et objektiv med høyere forstørring og to micromanipulators. Mikroskopet er stasjonert på en anti-vibrasjon tabell. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
- Innspillingen
- sted Petriskål forberedelser på mikroskopet scenen ( figur 2). Sett inn referanse elektroden i badekaret.
- Fylle opptak elektroden med HL3 løsning. 10 x mål (se Tabell for materiale), dyppe elektroden i badekaret og plassere den over musklene 6 og 7 av abdominal segmentene 2, 3 eller 4 med micromanipulator () (se Tabell for materiale) Figur 3 A.1 og A.2).
- Bytte målet til 60 x (se Tabell for materiale). Fokus på området av interesse epi-fluorescens eller DIC optikk. Plassere elektroden over synaptic bouton ( Figur 3 B.1-3).
- Trykk elektroden svært forsiktig til muskel. Overdrevent press kan skade NMJ eller indusere en økning i spontan synaptic aktivitet. Kontroller tuppen av elektroden ikke tette - hvis det er, erstatte det.
- Slå på forsterkeren, A/D styret og datamaskinen.
- Velge spenning klemme modus på forsterkeren.
- Start oppkjøpet-programmet og velge den ' gapet uten ' modus.
- Observere utseendet på mEJCs på dataskjermen.
- Kontroller at amplituden til mEJCs er i størrelsesorden 0.2 - 0,7 eller
Merk: Mindre EJCs indikerer at innspillingen elektroden har feil eller at det ikke er plassert riktig.
Figur 3. Visualisering av synaptic boutons. (A) A brightfield bilde av en hemi-segmentet under 10 x forstørrelse (A.1) og forstørret eske området viser muskler 6 og 7 (A.2, pilen markerer opptaket elektroden). Skala bar = 50 µm. (B) Synaptic boutons er visualisert i Drosophila linje med en genetisk kodet neuronal markør (CD8-GFP) epi-fluorescens imaging (B.1) eller DIC optikk (B.2). Tas med 60 x mål og filteret kuben for GFP imaging (se Tabell for materiale). Synaptic boutons er merket med piler, og en overlapping av fluorescerende og DIC bilder vises i B.3. Skala bar = 10 µm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
- stimulering
- bruker en micromanipulator, under en visuell kontroll, plasserer stimulering elektroden nær axon innervating abdominal segmenter 2-4.
- Bruk negative trykket ved å dra stempelet på sprøyten koblet til elektrodeholderen, slik at axon trekkes i elektroden ( figur 2).
- Slå på stimulator. Drei knotten på isolasjon-enheten (se Tabell for materiale) å sette en null strøm, og deretter forsiktig øke, til EJCs vises (eller til terskelen er nådd).
- Utføre stimulering i en suprathreshold regime med stimulering gjeldende økt omtrent to ganger, sammenlignet med terskelen for observasjon av EJCs.
Merk: I vår erfaring, slik stimulering intensitet er optimalt å unngå handling potensielle feil og handling potensial avfyring. Hvis EJCs vises på dagens stimulering av 0,2 for eksempel mA, bruke en strøm av 0,4 mA hele eksperimentet.
- Forsegle motstand
- måle segl motstanden i innspillingen macropatch elektroden ved å elektrode motstand slå av forsterkeren til " forsegle test " posisjon. Observere at verdien av segl motstand i GΩ vises i den " gjeldende " vinduet.
- Kontroller segl motstanden er i området på 0,5 - 2 M Ω. Verdier utenfor dette området angir at elektroden ikke riktig polert eller ikke riktig plassert.
- Overvåke segl motstanden hele innspillingen, slik at det forblir konstant gjennom hele eksperimentet.
4. Analyser
- analyser opptak ansette tilpasset for analyse (se Tabell av materialer).
Merk: Vår lab bruker Husets programvare Quantan 31, som er tilpasset for påvisning av EJCs og mEJCs registrert focally ( Figur 4). Denne programvaren inneholder en Gaussian digitalt filter og tillater påvisning av quantal topper i overlappende multi quantal hendelser ( figur 4A). Andre tilnærminger er beskrevet i 17.
Figur 4. Quantal analyse. Påvisning av mEJCs (A) og EJCs (B) Quantan programvare. Begivenheten området er merket i grønt, og topper er markert med rød pilspisser. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Fokal macropatch opptak aktiverer overvåking synaptic aktivitet fra valgte synaptic boutons (figur 5). Når elektroden er plassert på en synaptic bouton (figur 5A, området 1), de innspilte mEJCs (figur 5C, området 1) har en amplituder betydelig overstiger støynivået og skarpe stigende faser (på et sub millisekund område). Når innspillingen elektroden flyttes fra den synaptiske bouton av flere mikrometer (figur 5A, området 2), amplituder av innspilte mEJCs nesten til støynivået (figur 5B, området 2). De innspilte EJCs kan knapt skilles fra støy, og de har forlenget stigende faser (figur 5C, området 2 mot område 1).
Begrenset antall release nettsteder bidra til registrerte EJCs og mEJCs, samt rask kinetics av synaptic strømmene registrert focally, gjør nøyaktig påvisning av utgivelsen hendelser i mutanter med forhøyet synaptic aktivitet. Dette kan være tydelig illustrert ved opptak av mEJCs fra complexin null mutant (figur 6A). Spontan aktivitet er drastisk opphøyet i mutant32, og derfor mEJPs registrert intracellulært overlapper og kan ikke skilles klart fra hverandre (figur 6B), mens fokal opptak22 aktiverer nøyaktig gjenkjenning av spontane utgivelsen hendelser (figur 4A).
Figur 5. Innspillinger av EJCs og mEJCs fra en valgt bouton. (A) å plassere elektroden over en valgt bouton (siden 1) og flytte det fra bouton (siden 2). Bildene viser CD8-GFP merket NMJ visualisert med epi-fluorescens (A.1), registrering elektrode over muskel fiber (A.2), og overlegg (A.3, A.4), med elektroden plassert over området 1 (A.3) eller området 2 ( A.4). skalaen bar = 10 µm. (B) mEJCs innspilt fra bouton (siden 1) er tydelig fra opptak støy og ha rask stigende faser. Derimot mEJCs innspilt fra området 2 pålitelig ikke kan skilles fra opptak støy, deres amplituder reduseres several-fold og de har en lavere tid-kurs. (C) The amplituder av EJCs spilt inn fra bouton (siden 1) overstiger av mange ganger amplituder av EJCs registrert fra side 2, og de har også raskere kinetics. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6. Fokal macropatch versus intracellulær innspillinger. Fokal opptak aktivere nøyaktig påvisning av mEJCs i complexin null mutant (A), mens intracellulær opptak (B) fra denne mutant utstillingen slipp hendelser som overlapper og ikke finner pålitelig. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Drosophila representerer en fordelaktig modell organisme å studere synaptic overføring. Flere opptak konfigurasjoner er brukt på den larver NMJ, inkludert intracellulær opptak av synaptic potensialene, opptak av synaptic strøm med to elektrode spenning klemme33,34og fokus macropatch opptak av synaptic strøm beskrevet her. Sistnevnte teknikken tillater presis kvantifiseringen synaptic overføring på visualisert boutons.
Suksessen til beskrevet protokollen er kritisk avhengig av evnen til å tydelig visualisere området av interesse og tilpasse utarbeidelse av opptak elektroder. Dermed er DIC kvalitetsoptikk, et forstørring vann nedsenking mål med lang arbeidsavstand og tilpasset utstyr for brann polering og bøye av opptak elektrodene kritisk viktig.
Fordelen med denne tilnærmingen er at det tillater overvåke aktiviteten til noen synapser som er plassert under innspillingen elektroden. Det bemerkes imidlertid boutons nær kanten av elektroden kan også bidra til innspilte aktivitet. Det er derfor avgjørende at plasseringen av elektroden, samt segl motstanden, ikke endres under eksperimentet.
Muligheten til å overvåke aktiviteten til en enkelt bouton kan potensielt kombineres med siste bildeteknologi. For eksempel optisk påvisning av aktivitet på enkeltområder aktiv35 kan kombineres med fokal innspillinger av EJCs og mEJC, og dette kan par romlige oppløsningen av optisk midlertidig løsning av elektriske innspillinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Støttet av NIH stipendet R01 MH 099557
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sutter P-97 | Sutter instrument | P-97 | Microelectrode puller |
| Narishige MF-830 | Narishige | MF-830 | Microforge |
| WPI MF200 | WPI | MF200 | Microforge |
| Glass capilaries | WPI | B150-86-10 | Glass capilaries |
| Microtorch 1WG61 | Grainer | 1WG61 | Microtorch |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | SYLGARD 184 | Silicone for dissection plates preparation |
| Dissection pins | Amazon | B00J5PMPJA | Pins for larvae positioning |
| Tweezers | WPIINC | 500342 | Tweezers for placing pins, removing the guts and tracheas. |
| Scissors | WPIINC | 501778 | Scissors for cutting the cuticula of the larvae and nerves. |
| Olympus BX61WI | Olympus | BX61WI | Upright microscope |
| Olympus Lumplan FL N 60x | Olympus | UPLFLN 60X | Microscope objective 60X |
| Olympus UPlan FL N 10x | Olympus | Uplanfl N 10X | Microscope objective 10X |
| Narishige Micromanipulator | Narishige | MHW-3 | Three-axis Water Hydraulic Micromanipulator |
| npi Electronic GmbH ELC-03XS | npi Electronic GmbH | ELC-03XS | Electrophysiological amplifier |
| A.M.P.I Master 8 | A.M.P.I. | Master 8 | Electrical stimulator |
| A.M.P.I Iso-Flex | A.M.P.I. | Iso-Flex | Stimulus isolator |
| TMC antivibration table | TMC | 63-9090 | Antivibration table |
| TMC Faraday cage | TMC | 81-333-90 | Faraday cage |
| Digidata 1322A | Axon Instruments | Digidata 1322A | Digidata |
| Computer | Dell | Dell Dimension 5150 | Computer with Win XP OS |
| Electrode holder | WPI | MEH3SW | Electrode holder |
| Optical filter | Omega optical | XF 115-2 | Filter cube for Green Fluorescent Protein (GFP) detection |
| pCLAMP 8 | Axon Instruments | 8.0.0.81 | Software for signal recording |
| Quantan | In-house software | - | Software for signal processing |
| Canton-S (Wildtype) | Bloomington Stock Center | 64349 | Control fly line |
| cpx SH1 | Generous Gift of J.T. Littleton | - | Complexin knock-out fly line with increased spontaneous exocytosis |
| CD8-GFP | Bloomington Stock Center | 5137 | Fly line with neuronal fluorescent (GFP) Tag |
References
- Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J Physiol. 262 (1), 189-214 (1976).
- Katz, B., Miledi, R. The effect of temperature on the synaptic delay at the neuromuscular junction. J Physiol. 181 (3), 656-670 (1965).
- Macleod, G. T., Gan, J., Bennett, M. R. Vesicle-associated proteins and quantal release at single active zones of amphibian (Bufo marinus) motor-nerve terminals. J Neurophysiol. 82 (3), 1133-1146 (1999).
- Macleod, G. T., Farnell, L., Gibson, W. G., Bennett, M. R. Quantal secretion and nerve-terminal cable properties at neuromuscular junctions in an amphibian (Bufo marinus). J Neurophysiol. 81 (3), 1135-1146 (1999).
- Zefirov, A., Benish, T., Fatkullin, N., Cheranov, S., Khazipov, R.
- Macleod, G. T., Lavidis, N. A., Bennett, M. R. Calcium dependence of quantal secretion from visualized sympathetic nerve varicosities on the mouse vas deferens. J Physiol. 480 (Pt 1), 61-70 (1994).
- Samigullin, D., Bill, C. A., Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Regulation of transmitter release by synapsin II in mouse motor terminals. J Physiol. 561 (Pt 1), 149-158 (2004).
- Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Rab3a-mediated vesicle recruitment regulates short-term plasticity at the mouse diaphragm synapse. Mol Cell Neurosci. 41 (2), 286-296 (2009).
- Atwood, H. L., Parnas, H., Parnas, I., Wojtowicz, J. M. Quantal currents evoked by graded intracellular depolarization of crayfish motor axon terminals. J Physiol. 383, 587-599 (1987).
- Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release, and of entry and removal of calcium. Pflugers Arch. 393 (1), 1-14 (1982).
- Wojtowicz, J. M., Marin, L., Atwood, H. L. Activity-induced changes in synaptic release sites at the crayfish neuromuscular junction. J Neurosci. 14 (6), 3688-3703 (1994).
- Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J Physiol. 241 (1), 69-89 (1974).
- Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J Physiol. 229 (3), 787-810 (1973).
- Worden, M. K., Bykhovskaia, M., Hackett, J. T. Facilitation at the lobster neuromuscular junction: a stimulus-dependent mobilization model. J Neurophysiol. 78 (1), 417-428 (1997).
- Bykhovskaia, M., Hackett, J. T., Worden, M. K. Asynchrony of quantal events in evoked multiquantal responses indicates presynaptic quantal interaction. J Neurophysiol. 81 (5), 2234-2242 (1999).
- Bykhovskaia, M., Polagaeva, E., Hackett, J. T. Mechnisms underlying different facilitation forms at the lobster neuromuscular synapse. Brain Res. 1019 (1-2), 10-21 (2004).
- Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S., Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions, and rat hippocampus. J Neurosci Methods. 61 (1-2), 67-78 (1995).
- Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J Comp Physiol A. 175 (2), 179-191 (1994).
- Pawlu, C., DiAntonio, A., Heckmann, M. Postfusional control of quantal current shape. Neuron. 42 (4), 607-618 (2004).
- Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Synapsin maintains the reserve vesicle pool and spatial segregation of the recycling pool in Drosophila presynaptic boutons. Brain Res. 1178, 52-64 (2007).
- Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Enhancement of the endosomal endocytic pathway increases quantal size. Mol Cell Neurosci. 40 (2), 199-206 (2009).
- Vasin, A., Volfson, D., Littleton, J. T., Bykhovskaia, M. Interaction of the Complexin Accessory Helix with Synaptobrevin Regulates Spontaneous Fusion. Biophys J. 111 (9), 1954-1964 (2016).
- Wong, K., Karunanithi, S., Atwood, H. L. Quantal unit populations at the Drosophila larval neuromuscular junction. J Neurophysiol. 82 (3), 1497-1511 (1999).
- Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflugers Arch. 391 (1), 35-40 (1981).
- Dudel, J. Contribution of Ca2+ inflow to quantal, phasic transmitter release from nerve terminals of frog muscle. Pflugers Arch. 422 (2), 129-142 (1992).
- Marrero, H. G., Lemos, J. R. Loose-Patch-Clamp method. , 2 ed, Humana Press. (2007).
- Wu, W. H., Cooper, R. L. Physiological recordings of high and low output NMJs on the crayfish leg extensor muscle. J Vis Exp. (45), (2010).
- Verstreken, P., Ohyama, T., Bellen, H. J. FM 1-43 labeling of synaptic vesicle pools at the Drosophila neuromuscular junction. Methods Mol Biol. 440, 349-369 (2008).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila larval NMJ dissection. J Vis Exp. (24), (2009).
- Imlach, W., McCabe, B. D. Electrophysiological methods for recording synaptic potentials from the NMJ of Drosophila larvae. J Vis Exp. (24), (2009).
- Bykhovskaia, M. Making quantal analysis more convenient, fast, and accurate: user-friendly software QUANTAN. J Neurosci Methods. 168 (2), 500-513 (2008).
- Huntwork, S., Littleton, J. T. A complexin fusion clamp regulates spontaneous neurotransmitter release and synaptic growth. Nat Neurosci. 10 (10), 1235-1237 (2007).
- Zhong, Y., Wu, C. F. Altered synaptic plasticity in Drosophila memory mutants with a defective cyclic AMP cascade. Science. 251 (4990), 198-201 (1991).
- Delgado, R., Maureira, C., Oliva, C., Kidokoro, Y., Labarca, P. Size of vesicle pools, rates of mobilization, and recycling at neuromuscular synapses of a Drosophila mutant, shibire. Neuron. 28 (3), 941-953 (2000).
- Melom, J. E., Akbergenova, Y., Gavornik, J. P., Littleton, J. T. Spontaneous and evoked release are independently regulated at individual active zones. J Neurosci. 33 (44), 17253-17263 (2013).
