Summary
Microinjeção de zebrafish embriões e larvas é uma técnica crucial mas desafiador, usada em muitos modelos de zebrafish. Aqui, apresentamos uma gama de ferramentas de microescala para auxiliar na estabilização e orientação do zebrafish para microinjeção e a imagem latente.
Abstract
Zebrafish emergiram como um poderoso modelo de várias doenças humanas e uma ferramenta útil para uma gama crescente de estudos experimentais, abrangendo fundamentais da biologia do desenvolvimento através de telas em grande escala de genéticas e químicas. No entanto, muitas experiências, especialmente aqueles relacionados à infecção e modelos de enxerto heterólogo, dependem de microinjeção e imagem latente de embriões e larvas, que são técnicas laboriosas que exigem habilidade e experiência. Para melhorar a precisão e a taxa de transferência de técnicas de microinjeção atuais, desenvolvemos uma série de dispositivos microstructured orientar e estabilizar o zebrafish embriões na fertilização de post 2 dias (dpf) em orientação lateral, ventral ou dorsal, antes do procedimento. Para ajudar à imagem de embriões, criamos um dispositivo simples com canais que orientar 4 zebrafish lateralmente em paralelo contra uma lamela de vidro. Juntos, as ferramentas que apresentamos aqui demonstram a eficácia das abordagens fotolitográfica para gerar dispositivos úteis para a otimização das técnicas de zebrafish.
Introduction
Zebrafish emergiram como um poderoso modelo para muitos campos, a partir de estudos de fundamental biologia do desenvolvimento de grande escala genética e química telas1,2. Rotina manipulações genéticas, tais como a superexpressão do gene, nocaute, CRISPR/Cas9 mutagênese e transgênese dependem de microinjeção de material genético para o zigoto unicelular, que levou ao desenvolvimento de simples, fácil de usar, comercialmente ferramentas disponíveis para orientar e estabilizar os ovos para injeção3. Outras abordagens, tais como transplante e infecção, muitas vezes exigem microinjection em posterior fase de embriões e larvas usando maior calibre capilar agulhas4. No entanto, a utilização de agulhas de calibre maiores apresenta desafios técnicos significativos, como é mais difícil de penetrar o tecido-alvo sem empurrar ou rolando o embrião. Nestas condições, obtendo a água adequada a tensão necessária para estabilizar o embrião enquanto evitando a secagem durante o procedimento é difícil e embriões não pode ser idealmente orientado para injeção no tecido-alvo.
Após microinjeção, é frequentemente útil para embriões injetados para selecionar aqueles que foram injetados com êxito e para capturar imagens do ponto inicial tempo de tela. Para enfrentar estes desafios, desenvolvemos uma gama de dispositivos microstructured que ajudam a estabilizar 2 embriões dpf em várias orientações para microinjeção5e para pós-injeção rápida triagem baseada em imagem.
Para obter uma resolução estrutural suficiente nestes dispositivos, utilizamos técnicas fotolitográfica. Comumente utilizado em indústrias de microeletrônicos e mais recentemente extrapolada para fabricação de microfluidic, essas abordagens podem alcançar estruturas verticais que variam de 1-1.000 µm, numa escala adequada para manipulação de zebrafish embriões e larvas. Todos os dispositivos foram fabricados usando polydimethylsiloxane (PDMS), que é mais barato, robusto fisicamente, biologicamente inerte e transparente.
Matrizes de superfície microstructured (MSAs) foram formatados como blocos de PDMS com uma superfície superior padronizada, análogo dos canais simples em blocos de agarose comumente usado para microinjeção de ovo. Para rastreio pós-injeção, 6 dispositivos de imagem podem ser dispostos em uma padrão com fundo de vidro 6 placa de. Estes dispositivos são projetados para facilitar o carregamento de embriões, enquanto o procedimento de descarga convenientemente permite resgate de embriões específicos, facilitando baseada em imagem abordagens de rastreio de uma forma mais amigável do que aqueles dispositivos anteriormente desenvolvido pela Beebe laboratório6.
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Protocol
Microinjeção de larvas foi aprovada pelo Massachusetts General Hospital Subcomissão de pesquisa cuidado de Animal sob protocolo 2011N000127.
1. dispositivo fabricação
Nota: Todos os computador assistida (CAD) arquivos de desenho utilizados para a concepção de máscaras de fotolitografia descritas aqui (Figura 1) estão disponíveis para download. Consulte tabela de materiais para links.
- Fabrica a bolacha de molde mestre em uma sala limpa de classe 1.000 usando técnicas padrão fotolitográfica7. Para os canais e matrizes de microestrutura, padrão o fotorresiste negativa baseada em epóxi sequencialmente em 3 camadas usando 3 máscaras separadas, de acordo com as instruções do fabricante: 100 µm para as características superficiais, 200 µm para as características médias e 400 µm para as características profundas. Para o dispositivo de imagem, padrão de duas camadas usando 400 µm para as características superficiais e 600 µm para os recursos do fundo.
- Fita a bolacha concluída para a base de um prato de Petri para fundição (Figura 2) de 15 cm.
2. preparação de matrizes de superfície Microstructured - PDMS
- Para tornar utilizáveis dispositivos, elenco polydimethylsiloxane (PDMS), usando a bolacha mestre como um molde. Combine 50 g de monômero PDMS com 5 g de iniciador e misture bem em um plástico, prato de pesagem com um garfo de plástico.
- Despeje a mistura sobre o molde com cuidado.
- Desgaseificar num exsicador de vácuo no 16-25 pol Hg (54-85 kPa) por 1h.
- Para curar o PDMS, asse a 65 ° C, durante pelo menos 3 h. O PDMS deve curar a um sólido, firme, mas flexível.
- Corte cuidadosamente ao redor do dispositivo sobre a bolacha mestre usando um bisturi, certificando-se de manter o contato entre a ponta do bisturi e a superfície da bolacha. Usando fórceps, descasque a réplica PDMS longe da bolacha e a transferência para um limpo cm 10 placa de Petri, lado de recurso para cima (Figura 3).
- Tratar o dispositivo com plasma de oxigênio utilizando um forno de plasma para 35 s para reduzir a hidrofobicidade.
- Cubra com meio de embrião de zebrafish (E3) contendo 168 mg/L de Metanossulfonato de etila 3-aminobenoate (MS-222, pH 7,5). Remover quaisquer bolhas de características mais profundas pelo fluxo de água sobre a superfície do dispositivo usando uma pipeta de transferência.
3. preparação de matrizes de superfície Microstructured - Agarose
- Para fazer um molde negativo de PDMS, primeiro trate um dispositivo PDMS com plasma de oxigênio.
-
Trate o dispositivo PDMS com 1H, 1H, 2H, 2H- Perfluorooctyltriethoxysilane (PFDTS) vapor de silano para criar uma superfície inerte8. Brevemente:
- Coloque o PDMS para ser tratada característica-lado-para cima em uma câmara de vácuo dentro de uma coifa.
- Ao lado do PDMS, coloque um pequeno prato de vidro ou alumínio aberto, e cuidadosamente Pipetar 200 µ l de PFDTS (98% silano) no prato.
Cuidado: Silano PFDTS é altamente volátil, reage violentamente com a água, é inflamável e provoca graves danos de pele e olho no contato. MSDS de leitura em detalhe antes do uso. - Fechar a câmara de vácuo e aplicar vácuo durante 15-30 minutos, ou até que o silano PFDTS é completamente evaporado.
- Coloque o dispositivo em um prato de Petri e usar como um molde para PDMS fresco, preparado como descrito no passo 2.1-2.3.
- Asse a 65 ° C, durante pelo menos 3 h, em seguida, descascar toda a camada de PDMS fresco do dispositivo de tratados e coloque em um prato de Petri fresco. Este então pode ser usado como um molde negativo para converter agarose.
- Para preparar a agarose, ferva uma solução de 2% de baixo coaguladas agarose de temperatura na E3 no microondas até a agarose é totalmente dissolvido.
- Despeje o agarose quente sobre o molde negativo de PDMS e remover quaisquer bolhas no agarose cobrindo o dispositivo por agarose quente fluindo sobre as características de uma pipeta de transferência.
- Uma vez que as bolhas são removidas, refrigere a 4 ° C, para definir o agarose.
- Retire o molde negativo de PDMS por deformar o PDMS de baixo com a mão o bloco de agarose, transferir o bloco de agarose para uma nova placa de Petri e molhado com E3 contendo MS-222.
4. preparação de PDMS dispositivos de imagem
- Para tornar utilizáveis dispositivos, elenco PDMS, usando a bolacha mestre como um molde. 50 g de monômero PDMS aliam 5g de iniciador (o mesmo que usou na etapa 2.1) e misture cuidadosamente em um plástico, prato de pesagem com um garfo de plástico.
- Despeje a mistura sobre o molde com cuidado.
- Desgaseificar num exsicador de vácuo no 16-25 pol Hg (54-85 kPa) por 1h.
- Para curar o PDMS, asse a 65 ° C, durante pelo menos 3 h. O PDMS deve curar a um sólido, firme, mas flexível.
- Corte os dispositivos a bolacha de mestre e um soco para fora de portas usando um soco de 1,5 mm.
- Tratar os dispositivos e um vidro de 6-poços-fundo bem placa com plasma de oxigênio por 35 s, conforme descrito na etapa 2.6.
- Ligação de um dispositivo característica-lado-para baixo para cada lamela de vidro da placa 6-poços, colocando-o sobre uma chapa de 85 ° C por 10 min.
Nota: Para confirmar a ligação bem sucedida, aplique pressão firme ao lado do dispositivo ligado usando fórceps. O dispositivo deve permanecer anexado para a lamela de vidro.
5. Zebrafish cultura
- Embriões de zebrafish cultura para dpf 2 usando técnicas padrão3.
- Dechorionate de embriões utilizando protease fórceps ou 1 mg/mL misturar (veja a tabela dos materiais)3 pelo menos 30 a 60 minutos antes da carga de dispositivo, que permita a endireitar.
- Anestesiar embriões utilizando solução-mãe (168 mg/L) MS-222 (pH 7,5), adicionando 1 mL de 25 X para a E3 em sua placa de Petri.
6. orientação do Zebrafish na superfície Microstructured - matrizes do torrão
- Prepare o bloco PDMS da etapa 2.7 (Figura 3A) em sua placa de Petri, tal que é coberto por uma camada fina (1-2 mm) da E3, que permite a fácil manipulação de embriões.
- Transferi o número necessário de embriões (geralmente de 10-20 por condição) para a superfície do bloco de PDMS utilizando uma pipeta de transferência.
- Usando uma ferramenta de micromanipulação (laço de cabelo ou similar), empurrar os embriões para os divots microstructured (Figura 3A). Uso de divots é particularmente adequado para orientações dorsais e ventrais.
Nota: Para os divots com um apertado caber (dorsal e ventral), tente os embriões de posicionamento na superfície do bloco em paralelo para o guardião e então rolá-los em posição usando um laço de cabelo. A empurrá-los mais profundo para o guardião irá ajudar a mantê-los estáveis.
7. orientação do Zebrafish na superfície Microstructured - canais Microstructured
- Retirar o bloco PDMS estampado com microstructured canais (Figura 3B), utilizando uma pipeta de transferência até que o nível de E3 gotas abaixo da borda do bloco, mas ainda está presente no reservatório e canais e em uma camada fina sobre o PDMS E3.
- Transferi 10 embriões da etapa 5.3 para o reservatório, usando uma pipeta de transferência, tomando cuidado para não transbordar as bordas.
- Usando um laço de cabelo, manipular cada embrião dentro do funil na entrada do canal apropriado e orientar tais que a cabeça do embrião é em direção do canal e o embrião tem a orientação apropriada que entra o canal.
- Deslize cada embrião para baixo o canal usando um laço de cabelo até que ele atinja o orientador microfeatures das paredes do canal que ajudam a mantê-lo no lugar. Utilização de canais microstructured é particularmente recomendada para a orientação lateral.
Nota: Para reduzir o embrião durante a microinjeção, tente ajustar a quantidade de tensão superficial por desenho E3 do reservatório.
8. microinjection de Zebrafish
-
Prepare a agulha microinjeção.
- Fazer conta de vidro de borosilicato agulhas usando um extrator de micropipeta como descrito anteriormente,4. As agulhas resultantes devem ser estreitadas a um ponto em uma extremidade, com um comprimento do atarraxamento de cerca de 10 mm.
- Preparar a solução a ser injetada, no presente caso 100 nM quimiotático (N-Formylmethionine-leucyl-fenilalanina (fMLP) ou o leucotrieno B4 (LTB4)) e 100 nM de 70 kDa tracer de dextrano de rodamina em PBS.
- Carregar 5 µ l de solução para a agulha usando uma pipeta finamente cônico ponta (ver tabela de materiais).
- Monte a agulha em um micromanipulador montado num suporte magnético e conectado a um microinjector de picopump.
- Quebre a ponta da agulha em um ângulo de 45 ° beliscando a ponta cónica com fórceps.
- Ajustar tamanho de injeção em bolus de 1 nL, ajustando o tempo de injeção no controlador de picopump.
- Ajuste o ângulo da agulha microinjeção. Um ângulo da agulha de 45 ° no controlador de micromanipulação geralmente é um bom ponto de partida, com a agulha paralela ao comprimento do embrião. Um ângulo mais íngreme pode ser usado para minimizar o movimento lateral do embrião durante a microinjeção.
- Controlando a placa de Petri com a mão esquerda e o micromanipulador de agulha com o direito, trazer a agulha tão próximo quanto possível para o local pretendido da microinjeção, neste caso a vesícula ótica.
Nota: A vesícula ótica pode ser identificada como o órgão oblongo posterior ao olho contendo dois menores distintas escuras oblongas estruturas (otólitos). - Usando o controlador de micromanipulação, penetrar o tecido-alvo (no caso da vesícula ótica) tal que a ponta da agulha está dentro da vesícula e injetar o volume predefinido utilizando o interruptor de pé picopump.
Nota: Se o tecido resiste à penetração, tente tocar suavemente o botão controlador de micromanipulação. - Para liberar os embriões, fluxo E3 sobre a superfície de cima para baixo usando uma pipeta de transferência, ou agitando o prato tal que os embriões são libertados para a E3 circundante.
- Transferi os embriões para um prato de recuperação da E3 sem MS-222, usando uma pipeta de transferência.
9. seleção de embriões utilizando o dispositivo de imagem PDMS
- Prime o dispositivo da etapa 4.7 por fluxo E3 (+ MS-222) através da porta. Isso pode ser feito usando uma pipeta de 1.000 µ l ou uma pipeta de transferência de ponta estreita.
- Encha o poço com E3 + MS-222, até que o dispositivo é coberto.
- Entrega 4 embriões injetados da etapa 8,7 em cada poço usando uma pipeta de transferência. Embriões podem ser previamente anestesiados se desejado incubando na E3 + MS-222 por 1-2 min antes de carregar (etapa 5.3).
- Usando uma ferramenta de micromanipulação (laço de cabelo ou similar), orientar os embriões nas entradas dos canais de imagem na orientação desejada (posição invertida ou cabeça primeiro, dependendo do dispositivo utilizado) e empurrá-los parcialmente no dispositivo (Figura 4A). Isso ajudará a atraí-los para o dispositivo uniformemente.
- Desenhe E3 através do dispositivo da porta, utilizando uma pipeta de 1.000 µ l ou pipeta de transferência até que os embriões são atraídos para os canais na orientação correta para a imagem (Figura 4B).
Nota: Tenha cuidado para não chupar os embriões além do ponto de interceptação, isto danificará os embriões e alterar sua orientação. - Transferência placa para microscópio de imagem (Figura 4).
-
Imagem usando um microscópio fluorescente invertido.
- Ajuste a ampliação selecionando a lente adequada. 10 X é geralmente uma ampliação útil para imagem latente do zebrafish migração dos neutrófilos.
- Ajuste a intensidade da fonte de luz e tempo de exposição para cada canal para que cada sinal é claro, mas não saturado.
- Capture imagens para cada canal. Aqui, usamos proteína verde fluorescente (GFP, Ex: 470/22, Em: 525/50), Texas Red (TxRed, Ex: 585/29, Em: 628/32) e transmitidos canais. Imagens multicanais podem ser combinadas durante o pós-processamento (Figura 4B-eu).
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Representative Results
A abordagem descrita aqui demonstra o projeto (Figura 1) e fabricação de dispositivos para uso com 2 dpf zebrafish, usando fotolitográfica (Figura 2) e técnicas de macio-litografia (Figura 3). Este método permite testes rápidos de muitas iterações de projeto e as modificações e alterações e otimização de dimensões de microestrutura para uso com zebrafish em outras fases do desenvolvimento podem estender a sua aplicação.
Vamos mostrar o uso desses dispositivos para técnicas de microinjeção desafiador e conveniente de imagem. A vesícula ótica (Figura 4, branco contorno tracejado) fornece um site útil, privilégio imunológico e isolado para testar o recrutamento dos neutrófilos no zebrafish9. Para testar a capacidade dos neutrófilos zebrafish para responder ao padrão quimioatraentes, 100 nM de fMLP e LTB4 foram injetadas nas vesículas ótica de 2 embriões de zebrafish dpf (Figura 4F, J), usando o dispositivo de canal microstructured ( Figura 1) para estabilizar os embriões na orientação lateral. Injeções foram rastreadas com alto peso molecular dextrano rodamina e realizadas em embriões de Tg(mpx:EGFP) para facilitar a visualização de recrutamento dos neutrófilos. Uninjected (Figura 4, H) de embriões e embriões injetados com rodamina sozinho (Figura 4E, eu) foram usados como controles negativos. Após microinjeção, os embriões foram transferidos para o dispositivo da imagem latente do canal (figura 1A, B) e fotografada usando um microscópio fluorescente EVOS (Figura 4), em 30 min e 5 h post injeção (Figura 4- G e Figura 4 H-K, respectivamente). Como esperado, um pequeno número de neutrófilos fluorescentes foram recrutado para a vesícula ótica mock-injetado na Commit inicial (Figura 4I), provavelmente devido ao recrutamento mediada por danos. Curiosamente, o palpador de dextrano rodamina observou-se a acumular-se nos otólitos durante o experimento. Para ambos quimioatraentes (Figura 4F, J), os neutrófilos foram recrutados em números mais altos, particularmente em resposta a LTB4 (Figura 4F).
Os resultados representativos mostrados aqui demonstram o uso bem sucedido desse método para o microinjection e imagem latente de zebrafish. No contexto dos ensaios de recrutamento dos neutrófilos zebrafish, aplicação destas ferramentas em combinação com técnicas detalhadas de imagem ao vivo e de análise de migração celular sofisticado10 pode fornecer uma plataforma útil para futuras experiências neste campo.
Figura 1: desenho design (CAD) de máscaras de fotolitografia assistida por computador. (A-C) Desenho CAD para microstructured divots superfície para posicionamento na lateral (A), ventral (B) e dorsal (C) orientações. Diferentes linhas coloridas representam projetos CAD de máscara para diferentes características, com verde 100 µm, azul 200 µm e alturas de característica vermelho 400 µm. Barra de escala = 500 µm. (D-F) CAD projeto para microstructured canais para posicionamento na lateral (D), ventral (E) e dorsal (F) orientações. Diferentes linhas coloridas representam desenhos de máscara para diferentes características, com verde 100 µm, azul 200 µm e alturas de característica vermelho 400 µm. Barra de escala: 500 µm. (G-eu) design CAD de dispositivos projetados para carregamento de cabeça-primeiro (G) ou cauda-primeiro (H e I) de imagem. As linhas azuis representam 400 µm características, enquanto linhas vermelhas representam 600 µm de recursos. Setas mostram a direção em que as larvas são carregadas. Barra de escala = 200 µm. Esta figura foi modificada de Stephenson et al . 5 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: mestre bolacha Silicone. (A) parte superior da válvula mestra mostra características para orientar as larvas individuais em divots. (B) seção de mestre da bolacha, apresentando desenho para canais microstructured de fundo. Esta figura foi modificada de Stephenson et al . 5 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: dispositivos de PDMS Microstructured. (A) PDMS bloco elenco do mestre da bolacha mostrando divots para orientar as larvas individuais. (B) PDMS bloquear cast de mestre da bolacha mostrando microstructured canais. Esta figura foi modificada de Stephenson et al . 5 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: resultados representativos: recrutamento de neutrófilos zebrafish após entrega de microinjeção de quimioatraentes para a vesícula ótica de imagem. (A-B) Carregamento e montagem de embriões para a imagem latente. (A), o cabeça-primeiro dispositivo com embriões prontos para carregamento, com o porto indicado (seta preta). (B) o carregado embriões depois que eles foram atraídos para a posição (seta amarela). (C) placa de vidro 6-poço fundo com imaging dispositivos no microscópio. Este formato permite que a imagem de 4 lateralmente orientadas para embriões por alvéolo (total de 24 embriões), usando um microscópio invertido padrão. (D-G) Neutrófilos (EGFP-verde) em um uninjected (D) embrião e seguir vesícula ótica microinjection de dextrano rodamina (seta branca vermelha, aberta) sozinho (E), 100 nM LTB4 (F) e 100 nM fMLP (G) 30 min pós injeção (mpi). (H-K) Neutrófilos (EGFP-verde) em um embrião (H) uninjected e 5 h após a vesícula ótica microinjection de dextrano rodamina (seta branca vermelha, aberta) sozinho (eu), 100 nM LTB4 (J) e 100 nM fMLP (K) 5h post (injeção HPI). Barra de escala = 200 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Aqui, descrevemos o uso de dispositivos recentemente desenvolvemos para facilitar 2 dpf zebrafish microinjeção5e introduzir um dispositivo de montagem simples de agarose-livre para a imagem latente conveniente de embriões. Estas ferramentas destacam-se o utilitário de fotolitográfica técnicas para a fabricação de dispositivos úteis para as técnicas de zebrafish.
Encontramos dispositivos MSA particularmente útil para a injeção de células ou partículas propenso a agregação dentro da agulha de microinjeção, como conídios fúngicos ou células cancerosas humanas, que requerem o uso de uma agulha de calibre maior para a entrega. Injeção da vesícula ótica (Figura 4) apresenta um desafio particular, como embriões rolam muitas vezes em contacto com a agulha. Achamos que o uso de canais microstructured que orientar e estabilizar o zebrafish em uma lateral orientação melhorou muito o throughput e a precisão dessa técnica em nossas mãos.
Para a imagem latente rápida de zebrafish lateralmente orientado em pontos de tempo diferentes, tais como avaliação do recrutamento dos neutrófilos ou metástase de enxerto heterólogo, evitar agarose aumentou a consistência de montagem entre os embriões e reduzidas possibilidades de danos durante pós-imagem resgate. Estes dispositivos também mostram a promessa para a imagem latente de lapso de tempo prolongado e tem sido usados para capturar com sucesso multicanais, multiplano imagens com movimento mínimo peixe mais de 12 h. Porque eles não são restringidos pelo agarose, alongamento ativo das larvas durante este período (~ 300 µm de 54-78 hpf)11 é irrestrito e possa prosseguir normalmente.
Os passos mais críticos na preparação e utilização dessas ferramentas são comuns para o uso da maioria dos dispositivos microfluídicos PDMS baseado: dispositivos devem ser completamente molhados e evitar bolhas. Para evitar tais problemas, molhe os dispositivos no E3 imediatamente após eles são fabricados, enquanto a superfície Hidrofilia conferida pelo tratamento de plasma de oxigênio ainda está presente. Re-tratamento com plasma de oxigênio também pode ser usado para restaurar transitoriamente Hidrofilia para dispositivos PDMS envelhecidos.
As geometrias precisas usadas aqui aproveitam a alta resolução de fotolitográfica técnicas, mas o uso de limite atual projetos de zebrafish fertilização o segundo dia pós. Re-design de geometrias baseado na plataforma do atual permitiria orientação bem sucedida de 1 dpf e 3 dpf para o microinjection. Orientação de mais 4 flutuante dpf larvas com natatórias infladas seria provavelmente mais desafiador e exigem geometrias confortáveis em combinação com maior tensão de água. Dispositivos complexos, integração de fluxo ou vácuo podem fornecer uma abordagem alternativa aplicável a uma escala mais larga dos estádios de desenvolvimento, mas também exigiria a utilização de bombas e tubulação, aumentando o custo e o risco de falha do dispositivo.
PDMS é um material econômico, útil para a fabricação de dispositivos como os descritos aqui, fornecendo biocompatibilidade, transparência e capacidade de reutilização. Uma desvantagem do uso de dispositivos PDMS para zebrafish é hidrofobicidade, que pode fazer a manutenção das camadas superficiais da E3 na superfície do dispositivo desafiador. Este problema pode ser evitado, lançando os dispositivos microinjeção em agarose, embora este limita a capacidade de reutilização e aumenta a fragilidade dos dispositivos. Uma alternativa preferencial seria a identificação de um tratamento de superfície biocompatível que aumenta a Hidrofilia de PDMS12, ou a utilização de um substrato plástico apropriado.
Métodos atuais para microinjeção de zebrafish no dpf 2 usam qualquer tensão de água4 ou canais simples conversão em agarose utilizando moldes comerciais para imobilizar e posicionar as larvas. Estas abordagens fornecem controle limitado da orientação e podem ser complicadas por secagem rápida dos embriões. As microestruturas integrados os divots e canais utilizados aqui são projetados para orientar e imobilizar as larvas sem dependendo inteiramente de tensão de água, reduzindo assim o risco de secagem. Divots feitas usando 3D moldes impressos anteriormente têm sido utilizados para orientação de embriões para fins de imagem13, embora a profundidade destes divots tornava inacessível para o microinjection.
Utilização de sistemas microfluídicos para a imagem latente de zebrafish está se tornando cada vez mais comum14.
Vários sistemas de escoamento foram desenvolvidos para permitir a observação do zebrafish desenvolvimento ao longo do tempo com a capacidade de introduzir compostos na demanda15,16,17. Dispositivos mais complexos foram projetados para embriões de matriz ainda dentro seu córion, que fornece uma geometria esférica simples que podem ser facilmente manipulada com relativamente alto throughput nestes sistemas18,19. Vários grupos têm desenvolvido plataformas para põr e imaging zebrafish fase larval em várias orientações6,20, sendo a mais amigável a microbomba passiva "ZEBRA" sistema desenvolvido pelo laboratório de Beebe6 conduzida . Ao contrário do sistema ZEBRA, o dispositivo que descrevemos aqui usa sucção, gerado usando uma pipeta de transferência padrão desenhar as larvas, os canais, enquanto o carregamento paralelo ao invés de sequencial de larvas permite resgate de larvas individuais pós-imagem por aplicar o fluxo positivo através da mesma porta. Além disso, nossa abordagem requer um menor consumo, para que dispositivos PDMS podem ser ligados às placas de 6-poços de vidro convencional-fundo para a imagem latente.
O atual projeto experimental utiliza dispositivos separados para microinjeção e principalmente para que eles podem ser usados com equipamento de microinjeção convencionais e padrão de imagem invertida microscópios. Microfluidic abordagens para microinjection automatizada de ovos de zebrafish já existem21, e em combinação com métodos de tipo de "peixe-armadilha" para põr altamente precisos e orientação de larvas20, é previsível que dispositivos integrar imagem latente e automatizado de injeção larval podem também um dia tornar-se uma realidade.
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Disclosures
Os autores declaram não há conflitos de interesse.
Acknowledgments
Os autores gostaria de agradecer a David Langenau generosamente oferecendo espaço aquário; Eric Stone, John C. Moore e Qin Tang para ajudarem com a manutenção de zebrafish e reagentes e Anne Robertson e Elliott Hagedorn do laboratório de Leonard Zon para adquirir a zebrafish as estirpes utilizadas aqui. Também gostariam de agradecer conselhos sobre técnicas fotolitográfica Octavio Hurtado. FE foi patrocinada por bolsas do Hospital do Shriner para crianças e a associação americana do australiano. Este trabalho foi financiado pelo NIH conceder GM92804.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dow Corning Sylgard 184 Polydimethylsiloxane (PDMS) | Ellsworth Adhsives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | For casting the devices. Kit includes PDMS monomer and Initiator |
| Low gelling temperature agarose | Sigma Aldrich | A9414-10G | For casting agarose devices |
| PFDTS silane | Sigma Aldrich | 448931-10G | For casting of negative PDMS molds |
| Tricaine (MS-222) | Sigma Aldrich | E10521-10G | To anesthetize zebrafish |
| Rhodamine Dextran 70,000 Da | ThermoFisher | D1818 | To trace microinjections |
| Leukotriene B4 (LTB4) | Cayman Chemicals | 20110 | Neutrophil chemoattractant |
| N-Formylmethionine-leucyl-phenylalanine (fMLP) | Sigma Aldrich | F3506-50MG | Neutrophil chemoattractant |
| 15 cm Petri dish | Fisher scientific | 08-757-148 | For Casting from the master wafer |
| Glass-bottom 6-well plates | MatTek | P06G-0-20-F | For imaging devices |
| Borosilicate glass microcapillaries | World Scientific Instruments | TW-100-4 | For microinjection needles |
| Transfer pipettes | Sigma Aldrich | Z350796 | For transferring zebrafish embryos |
| Microloader tips | Fisher scientific | E5242956003 | For loading the microinjection needles |
| Harris Uni-Core 1.5 mm punch | Ted Pella Inc. | 15111-15 | To punch ports in PDMS imaging devices |
| No. 11 Scalpel | Fine Science Tools | 10011-00 | For cutting PDMS |
| Dumont No. 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-10 | For dechorionating embryos and breaking microinjection needle tips |
| Marzhauser Micromanipulator | ASI | MM33-R | For manipulating microinjection needle |
| Magnetic stand | MSC | SPI - 87242624 | For mounting micromanipulator |
| MPPI-3 Picopump controller | ASI | MPPI-3 | To control microinjection volume and timing |
| EVOS inverted fluorescent microscope | ThermoFisher | EVOS FL | To image injected embryos |
| Dissecting microscope | Nikon | SMZ745 | For visualizing microinjecion |
| AutoCAD software | Autodesk | Download AutoCAD files from: https://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.4282853 and on the ZFIN community protocols wiki page: https://wiki.zfin.org/display/prot/ZFIN+ Protocol+Wiki |
References
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