Summary
Petite animale irradiation a été habituellement faite dans le passé, sans la possibilité de cibler un volume des tumeurs bien délimitées. Le but était d’imiter le traitement du glioblastome humain chez les rats. En utilisant une plate-forme petit animal de l’irradiation, nous avons effectué irradiation conformationnelle 3D guidée par MRI avec base de PET sous volume stimuler dans un cadre préclinique.
Abstract
Pendant des décennies, recherche de petits animaux rayonnement principalement s’est déroulée à l’aide de configurations expérimentales assez brutes, appliquant des techniques simples de faisceau unique sans la capacité de cibler un volume tumoral spécifique ou bien défini. La livraison de rayonnement a été réalisée à l’aide de sources de rayonnement fixe ou accélérateurs linéaires produisant des rayons x megavoltage (MV). Ces dispositifs sont incapables d’atteindre submillimétrique précision requise pour petits animaux. En outre, les fortes doses livré à saine évaluation environnante de la réaction du panier de tissu. Pour augmenter la traduction entre petites études sur les animaux et les humains, notre but était d’imiter le traitement du glioblastome humain dans un modèle de rat. Pour activer une irradiation plus précise dans un cadre préclinique, récemment, des plates-formes de recherche guidée par l’image de rayonnement animaux petite précision ont été développés. Similaire aux systèmes humains de planification, planification sur ces micro-irradiateurs le traitement repose sur la tomodensitométrie (TDM). Cependant, faible contraste des tissus mous sur CT le rend très difficile de localiser les cibles dans certains tissus, comme le cerveau. Par conséquent, incorporant l’imagerie par résonance magnétique (IRM), qui a un excellent contraste des tissus mous par rapport aux CT, permettrait une délimitation plus précise de la cible pour l’irradiation. Dans les dernières techniques d’imagerie biologique aussi dix ans, comme la tomographie par émission de positrons (PET) acquise intérêt pour l’orientation de rayonnement thérapie traitement. PET permet de visualiser par exemple, la consommation de glucose, acides aminés transport ou hypoxie, présent dans la tumeur. Ciblant les parties très prolifératives ou résistant à la radio de la tumeur avec une dose plus élevée pourrait donner un avantage de survie. Cette hypothèse conduit à l’introduction du volume des tumeurs biologique (BTV), outre le volume cible brut conventionnel (GTV), volume cible clinique (CTV) et volume (PTV) de la cible prévue.
Le laboratoire d’imagerie préclinique de l’Université de Gand, un micro-irradiateur, un petit animal animal de compagnie et un petit animal de 7 T MRI sont disponibles. L’objectif était d’incorporer l’irradiation guidée par MRI et PET-guidé sous volume augmentant dans un modèle de rat de glioblastome.
Introduction
Gliome est la plus courante et la plus agressive des tumeurs malignes du cerveau chez l’adulte avec une survie médiane de 1 an malgré les modalités actuelles de traitement. La norme de diligence comprend maximale résection chirurgicale suivie de combiné radiothérapie externe (RT) et témozolomide (TMZ), suivie d’entretien TMZ1,2,3. Depuis l’introduction du TMZ maintenant plus de 15 ans, aucune améliorations significatives n’ont été apportées dans le traitement de ces tumeurs. Par conséquent, la mise en œuvre de nouvelles stratégies thérapeutiques est urgent mais doit être tout d’abord étudié dans des modèles de thérapie de cancer animal petit (pour la plupart des souris et des rats). Modèles de rongeurs porteurs de tumeur permet d’étudier l’efficacité des protocoles de radiations nouvelles et complexes, éventuellement combiné avec d’autres agents de traitement (nouveau), pour évaluer la réaction de rayonnement ou d’enquêter sur les agents de radio-protection. Un avantage majeur de recherche préclinique de rayonnement est la capacité de travailler dans des conditions expérimentales contrôlées à l’aide de grandes cohortes résultant avec un rendement de données accéléré en raison de l’espérance de vie plus courte des rongeurs. Les résultats précliniques doivent ensuite être traduites en un essai clinique d’une manière beaucoup plus rapide et plus efficace que l’actuelle pratique4.
Expériences de petits animaux rayonnement dans les dernières décennies généralement réalisées à l’aide de sources de rayonnement fixe5,6,7, p. ex., 137Cs et 60Co, isotopes, ou linéaires accélérateurs à usage clinique humaine, appliquant un champ de rayonnement unique avec MV rayons x6,8,9,10,11. Toutefois, ces appareils ne parviennent pas à précision submillimétrique, ce qui est nécessaire pour les petits animaux12. En outre, MV radiographies ont caractéristiques inadaptées pour irradier les petites cibles, comme une accumulation de dose à l’interface air-tissu dans la région de l’entrée de la poutre avec une certaine mesure l’ordre de l’animal lui-même taille4,6 ,8,9,10,11. Ce dernier rend assez difficile à administrer une dose uniforme à une tumeur tout en épargnant qui entoure le cerveau normal tissus4,8,9,10,11. Par conséquent, on ignore à quelles études animales actuel de mesure sont encore pertinentes pour moderne RT pratique12. À cet égard, récemment mis au point en trois dimensions (3D) conforme petits animaux micro-irradiateurs sont prometteuses pour combler le fossé technologique entre 3D guidée par l’image RT techniques avancées, telles que la radiothérapie intensité modulée (IMRT) ou des arcs utilisés chez les humains et les actuels petits animaux irradiation4,13. Ces plates-formes font usage d’une source de rayons x kilovoltage (kV) pour obtenir penumbras forte et pour éviter l’accumulation de dose. Ces plateformes incluent un stade commandé par ordinateur pour l’animal, positionnement, un kV source de rayons x pour l’imagerie et de radiothérapie, d’une Assemblée de rotation portique pour permettre la livraison de rayonnement de différents angles et un système de collimation de façonner le faisceau de rayonnement 4. en 2011, un micro-irradiateur a été installé dans le laboratoire d’imagerie préclinique de l’Université de Gand (Figure 1). Ce système est similaire à une radiothérapie humaine moderne pratique et permet une grande variété d’expériences précliniques, tels que la synergie des rayonnements avec d’autres thérapies, les schémas complexes de rayonnement et des études Poussée sous-objectif guidée par l’image.
Planification sur ces micro-irradiateurs du traitement repose sur la CT, ce qui équivaut à la planification des systèmes14,15. Pour l’imagerie CT, un détecteur de rayons x embarqué est utilisé en combinaison avec le même tube à rayons x kV qui est utilisée pendant le traitement. L’imagerie CT est utilisé car il permet un positionnement précis des animaux et fournit les renseignements nécessaires pour les calculs de dose de rayonnement individuels via la segmentation. Toutefois, en raison du faible contraste des tissus mous dans CT d’imagerie, de tumeurs dans le cerveau des petits animaux, comme les gliomes de haut grade, ne peut pas être facilement délimitées. L’incorporation de l’imagerie multimodale est donc nécessaire pour une délimitation du volume cible précis. Par rapport aux CT, MRI fournit largement supérieur contraste des tissus mous. Cela le rend beaucoup plus facile de visualiser les limites de lésion qui seront traduira par une délimitation beaucoup mieux du volume cible, aidant à mieux irradier la lésion et éviter entourant les tissus, comme le montre Figure 24, 16. Un autre avantage est que l’IRM utilise des rayonnements non ionisants, à la différence de CT qui est à l’aide de rayonnements ionisants. Les principaux inconvénients de l’IRM sont les délais d’acquisition relativement longs et des coûts opérationnels élevés. Il est important de noter que l’IRM ne peut servir pour les calculs de dose, car ils ne fournissent pas les informations de densité électronique requis, bien que les progrès dans ce domaine, aussi avec le développement récent de M.-LINACS. À ce titre, un ensemble de données combinée CT/IRM est la méthode de choix pour la planification de l’irradiation des gliomes malins, contenant les informations requises pour le ciblage (IRM basée sur les volumes) et pour les calculs de dose (densité électronique axée sur le CT).
Pour diminuer l’écart entre les petite animale irradiation et clinique au quotidien, MRI a clairement besoin d’être intégré dans le flux de travail de la micro-irradiateur, nécessitant un enregistrement correct entre IRM et CT, ce qui est loin d’être négligeable. Dans cet article, notre protocole pour l’irradiation conformationnelle 3D guidée par MRI de F98 glioblastome chez le rat est discutée, qui a été récemment publié17.
Bien qu’intégrant CT et IRM dans le workflow de l’irradiateur-micro est un pas en avant dans la recherche de petits animaux irradiation, ces techniques d’imagerie anatomiques ne permettent pas toujours une définition complète du volume cible. Des changements pathologiques dans le cerveau sur le CT et IRM sont caractérisés par la teneur accrue en eau (oedème) et la fuite de la barrière hémato - encéphalique ou amélioration du contraste. Toutefois, les-l’amélioration du contraste et des zones hyper intense sur l’IRM pondérées en T2 ne sont pas toujours une mesure précise de l’étendue de la tumeur.Les cellules tumorales ont été détectés bien au-delà des marges d’amélioration du contraste12. En outre, aucune de ces techniques peut identifier les parties plus agressives au sein de la tumeur, qui peut être responsable de la résistance thérapeutique et une récidive tumorale. Par conséquent, des informations complémentaires des techniques d’imagerie moléculaires comme animal peut avoir une valeur ajoutée pour RT cibler définition du volume car ces techniques permettent de visualiser les voies biologiques in vivo12,18, 19.
En 2000, Ling et coll. a introduit le concept du volume cible biologique (BTV) en intégrant l’imagerie anatomique et fonctionnelle dans le workflow de radiothérapie, conduisant à ce qu’ils appelaient la radiothérapie conformationnelle multidimensionnelle20. Cela crée la possibilité d’améliorer le ciblage en livrant une dose non uniforme à une région cible en utilisant par exemple des images de PET de dose. La plus utilisée pour la mise en scène de tumeur traceur PET et pour surveiller le traitement réponse est fluor-18 (18F) étiqueté fluorodésoxyglucose (FDG), qui visualise le métabolisme de glucose21. Cancer de la tête et du cou, les études antérieures ont montré que l’utilisation de 18F-FDG PET a conduit à une meilleure estimation du volume de tumeur réelle, telle que définie par les spécimens pathologiques, comparées avec CT et MRI22. Dans le cerveau primitif, où FDG n’est pas utile en raison du signal de fond très fort du cerveau normal, acides aminés, tels que 11C-méthionine et, plus récemment, 18F-fluoroetthyltyrosine (FET), les tumeurs ont été étudiés pour GTV délimitation avec des différences souvent marquées entre acides aminés TEP et IRM à base GTVs23. Cependant, aucun essai prospectif étudie la signification de cette découverte n’a été réalisée encore. Dans cette étude, nous avons choisi l’acide aminé traceur 18F-FET et l’hypoxie traceur 18F-fluoroazomycin-arabinoside (18F-FAZA). 18 F-FET et 18F-FAZA ont été choisis parce qu’une augmentation de l’absorption d’acides aminés est fortement corrélée avec le taux de prolifération des tumeurs GB, tandis que l’absorption d’une hypoxie PET-traceur est corrélée avec une résistance à de radiothérapie (chimio)18 , 23. sous volume stimuler à l’aide de l’irradiateur-micro a été optimisé en donnant une dose de rayonnement supplémentaire à une partie définie par l’animal de la tumeur F98 GB chez les rats.
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Protocol
L’étude a été approuvée par le Comité d’éthique pour l’expérimentation animale (DPE 09/23 et DCE 12/28). Tous les détails commerciaux se trouvent dans la Table des matières.
1. F98 GB Rat modèle cellulaire
- Les cellules F98 GB, a obtenu de l’ATCC, en monocouches utilisant de Dulbecco milieu Eagle modifié, sérum de veau 10 %, 1 % la pénicilline, streptomycine 1 %, 1 % L-glutamine et 0,1 % amphotéricine b, de la culture et le placer dans un incubateur à CO2 (5 % de CO2 et 37 ° C).
- Ensemencer les cellules de gliome dans le cerveau des rats Fischer F344 femelles (poids de 170 g).
- Utiliser des instruments stériles et porter des gants stériles en tout temps.
- Anesthésier les rats en injectant un mélange de kétamine 74 mg/kg et de 11 mg/kg intrapertioneally de xylazine (IP) avec une seringue à insuline (1 mL, 29 G). Confirmer l’anesthetization en l’absence de réponse pour le réflexe de retrait du membre. Immobiliser les rats dans un appareil stéréotaxique à l’aide de points de fixation pour nez et oreilles. Place un œil carbomer gel pour prévenir le dessèchement des yeux sous anesthésie.
- Râper le rat de la hauteur des yeux à l’arrière du crâne et désinfecter la peau avec la povidone iodée.
- Exposer le crâne à travers une incision médiane de cuir chevelu de 2 cm et faire un trou de 1 mm (diamantées) 2 mm postérieur et 2,5 mm latéral pour le bregma dans l’hémisphère frontal droit.
- Insérer une aiguille stereotactically guidée de l’insuline (29 G) et injecter 5 µL de la suspension cellulaire (20 000 cellules de F98 GB) 3 mm de profondeur à l’aide d’un contrôleur de pompe microseringue (paramètres : injecter (I50), débit 1 nL/s (001 SDN)).
- Retirer la seringue lentement et refermer l’incision avec de la cire de l’OS. Suture de la peau et désinfecter avec povidone-iode.
- Stabiliser la température du corps de l’animale après la chirurgie en utilisant une lampe rouge. Surveiller l’éveil du rat jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne pas retourner l’animal à la compagnie des autres animaux jusqu'à ce que complètement guéri. Garder tous les animaux dans des conditions contrôlées pour l’environnement (cycles normaux de lumière/obscurité 12 h, 20-24 ° C et humidité relative de 40 à 70 %) avec de l’eau et nourriture ad libitum. Assurez-vous de suivre de près les animaux en surveillant leur poids corporel, alimentation, prise d’eau et leur activité et un comportement normal. Utilisez une dose létale de pentobarbital sodique pour euthanasier les animaux (160 mg/kg), si on observe une diminution du poids corporel de 20 % ou lorsque le comportement normal détériore gravement (p. ex., manque de toilettage).
2. confirmation de la croissance tumorale
NOTE : Évaluer la tumeur croissance 8 jours après l’inoculation à l’aide de l’IRM pondérées en T2, MRI de renforcement du contraste dynamique (DCE-MRI) et renforcement du contraste de MRI pondérées en T1. Lorsque la tumeur atteint une taille de 2,5 x 2,5 x 2,5 mm3, sélectionnez le rat pour la thérapie.
- Tout d’abord, connectez une aiguille de 30 G à un tube de 60 cm de longueur, qui est placé par voie intraveineuse dans la veine caudale latéral. Anesthésier les rats à travers un cône de nez à l’isoflurane 2 % mélangé avec de l’oxygène (0,3 L/min). Confirmer anesthetization lorsque les rats ne répondent pas au réflexe retrait du membre. Couvrir les rats avec une couverture chauffée et placez-les dans le lit de MRI. Utiliser un gel ophtalmique de carbomer pour prévenir le dessèchement.
- Placer le lit dans le support avec une bobine de surface de cerveau rat fixe et le lit dans une bobine émettrice de 72 mm rat tout le corps.
- Effectue une recherche d’alignement de piste suivie d’une analyse d’écho de spin pondérées en T2 pour évaluer la croissance tumorale. Détails de séquence T2-MRI : TR/TE 3661/37,1 ms 109 µm de résolution dans le plan isotrope, tranche épaisseur 600 µm, 4 moyennes, TA 9 min 45 s.
- Si la tumeur est confirmée sur l’acquisition de pondérées en T2, injecter un agent de contraste contenant du gadolinium dans la tubulure intraveineuse placée (agent de contraste MRI ; 0,4 mL/kg) 30 s après le début de l’acquisition de DCE-MRI. Acquérir DCE-MRI pendant 12 min à l’aide d’un fast-bas angle tourné la séquence (FLASH) en une seule tranche (tranche 1 mm d’épaisseur). Utilisez une résolution spatiale dans le plan (312 µm2) et une résolution temporelle de 1,34 s.
- À l’aide de l’outil d’analyse de séquence image, sélectionnez une région d’intérêt (ROI) dans la région de tumeur présumée pour tracer l’intensité du signal au fil du temps. Par la suite, analyser la forme de la courbe résultante de DCE pour confirmer la présence de glioblastome (Figure 3).
- Enfin, acquérir une séquence contraste accentué pondérées en T1 écho de spin. Détails de séquence T1-MRI : TR/TE 1539/9,7 ms, 117 µm de résolution dans le plan isotrope, tranche épaisseur 600 µm 3 moyennes, TA 4 min 15 s. typique contraste accentué M. pondérées en T1 images sont affichées à la Figure 2.
- Après avoir finalisé les séquences pondérées en T1, l’animal peut réveiller sous surveillance continue, jusqu'à ce qu’il regagne la pleine conscience.
3. l’imagerie multimodalité pour la sélection du Volume cible
Remarque : Pour pouvoir effectuer le guidage MRI 3D irradiation conformationnelle du rat F98 GB modèle avec volume sous guidage PET stimuler, 3 imagerie besoin de modalités à accomplir. Tout d’abord, injecter le radiotraceur, puis effectuer le MRI au cours de l’incorporation du traceur, effectuer ultérieurement une acquisition statique de PET et un traitement planification CT.
- Anesthésier les animaux à l’aide d’un cône de nez à l’isoflurane 2 % mélangé avec de l’oxygène (0,3 L/min). Confirmer anesthetization lorsque les rats ne répondent pas au réflexe retrait du membre. Utilisez un gel de carbomère ophtalmique pour prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie.
- Insérer un cathéter (26 G) dans la veine caudale, ce qui permet l’injection du traceur radioactif de 37 MBq de PET dissoute dans une solution saline de 200 µL. Injecter soit 18F-FET ou 18F-FAZA, 30 min ou 2 h avant l’acquisition de PET, respectivement.
- Injecter par voie intraveineuse agent de contraste de MRI (0,4 mL/kg) dans la veine caudale utilisation du cathéter 15 min avant l’acquisition de l’animal.
- Placer les rats sur un interne fait le lit de la multimodalité et les fixer avec des attaches auto-agrippante, maintenir une position fixe au cours de l’imagerie et micro-irradiation (Figure 1).
- Difficulté trois marqueurs de multimodalité (capillaires remplis d’eau), dessous, au-dessus et sur le côté droit du crâne. Placer le rat, toujours fixé sur le lit de la multimodalité, du scanner MRI in animaux, difficulté de la bobine surface de cerveau de rat et ce set-up dans une bobine de dans tout l’organisme émetteur de rat de 72 mm. Effectue une recherche d’alignement de piste suivie d’une séquence de contraste accentué pondérées en T1 écho de spin.
- Le transport de l’animal pour effectuer une 18F-FET ou 18acquisition de F-FAZA PET. Acquérir une TEP statique de 30 min en mode liste. Scan devrait être acquise soit 30 min après l’injection de 18F-FET ou 2 h après l’injection de 18F-FAZA.
4. planification du traitement RT
- Utiliser le traitement préclinique planification système (PCTPS) pour la planification du traitement. Importer la planification CT dans la PCTPS et manuellement des segments de cette image de CT en trois classes de différents tissus : OS, tissus mous et l’air. Cette segmentation manuelle repose sur la définition des trois différents seuils de gris-valeur sur le CT de planification. Ces seuils de gris-valeur sélectionnées manuellement doivent être choisies telles que l’air dans le cerveau est absent et que l’épaisseur osseuse du crâne n’est pas nulle. Une fois ces seuils sont définis, la densité matérielle est attribuée par la PCTPS des os, des tissus mous et l’air (Figure 4).
- Si seulement les conseils de MRI sont nécessaires, charger l’IRM et co s’inscrire avec le CT de planification à l’aide de la PCTPS.
- Utilisez des transformations de corps rigide (trois translations et trois rotations), les marqueurs de la multimodalité et le crâne. En superposant l’intensité du signal accrue du crâne sur CT avec signal noir sur l’IRM, une fusion précise peut être obtenue (Figure 5).
- Sélectionnez la cible pour l’irradiation dans le centre de la tumeur amélioration de contraste à l’IRM pondérées en T1, voir Figure 6 et Figure 7.
- Lorsque des informations supplémentaires de PET doivent être incluses, comprennent un enregistrement co CT/MRI/PET en utilisant le logiciel de quantification d’images biomédicales (BIQS).
- Utilisez l’outil de contournage dans le BIQS pour atteindre la fusion d’image TEP/IRM (Figure 8). Après co-enregistrement, sélectionnez la cible dans le centre de l’absorption accrue de traceur de PET dans la BIQS (Figure 9) et entrer les coordonnées manuellement dans le PCTPS en utilisant les transformations suivantes : X → -X et Y → Z → Z -Y.
- Sélectionnez la dose prescrite, le nombre d’arcs, position de l’arc, plage de rotation des arcs et la taille de collimateur (Figure 10).
- Pour guidage de MRI RT, utilisez les paramètres suivants : une dose prescrite de 20 Gy, 3 arcs positionnés au canapé angles de-45 °, 0 ° et 45 ° avec des rotations d’arc de 120 ° et une taille de collimateur de 5 x 5 mm.
- Pour PET-MRI-guidé RT, utilisez les paramètres suivants : une dose prescrite de 20 Gy à l’aide des 3 arcs et un collimateur de 5 x 5 mm et extra 5 Gy pour Sub volume Booster à l’aide de 3 arcs non coplanaires et un collimateur de 1 x 1 mm. Sélectionnez une rotation de 120 ° pour tous les arcs tout en changeant la position du divan (-45 °, 0 ° et 45 °).
- Calculer la répartition de la dose au sein de l’animal et les paramètres de réalisation de faisceau pour livrer la dose prescrite à la cible à l’aide de la PCTPS. Avant irradiation réelle, tester les rotations de l’arc aux positions canapé différentes afin d’éviter toute collision lors de l’irradiation.
- Pour l’irradiation réelle, sélectionnez un filtre de 0,15 mm cuivre, régler la tension des rayons x à 220 kV, définir la radiographie courant pour 13 mA et la position du collimateur de droite sur le portique. Exécuter la RT en transférant les paramètres de livraison approprié de faisceau de le PCTPS à l’irradiateur-micro.
- Au cours de ces procédures, le rat est maintenu sous anesthésie isoflurane continue (2 % isoflurane, mélangé avec de l’oxygène 0,3 L/min). Après l’exécution de l’arc en dernier, l’animal peut réveiller sous surveillance continue, jusqu'à ce qu’il regagne la pleine conscience.
5. dose Volume histogrammes (DVHs)
Remarque : Pour comparer la dose réelle envoyée pour les volumes cibles de tumeur et le tissu cérébral normal environnant, calculer DVHs.
- Dessiner un volume d’intérêt (VOI) autour de la tumeur et le cerveau normal sur les pondérées en T1 contraste accentué M. images pour calculer la dose moyenne, maximale et minimale (Figure 11).
- Comme un substitut pour la maximale, moyenne et la dose minimale pour le volume de la tumeur et le volume de tissu cérébral normal, calculer la D2, D50et D90. D représente la dose reçue par x % du volume, précédé de l’indice et peut être dérivé du DVH qui en résulte.
6. TMZ et chimiothérapie Sham
- Pour simuler le traitement du glioblastome chez les patients, administrer une chimiothérapie concomitante à l’aide d’injections d’IP de 29 mg/kg, que TMZ dissous dans une solution saline avec 25 % de diméthylsulfoxyde (DMSO) une fois par jour pendant 5 jours à partir du jour de l’irradiation24, 25. utilisation 1 mL, seringue à insuline à administrer l’injection 29 G.
- Pour le groupe témoin, administrer l’injection de l’étape 6.1 sans TMZ.
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Representative Results
Pour imiter la méthodologie de traitement humain pour l’irradiation des glioblastomes dans un modèle préclinique, inclusion de radiothérapie guidée par MRI a été nécessaire. À l’aide de la PCTPS et l’interface micro-irradiateur, nous étions en mesure d’irradier F98 glioblastome chez les rats avec plusieurs arcs non coplanaires conformes ciblant la région contraste accentué le MRI pondérées en T1,17. Les transformations du corps rigide en combinaison avec un lit de multimodalité ont été utilisées pour l’enregistrement d’image entre IRM et planification CT. L’isocenter pour l’irradiation a été sélectionné dans le centre de la région de contraste accentué tumeur à l’IRM pondérées en T1 (Figure 7).
Les distributions de dose et DVHs cumulatives de la dose de moyenne, minimale et maximale du volume cible et le volume de tissu cérébral normal ont été calculés pour cinq différents animaux (Figure 12). Basée sur la similitude avec le protocole clinique d’irradiation et une répartition de la dose optimale, un plan de dose à l’aide de trois arcs non coplanaires a été sélectionné. Application de ce dernier, 90 % du volume cible a reçu la dose voulue, tout en réduisant la dose de tissu cérébral normal17.
Après avoir confirmé la faisabilité de l’irradiation MRI-guidé du modèle F98 rat glioblastome, nous avons essayé d’incorporer à base de PET sous volume augmentant dans le workflow préclinique pour la planification de la RT. Nous avons pu combiner 3 modalités d’imagerie, effectuant tout d’abord, MRI, puis animal, et enfin CT tandis que le rat est fixé sur un lit de multimodalité en interne (Figure 1). Co-Registration de ces modalités, nous avons utilisé le BIQS, ce qui permet beaucoup plus d’outils pour rigide correspondant (Figure 8). Appliquer une transformation simple, les MR et PET basés isocenter (Figure 9) pourrait être transférée à le PCTPS. Figure 13, l’IRM et la base de PET isocenter pour l’irradiation après calcul de la dose dans la PCTPS sont divulgués. Pour irradier tout le volume de contraste d’amélioration, nous avons sélectionné un collimateur de 5 x 5 et trois arcs de rotation de 120 °. Pour stimuler la partie de la tumeur plus métaboliquement active identifiée le 18F-FET PET ou le composant de tumeur hypoxique plus identifié le 18F-FAZA PET, une dose de 5 Gy a été sélectionnée et envoyée à l’aide d’un collimateur de 1 mm de diamètre. Encore une fois, les 3 arcs tournante 120 ° sont appliquées.
Figure 1 : Micro-irradiateur intégrant un tube à rayons x kV, un portique tournant, une étape robot contrôlé par ordinateur, un système de collimation à la forme du faisceau et un détecteur à panneau plat CT. L’animal est placé sur un lit de multimodalité PVC épaisseur de 4 mm pour empêcher les mouvements entre les multiples acquisitions d’imagerie, notamment une IRM, suivie d’une planification CT, ce qui facilite la fusion d’image. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : confirmation de glioblastome. L’IRM pondérées en T1, T2-weighted MRI et DCE-MRI d’un rat F98 GB. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : courbe de DCE. À l’aide de l’outil d’analyse de séquence image, un retour sur investissement peut être sélectionnée sur l’IRM-DCE pour tracer l’intensité du signal au fil du temps. Par la suite, l’analyse de la forme de la courbe DCE qui en résulte est en mesure de confirmer la présence de glioblastome. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : segmentation CT. Segmentation basée sur CT s’effectue en définissant manuellement un certain nombre de valeurs seuils de distinguer avec précision air du tissu pulmonaire, tissu adipeux, OS et autres tissus à l’intérieur de l’image. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : fusion de MRI-CT. En superposant l’intensité du signal accrue du crâne sur CT avec signal noir sur l’IRM, une fusion précise est possible. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : faisceau conique CT. Aucune tumeur n’est visible sur le CT, il est impossible de choisir l’isocenter dans le centre de la tumeur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : renforcement du contraste T1-weighted MRI. L’IRM pondérées en T1 contraste accentué visualise clairement une tumeur au cerveau rat F98. Le centre de l’amélioration du contraste est sélectionné comme l’isocenter pour la planification de la RT. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : fusion de MRI-PET. En utilisant l’outil de contournage dans le BIQS, fusion d’image TEP/IRM est atteint.S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : sélection cible MRI-PET. La cible pour l’irradiation est sélectionnée dans le centre d’amélioration du contraste à l’IRM pondérées en T1 (à gauche). La cible de volume sous stimulation est sélectionnée dans le centre du signal accru sur 18F-FET PET (à droite). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : planification de la radiothérapie. Pour calculer la radiothérapie planification, sélectionnez l’isocenter, prescrit la dose, le nombre d’arcs, position de l’arc, plage de rotation des arcs et la taille du collimateur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : calcul DVH. Dessiner un volume d’intérêt (VOI) autour de la tumeur sur les pondérées en T1 contraste accentué M. images pour calculer le DVH dans ce volume. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : plan de Dose à l’aide de contraste accentué les IRM pondérées en T1 et trois non coplanaires arcsto livrer 20 Gy pour le volume cible. Sur la droite, le histogramme de Volume des Dose cumulative (DVH) le volume de la tumeur et le tissu cérébral normal délimité sur contraste accentué les IRM pondérées en T1 est donné. Ce chiffre a été modifié par Bolcaen et al. 20 s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 13 : sélectionné MRI et PET guidée isocenter pour l’irradiation des. L’image de CT en coupes axial, coronal et sagittal vue est visualisé à l’aide du plan de dose livrer 20 Gy à la région cible (région jaune). L’isocenter qui a été identifié sur le renforcement de contraste MRI est visible (vert) et l’isocenter localisée sur la partie métaboliquement actives tumeur identifiée le 18F-FET PET est également visible (rouge). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Pour parvenir à une irradiation exacte de la cible glioblastome de tumeur dans le cerveau de rat, bord conseils de CT de l’irradiateur-micro n’était pas suffisante. Les tumeurs cérébrales sont à peine visibles à cause du contraste des tissus mous insuffisante, même si l’amélioration du contraste serait utilisée. Par conséquent, MRI doit être inclus pour permettre l’irradiation plus précise. À l’aide d’une acquisition de Monsieur séquentielle sur un système de T 7 et une acquisition de CT sur la micro-irradiateur, que nous avons pu cibler la dose reçue par le tissu tumoral amélioration de contraste dans le cerveau et calculer un plan de dose à l’aide de la CT de planification. Après calculs à l’aide de la PCTPS17de la fusion et la dose image lorsque c’était possible. Toutefois, il devrait garder à l’esprit que l’IRM est sujette à des distorsions géométriques qui ne sont pas corrigées dans le présent protocole. En outre, avant de traduire ce protocole irradiation dans d’autres parties du corps, plus amples recherches sont nécessaires. On envisagera l’importance d’une segmentation de tissu précis grâce à l’utilisation des photons d’énergie plus faibles kV. Alors que la segmentation en trois classes de tissus pourrait suffire dans le cerveau de rat, plus tissus classes doivent figurer dans la région thoracique ou abdominale des rats pour fournir les calculs de dose exacte. Pour éviter tout mouvement lors du transport entre les différents systèmes d’imagerie, nous avons fait utilisation d’un lit de multimodalité qui minimise les mouvements de la tête (Figure 1). Cependant, un effort supplémentaire est nécessaire lors de l’application de ce protocole dans d’autres parties du corps, régions abdominales ou thoraciques. Surtout les petites animale irradiation des organes influencé par le mouvement respiratoire ou le transit intestinal est toujours difficile.
L’incorporation d’augmenter de volume sous guidage PET s’est avérée également possible, malgré un protocole fastidieux. Un avantage des techniques d’imagerie nucléaires, comme animal de compagnie, est la capacité à l’image de l’hétérogénéité au sein des tumeurs, ce qui permet de cibler des fractions métaboliquement très actives ou résistant à la radiations de la tumeur. Nous avons pu augmenter la dose, spécifiquement ciblée sur la région plus biologiquement active ou plus hypoxique de la tumeur à l’aide de 18F-FET PET ou 18F-FAZA PET, respectivement. L’étape critique dans le protocole est co-enregistrement image. Actuellement, aucun logiciel ne peut automatiquement co enregistrer précliniques IRM ou CT avec des images de PET avec assez élevé de précision et de reproductibilité. Traceurs TEP en neuro-oncologie présentent en général, une faible absorption dans un cerveau normal qui complique le processus d’inscription. Pour la fusion des trois modalités d’imagerie (CT/MRI/PET), nous avons préféré le BIQS plutôt que le PCTPS, qui n’est actuellement pas développée pour combiner facilement plusieurs modalités d’imagerie. En outre, la BIQS a plus d’outils intelligents pour correspondance rigide. Une aide importante est également l’utilisation d’un lit de multimodalité, empêchant le mouvement de l’animal entre les différentes acquisitions d’imagerie. Cependant, manuel co-enregistrement prend du temps et augmente la durée de l’anesthésie des animaux. Une fois l’enregistrement d’images est réalisé, exporter les coordonnées de le BIQS dans le PCTPS n’était possible en appliquant une transformation simple sur les coordonnées de la cible.
Il n’est pas seulement important de cibler précisément le volume de la tumeur (biologique) : épargnant du tissu cérébral normal environnant doit être pris en compte aussi bien. Ce dernier est souvent négligé dans les expériences animales radiothérapie en cours mais très importante pour rendre le modèle aussi cliniquement pertinente. Ceci a été réalisé en appliquant plusieurs arcs non coplanaires. À notre connaissance, multiples irradiation crânienne d’arc chez de petits animaux n’a jamais été appliquée avant. En ce qui concerne l’utilisation de poutre, cette méthodologie est en étroite ressemblance avec la clinique RT conformationnelle guidée par l’image et grâce à l’utilisation du traitement de l’arc, la cible reçoit finalement la dose prescrite, tandis que les tissus normaux ne recevoir qu’une fraction de celui-ci. À ce titre, une première étape est faite pour réduire l’écart entre les études précliniques et cliniques RT technologie17. Une limitation de cette micro-irradiateur est que portique rotation est limitée à 120 °. Combinant des rotations de l’arc avec un changement de position de canapé a encore augmenté l’épargnant de tissu cérébral normal qui entoure la cible de la tumeur.
Cette méthodologie est une étape importante vers l’intégration des modalités d’imagerie biologiques pour l’orientation de la radiothérapie. Cependant, nouveaux développements sont nécessaires pour simplifier la fusion d’image préclinique et d’incorporer la dose de peinture par numéros (DPBN) dans les applications précliniques. À l’aide de l’irradiateur-micro actuel, nous sommes maintenant en mesure d’appliquer le volume sous stimulation ; Toutefois, DPBN n’est pas encore possible en raison de limitations dans les calculs de dose, portique rotations et conception du collimateur. Enfin, le développement de compact précliniques tomographes TEP offrant submillimétrique résolution spatiale est prometteur26 et ces dispositifs pourraient fournir une solution très élégante pour intégrer une plate-forme petit animal rayonnement de PET.
Nous avons démontré l’applicabilité de ce modèle pour combiné MRI et PET guidée par irradiation et la chimiothérapie de glioblastome chez les rats et pour de futures recherches sur les nouvelles thérapies pour le glioblastome. En outre, l’application d’augmenter de volume sous guidage PET est un premier pas vers la constitution d’un virus de la FCO dans la planification de traitement du rayonnement des modèles de petits animaux cancer.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt à divulguer
Acknowledgments
Les auteurs aimeraient remercier Stichting Luka Hemelaere et Soroptimist International pour soutenir ce travail.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| GB RAT model | |||
| F98 Glioblastoma cell line | ATCC | CRL-2397 | |
| Fischer F344/Ico crl Rats | Charles River | N/A | http://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat |
| Micropump system | World Precision Instruments | UMP3 | Micro 4: https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1 |
| Stereotactic frame | Kopf | 902 | Model 902 Dual Small Animal Stereotaxic frame |
| diamant drill | Velleman | VTHD02 | https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450 |
| Bone wax | Aesculap | 1029754 | https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax |
| Insulin syringe Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29G |
| InfraPhil IR lamp | Philips | HP3616/01 | |
| Ethilon | Ethicon | 662G/662H | FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell culture | |||
| DMEM | Invitrogen | 14040-091 | |
| Penicilline-streptomycine | Invitrogen | 15140-148 | |
| L-glutamine | Invitrogen | 25030-032 | |
| Fungizone | Invitrogen | 15290-018 | |
| Trypsin-EDTA | Invitrogen | 25300-062 | |
| PBS | Invitrogen | 14040-224 | |
| Falcons | Thermo Scientific | 178883 | 175 cm2 nunclon surface, disposables for cell culture with filter caps |
| Cell freezing medium | Sigma-aldrich | C6164 | Cell Freezing Medium-DMSO, sterile-filtered, suitable for cell culture, endotoxin tested |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal irradiation | |||
| Micro-irradiator | X-strahl | SARRP | |
| software for irradiation | X-strahl | MuriPlan | pre-clinical treatment planning system (PCTPS), version 2.0.5. |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Small animal PET | |||
| microPET system possibility 1 | Molecubes | B-Cube | http://www.molecubes.com/b-cube/ |
| microPET system possibility 2 | TriFoil Imaging, Northridge CA | FLEX Triumph II | http://www.trifoilimaging.com |
| PET tracers | In-house made | 18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Choline | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Small animal MRI | |||
| microMRI system | Bruker Biospin | Pharmascan 70/16 | https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html |
| Dotarem contrast agent | Guerbet | MRI contrast agent, Dotarem 0,5 mmol/ml | |
| rat whole body transmitter coil | Rapid Biomedical | V-HLS-070 | |
| rat brain surface coil | Rapid Biomedical | P-H02LE-070 | |
| Water-based heating unit | Bruker Biospin | MT0125 | |
| 30 G Needle for IV injection | Beckton-Dickinson | 305128 | 30 G |
| PE 10 tubing (60 cm/injection) | Instech laboratories, Inc | BTPE-10 | BTPE-10, polyethylene tubing 0.011 x .024 in (0.28 x 60 mm), non sterile, 30 m (98 ft) spool, Instech laboratories, Inc Plymouth meeting PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com |
| non-heparinised micro haematocrit capillaries | GMBH | 7493 21 | these capillaries are filled with water to create markers visible on MRI and CT |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Consumables | |||
| isoflurane: Isoflo | Zoetis | B506 | Anaesthesia |
| ketamine: Ketamidor | Ecuphar | Anaesthesia | |
| xylazine: Sedaxyl | Codifar NV | Anaesthesia | |
| catheter | Terumo | Versatus-W | 26G |
| Temozolomide | Sigma-aldrich | T2577-100MG | chemotherapy |
| DMSO | Sigma-aldrich | 276855-100ML | |
| Insulin syringe Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29G |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Image analysis | |||
| PMOD software | PMOD technologies LLC | PFUS (fusion tool) | biomedical image quantification software (BIQS), version 3.405, https://www.pmod.com/web/?portfolio=22-image-processing-pfus |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia-equipment | |||
| Anesthetic movabe unit | ASA LTD | ASA 0039 | ASA LTD, 5 valley road, Keighley, BD21 4LZ |
| Oxygen generator | Veterinary technics Int. | 7F-3 | BDO-Medipass, Ijmuiden |
References
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