Summary
Nous présentons ici un protocole démontrant un modèle de choc hémorragique chez le porc qui utilise l’occlusion aortique comme un pont vers définitives soins en traumatologie. Ce modèle s’applique à tester un large éventail de stratégies thérapeutiques chirurgicales et pharmacologiques.
Abstract
L’hémorragie reste la principale cause de décès évitables dans les traumatismes. Gestion endovasculaire d’hémorragie non compressible torse a été à l’avant-garde des soins traumatologiques ces dernières années. Car complete occlusion aortique présente de sérieuses préoccupations, le concept d’occlusion aortique partielle a gagné une attention croissante. Nous présentons ici un grand modèle animal de choc hémorragique pour étudier les effets d’un roman ballonnet occlusion partielle aortique et la comparer avec un cathéter qui fonctionne sur les principes de l’occlusion aortique complète. Porcine est anesthésiés et instrumentés pour mener à bien l’hémorragie volume fixe contrôlée, et des paramètres hémodynamiques et physiologiques sont surveillés. Suite à une hémorragie, à ballonnets occlusion aortique sont insérés et gonflés dans l’aorte supraceliac pendant 60 min, au cours de laquelle les animaux reçoivent la réanimation de sang que 20 % du volume sanguin total (TBV). Après le dégonflement de la bulle, les animaux sont surveillés en milieu de soins intensifs pendant 4 h, au cours de laquelle ils reçoivent réanimation liquidienne et vasopresseurs selon les besoins. L’occlusion partielle ballon démontré amélioré les pressions artérielles moyennes distales (cartes) pendant le gonflement du ballon, une diminution des marqueurs de l’ischémie et a diminué la réanimation liquidienne et usage de vasopresseur. Physiologie de la peste porcine et réponses homéostatiques après hémorragie ont été bien étudiées et sont comme ceux de l’homme, un porc hémorragique choc modèle peut être utilisé pour tester les différentes stratégies de traitement. Outre le traitement de l’hémorragie, à ballonnets occlusion aortique sont devenus populaires pour leur rôle dans l’arrêt cardiaque, chirurgie cardiaque et vasculaire et autres interventions chirurgicales électives à haut risque.
Introduction
L’hémorragie continue d’être la cause dominante de décès évitables chez les patients subissant des événements traumatisants, représentant 90 % des décès liés à un traumatisme en milieu militaire et 40 % de décès consécutif à un traumatisme dans la population civile1, 2. bien que la pression directe permet de traiter l’hémorragie compressible, hémorragie non compressible torse reste difficile à traiter et peut être mortelle sans contrôle hémostatique prompte. L’approche historique de la thoracotomie de réanimation ou laparotomie avec clampage aortique s’est avéré pour être extrêmement envahissante3,4. Cette intervention nécessite aussi un algorithme de sélection complexes pour déterminer l’admissibilité des patients qui ont subi des insultes traumatique5.
Ces dernières années, il y a eu un regain d’intérêt pour une approche décrite précédemment — occlusion de ballon de réanimation endovasculaire de l’aorte (REBOA)6,7,8. Bien REBOA a conféré un avantages de survie à court terme dans une hémorragie, une occlusion complète prolongée de l’aorte pendant le gonflage du ballonnet pose des préoccupations sérieuses qui incluent la fin irréversible-orgue ischémie9,10. Pour tenter de surmonter cette morbidité potentielle, stratégies alternatives endovasculaire pour gérer l’hémorragie sont étant mis au point. Une telle stratégie qui a vu une attention croissante est une occlusion partielle de l’aorte11,12. L’idée d’une occlusion partielle ballonnet permet la perfusion des lits vasculaires distales sur le site de l’occlusion, cartes aorte proximales physiologiques améliorées et une réduction progressive de la postcharge après le dégonflement de la bulle. Ces changements des paramètres sont modifications souhaitées aux caractéristiques physiologiques d’un animal de saignement. Avant la traduction de cette méthode pour les humains, compléter et cathéters occlusion partielle ballonnet ont été lourdement testés en modèles porcine du choc hémorragique11,12,13.
Peste porcine ont été utilisés dans les études impliquant le choc hémorragique depuis de nombreuses années. La plupart de la compréhension actuelle de la physiopathologie du choc hémorragique est dérivé des études qui ont utilisé des modèles animaux, y compris les porcs. Leur physiologie et réponses homéostasiques dans le cadre de déplétion pathologique qui suit hémorragie, surtout ceux qui se rapportent à des réponses cardiovasculaires et de coagulation de sang, ont été bien étudiées et ressemblent à ceux de l’homme,14. Modèles de porcs de choc hémorragique également des possibilités d’enquêter sur les stratégies de traitement de choc hémorragique et autres traumatismes.
Dans cette étude, nous démontrons un modèle réaliste sur le plan clinique du choc hémorragique chez des porcs pour évaluer les stratégies de traitement endovasculaire, y compris une occlusion complète ou partielle ballon. Nous émettons l’hypothèse qu’une occlusion partielle de l’aorte se traduit par une meilleure physiologique et profil du laboratoire par rapport à une occlusion complète de l’aorte chez le porc subissant une hémorragie de volume fixe contrôlée.
L’étude visait à comparer les effets physiologiques de l’occlusion aortique partielle et complète comme traitement de choc hémorragique dans un modèle de porcs. Occlusion aortique partielle a été obtenue en utilisant une occlusion sélective ballonnet dans le cathéter de traumatisme (SABOT) (Figure 1). Le cathéter SABOT est un système de deux-ballon qui permet le flux sanguin intra-luminale, fournissant ainsi une partie du flux aortique pour les lits vasculaires distaux de l’occlusion. L’occlusion aortique complète a été obtenue à l’aide d’un cathéter à ballon-single occlusion aortique (p. ex.,CODA) (Figure 1). Groupes de traitement ont été randomisés pour subir une réanimation occlusion aortique soit avec la complète l’aorte ballonnets occlusion partielle (n = 2/groupe).
Les principales étapes du modèle comprennent l’induction de l’anesthésie et l’intubation, le maintien de l’anesthésie, instrumentation, hémorragie TBV de 35 % (au total 20 min ; la moitié au cours des 7 première min et la moitié au cours des 13 derniers min), occlusion aortique ballon et réanimation de sang total (60 min d’occlusion ; réanimation sang 20 % durant les dernières 20 min de l’occlusion), soins intensifs, surveillance (240 min) avec l’observation de l’hémodynamique et l’euthanasie à la récolte des tissus. La figure 2 illustre le modèle utilisé dans cette expérience.
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Protocol
Dans la recherche utilisant des animaux, les enquêteurs ont adhéré au règlement Animal Welfare Act et autres lois fédérales relatives aux animaux et aux expériences impliquant des animaux ainsi que les principes énoncés dans la version actuelle du Guide d’utilisation et d’entretien des animaux de laboratoire du Conseil National de recherches. Ce protocole de l’étude a été approuvée par l’Université du Michigan animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC). Les expériences ont été menées dans le respect de tous les règlements et directives concernant le bien-être des animaux dans la recherche.
1. acclimatation et sélection animale
- Utilisation femelle Yorkshire-Landrace croisés porcine (n = 2/groupe, tranche d’âge : 5-6 mois, chaîne de poids : 40-60 kg) pour l’expérience.
- Après leur arrivée dans l’établissement, abritent les animaux individuellement dans des cages, mais ce qu’il y a amplement interaction entre les animaux dans le pays voisin des cages.
- Maison les animaux pendant au moins 5 jours alors qu’ils sont complètement acclimatés avant d’effectuer l’expérience. Durant cette période, nourrir les animaux avec un régime normal et observez-les pour s’assurer qu’ils sont en bon état de santé.
- Garder les animaux de manger et de boire après minuit la veille de l’intervention chirurgicale pour prévenir les risques d’aspiration pendant l’intubation.
2. anesthésie et Intubation
- Endormir l’animal avec 5 mg/kg tiletamine/zolazepam administré par voie intramusculaire (IM) dans le muscle fessier, alors que l’animal est dans le secteur du logement. En même temps, donner l’atropine de 0,05 mg/kg IM comme un agent anticholinergique pour réduire au minimum les sécrétions pendant l’intubation.
- Transport de l’animal de la zone de logement à la salle d’opération et le placer dans la position allongée sur une table d’opération.
- Utilisation par inhalation isoflurane (2-5 %) pour induire l’anesthésie. Servir les gaz porteur de 21 % d’oxygène (0,4 L/min) mélangé à l’air (4 L/min) pour livrer le gaz anesthésique inhalé.
- Alors que la profondeur désirée de l’anesthésie a été atteint, placer un cathéter intraveineux périphérique de (IV) du G 20 dans la veine de l’oreille pour l’administration IV de fluides, de drogues ou anesthésie, au besoin.
- Comme l’animal acquiert la profondeur désirée de l’anesthésie, laver doucement les déchets et débris provenant des sites du dispositif, y compris les régions inguinales droite et gauche, côtés gauche et droit de la nuque et l’abdomen. Une tondeuse à cheveux électrique permet d’enlever tous les poils sur les sites du dispositif. Évaluer la profondeur de l’anesthésie en pinçant le membre postérieur de l’animal et en observant sa réponse (manque de).
- Sécuriser l’animal à la table d’opération à l’aide de cordes de coton chirurgical autour de chaque extrémité, avant l’intubation.
- Utilisez un morceau de corde de coton chirurgical pour soulever la mandibule avec la langue pour ouvrir l’orifice oral. Utilisez un autre morceau de corde de coton pour tirer sur le maxillaire supérieur vers le bas. Dans le cas où la relaxation de la mâchoire est insuffisante ou les plis vocaux sont réduits, augmenter le niveau d’isoflurane brièvement et répétez cette étape.
- La main non dominante permet de tenir la poignée d’un laryngoscope classique équipé d’un 12 lame éclairée de Miller. Passer l’extrémité de la lame Miller par le biais de l’oropharynx. Pratique attention pour préserver les dents et la muqueuse buccale tout en manoeuvrant la lame dans la cavité buccale. Avancer lentement l’extrémité de la lame jusqu'à ce que l’épiglotte peut être clairement visualisée et avance devant l’entrée du larynx. Avec le poignet, soulever la lame, élevant l’épiglotte, telles qu’une vision claire du larynx est obtenue.
- Placez une 6.5 Fr ou 7 Fr sonde endotrachéale (ETT) avec un stylet entre les plis de la voix dans la trachée. Dans le cas de laryngospasme en raison de l’irritation des muqueuse, appliquer la lidocaïne 2 % sur les plis de la voix et le champ médian glosso-épiglotte et réévaluer.
- Retirer le stylet avant de passer complètement le tube dans la trachée tout en gardant une prise ferme sur le tube. Gonfler le brassard de ballon avec 10-15 cm3 d’air pour éviter toute fuite d’air autour de la manchette et l’aspiration du contenu gastrique.
- Connectez l’ETT au ventilateur mécanique à travers un filtre de respiration (échangeur de chaleur et d’humidité). Fixez l’ETT en liant la bande de coton autour du museau (maxillaire).
- Dans le cas d’une intubation ayant échouée, laissez l’animal oxygéné et aérer brièvement avant toute tentative supplémentaire.
- S’assurer que les paramètres appropriés de ventilateur mécanique : un mélange de 21 % d’oxygène et d’air ; un volume de marée de 7 à 10 mL/kg de poids corporel ; une fréquence respiratoire de 10 à 15 respirations/min pour conserver une fin d’expiration BCP2 de 40 mmHg ± 2 mmHg.
- Placez un oxymètre de pouls sur l’oreille, langue ou queue pour mesurer l’oxygénation du sang et la fréquence cardiaque. Faire progresser une sonde rectale à travers l’orifice anal pour la surveillance continue de la température.
Remarque : La température de l’animal doit être maintenue entre 38 ° C à 40 ° C à l’aide d’une table d’opération la température régulée chauffée, tapis heat ou couverture chauffante. - Utilisez l’isoflurane (1 % - 3 %) pour l’entretien de l’anesthésie tout au long de la procédure. Pendant ce temps, évaluer la profondeur de l’anesthésie en testant les réflexes de douleur à l’aide d’une pincée de membre postérieur. En outre, surveiller la fréquence respiratoire du ventilateur pour voir si elle correspond à la vitesse de ventilateur programmé.
Remarque : Halètement indique une profondeur insuffisante de l’anesthésie.
3. champ opératoire stérilisation (préparation et drapage)
- Préparer les emplacements d’incision, mais aussi un vaste espace qui les entoure pour les procédures expérimentales. Les sites de l’incision pour l’expérience comprennent les régions inguinales bilatérales, cou bilatéral et le bas-ventre. Désinfecter les sites du dispositif en les frottant avec une quantité copieuse de povidone-iode pendant 5 min.
- Utilisez gaze sèche et stérile pour enlever le savon povidone-iode de la peau.
- Placer les serviettes chirurgicales stériles autour des sites du dispositif pour préserver les champs opératoires stériles. Utiliser les pinces serviette pour garantir les serviettes en place. Couvrir l’animal avec un drap stérile pour éviter toute contamination des sites chirurgicaux.
4. canulation
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Artère fémorale et une canulation veineuse
Remarque : Une canulation de l’artère fémorale droite, artère fémorale gauche et veine fémorale gauche est effectuée. L’artère fémorale droite est canulé à l’aide d’une gaine d’introduction Fr 14 pour l’insertion de cathéter à ballonnet occlusion. L’artère fémorale gauche est canulé au moyen d’un cathéter de Fr 5 pour la surveillance de carte distale. Un cathéter Fr 8 est placé dans la veine fémorale gauche pour le retrait de l’administration et le sang fluide. La technique de Seldinger ouverte est utilisée pour obtenir un accès vasculaire pour les canules15.- Avant de faire l’incision, évaluer la profondeur de l’anesthésie en pinçant le membre postérieur de l’animal.
- À l’aide d’un bistouri muni d’une lame chirurgicale stérile du numéro 10, faire une incision verticale de 8 cm dans le droit aine 4 cm au dessus et 4 cm en dessous du pli inguinal droit.
- Disséquer à travers le tissu sous-cutané et le muscle et utiliser deux enrouleurs Weitlaner pour obtenir une exposition correcte. Utilisez un rétracteur Army-Navy pour rétraction supplémentaire si nécessaire.
- Utilisez Mixter querre Forceps et bistouri électrique pour disséquer à travers les tissus conjonctifs, jusqu'à ce que le paquet vasculo-nerveux est clairement exposé.
- Prudemment, disséquer l’artère. Préserver le nerf, qui est la structure latérale plus.
- Soigneusement disséquer la veine qui se trouve plus en dedans, loin de l’artère.
- Maîtriser proximale et distale de l’artère à l’aide de cravates en soie 2-0.
- Utiliser une aiguille coudée introducteur de 20 G à la perforation de l’artère. S’assurer une position appropriée dans la lumière du vaisseau en observant la pulsatile la circulation sanguine par l’intermédiaire de l’autre extrémité de l’aiguille.
- De 0,35 à pointe ronde en fil-guide dans la lumière de l’aiguille coudée à l’avance.
- Retirer l’aiguille sur le guide. N’assurer aucune migration du fil guide en maintenant en place.
- Passer un dilatateur Fr 10 sur le guide afin de dilater l’ouverture dans l’artère. Retirer le dilatateur de Fr 10. Insérer une gaine d’introduction Fr 14 sur le guide.
- Retirer soigneusement le dilatateur de la gaine d’introduction ainsi que le guide, gardant la canule à l’intérieur de l’artère.
- Rincer la gaine d’introduction afin d’assurer sa position à l’intérieur de la lumière du vaisseau.
- Fixez l’extrémité du cathéter en place avec une suture de polyglactin 3-0.
- Utiliser une suture de nylon de 3-0 pour effectuer une fermeture temporaire en cours d’exécution de la peau sus-jacente.
- Répétez les étapes ci-dessus pour la canulation de l’artère fémorale gauche à l’aide d’un cathéter de Fr 5 (pas de dilatation initiale). Isoler la veine fémorale gauche de manière similaire et en utilisant un cathéter Fr 8 canuler. Utiliser une suture de nylon de 3-0 pour effectuer une fermeture temporaire en cours d’exécution de la peau sus-jacente.
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L’artère carotide et la veine jugulaire externe canulation
Remarque : Une canulation de la jugulaire externe bilatérale et artère carotide commune gauche est effectuée. Un cathéter de Fr 5 est placé dans l’artère carotide commune gauche proximale carte surveillance et un cathéter Fr 8 dans la veine jugulaire externe gauche pour des accès veineux central supplémentaire pour l’administration fluide et vasopresseur infusion. Un cathéter Fr 9 est placé dans la veine jugulaire externe droit au cathétérisme de l’artère pulmonaire avec une artère pulmonaire (p. ex., Swan-Ganz) cathéter, tandis qu’une sonde de débit carotide est placée autour de l’artère carotide commune droite pour débit carotide la surveillance. La méthode de Seldinger est utilisée pour obtenir l’accès vasculaire pour tous les canules.- À l’aide d’un scalpel 10-lame, pratiquer une incision verticale de 6 cm environ 2 cm latéraux à la ligne médiane sur le côté gauche du cou.
- Bistouri électrique permet de disséquer à travers le tissu sous-cutané, jusqu'à ce que le muscle sternocléidomastoïdien (SCM) est exposé.
- Rétracteurs de place Weitlaner les aspects proximale et distale de l’incision pour une rétractation complète.
- Disséquer le long du bord latéral du muscle SCM pour exposer la veine jugulaire externe gauche.
- Canulation de navire est possible en suivant les étapes 4.1.8 - 4.1.14. Insérer, rincer, puis fixer un cathéter Fr 8 dans la veine.
- Pour l’exposition de l’artère carotide commune gauche, disséquer le bord médial du muscle SCM. Place un rétracteur de Weitlaner pour améliorer l’exposition.
- Disséquer au travers du tissu conjonctif longitudinalement le long de la frontière latérale de la trachée. Préserver les glandes du thymus lorsqu’elles se produisent.
- Exposer le triangle carotid, qui contient l’artère carotide, la veine jugulaire interne et le nerf vague. Palper l’artère carotide commune afin de déterminer sa trajectoire.
- Soigneusement disséquer l’artère carotide commune loin de la veine et le nerf.
- Effectuer la canulation carotidienne en suivant les étapes 4.1.8 - 4.1.14. Insérer, rincer, puis fixer un cathéter Fr 5 dans l’artère comme décrit plus haut.
- Répétez les étapes 4.1. pour la dissection et l’isolement de la veine jugulaire externe droite et artère carotide commune droite.
- Placer une sonde de débit de l’artère carotide 4 mm autour de l’artère carotide commune droite. Appliquez le gel de transducteur entre la sonde de débit et le bateau pour un débit optimal de signalisation et capturer.
- Après les étapes 4.1.8-4.1.14, Cathétériser la veine jugulaire droite externe à l’aide d’une gaine d’introduction Fr 9. Rincer et fixer le cathéter en place. Utiliser une suture de nylon de 3-0 pour effectuer une fermeture temporaire en cours d’exécution de la peau sus-jacente.
5. Insertion du cathéter PA
- Rincer l’orifice d’injection, l’orifice proximal et le port distal du cathéter avec un soluté physiologique (NS) et les raccorder au tuyau de transducteur. L’orifice distal est désigné comme le port de l’artère pulmonaire (AP), alors que l’orifice proximal est désigné comme le port de la pression veineuse centrale (PVC).
- Vérifier pour le traçage des artefacts sur l’écran en déplaçant le cathéter. Ceci est fait pour vous assurer que la sonde fonctionne.
- Avancez la sonde PA dans la gaine stérile.
- À l’aide d’une seringue de3 cm 3, gonfler le ballonnet de la sonde de PA avec pas plus de 1,5 cm3 d’air à tester pour l’inflation. Dégonfler le ballonnet pour insérer le cathéter dans la gaine d’introduction.
- Insérer le cathéter de PA dans la gaine d’introduction Fr 9. Une fois le cathéter de PA est inséré pendant au moins 18 cm, gonfler le ballonnet avec pas plus de 1,5 cm3 d’air.
- Lentement, faire progresser le cathéter de PA et vérifiez le moniteur pour arythmies lors de l’insertion. En cas d’ectopie ventriculaire, gonfler et dégonfler le ballonnet afin de prévenir la progression. Si l’insertion devient difficile en quelque sorte, le ballonnet doit être dégonflé et le cathéter doit être rétracté et réinséré.
- Observer le moniteur pour évaluer la transition entre l’oreillette droite (RA) et le ventricule droit (RV) à l’autorité palestinienne à la pression de cale d’artère pulmonaire (PWP).
- Dégonfler le ballonnet et confirmer qu’une trace de PA retourne à l’écran.
Remarque : La longueur appropriée du cathéter sur le site d’insertion dans la veine jugulaire externe droite est environ 45 à 55 cm. - Connectez l’extrémité de la gaine stérile à la gaine d’introduction afin de garantir la position du cathéter à l’intérieur de l’autorité palestinienne.
- Connecter les ports d’insertion du cathéter PA à l’unité de capture afin d’obtenir le débit cardiaque (DC) et la saturation du sang veineux en oxygène (SVO2).
- Calibrer le cathéter de PA, système de surveillance. À l’aide de la longueur du corps et le poids de l’animal, procéder à une calibration in vivo du cathéter PA système de monitoring pour l’animal. Utiliser un gaz du sang veineux d’un étalonnage supplémentaire à l’aide des niveaux de saturation et de l’hémoglobine d’oxygène.
6. cystostomy Tube Placement
- Faites une incision abdominale inférieure de 5 cm à la ligne médiane à l’aide d’un scalpel 10-lame.
- À l’aide de bistouri électrique, disséquer à travers le tissu sous-cutané et la linea alba. Visualiser chaque couche pendant la dissection.
- Extracorporealize de la vessie.
- Avec deux pinces de DeBakey, saisir la vessie sur la surface ventrale loin les orifices urétéraux.
- À l’aide de bistouri électrique, faire une petite ouverture dans la vessie, exposant la lumière interne.
- D’aspiration permet d’enlever toute l’urine dans la lumière vésicale. Compresses peuvent être utilisés pour tout écoulement involontaire d’urine à l’extérieur de la vessie.
- Utiliser une suture en polypropylène de 4-0 pour effectuer une fermeture de sac à main-chaîne temporaire de la vessie.
- Placer un cathéter de Fr Foley 18 à l’intérieur de la lumière de la vessie et utiliser une seringue de3 de 10 cm pour gonfler le ballonnet. Connecter un sac de drainage urinaire à la sonde de Foley et fixez-le sur le côté de la table d’opération.
- Attacher la suture en polypropylène de 4-0 pour fixer la sonde de Foley dans la lumière vésicale.
- Utiliser une suture de nylon de 3-0 pour effectuer une fermeture temporaire en cours d’exécution de la peau qui recouvre la paroi abdominale.
7. Insertion du cathéter ballon complets ou partiels
- Alternez les animaux pour recevoir soit les cathéters d’occlusion ballon complet ou partiel.
- Insérer un 0,035, 260 cm Amplatz Guidewire raide à travers l’insertion de Fr 14 gaine dans l’artère fémorale droite et guidez-la dans l’aorte de supraceliac (Zone 1) à l’aide de l’échographie de l’aorte abdominale et thoracique.
- Insérer le cathéter à ballonnet occlusion sur le guide dans la Zone 1 de l’aorte pour effectuer l’occlusion suite à l’hémorragie.
- Confirmer le placement final du cathéter occlusion aortique dans la Zone 1 de l’aorte avec échographie.
8. peropératoire hémodynamiques et en laboratoire
- Assurer la connexion des cathéters envahissantes pour le système de surveillance à l’aide de tubes, transducteurs et tubes pour les moniteurs hémodynamiques. Les systèmes de surveillance invasives doivent être « zéro » au niveau du cœur de l’animal pour assurer un suivi précis.
- Enregistrer des données physiologiques tout au long de l’expérience, y compris proximale et la carte distale, fréquence cardiaque (FC), le CVP, le CO, la pression PA, la SVO2, fin d’expiration CO2et la température du corps.
- Enregistrer ces variables toutes les 5 min pendant l’hémorragie et la phase de gonflage de ballon, ainsi que toutes les 15 min pendant le reste de l’expérience.
- Prélever des échantillons de sang à 4 temps-points : niveau de référence (BL), post-choc (PS), après la réanimation (PR) et à la fin (E) de l’expérience. 10 mL de sang est prélevé pour analyse de sérum et le plasma à chaque instant.
- Effectuer l’échantillonnage du sang artériel gaz (ABG) en recueillant à 1 mL de sang dans la seringue de l’ABG. Effectuer l’échantillonnage ABG à chacun des points susmentionnés de temps et aussi au besoin pendant l’expérience. Utiliser un analyseur de gaz de sang pour l’analyse.
Remarque : Chaque échantillon doit être analysée dans les 10 min d’attirer le sang parce que les retards de plus de 10 minutes peuvent diminuer l’efficacité des résultats16.
9. l’hémorragie
- Calculer le TBV.
TBV en mL = poids en g × 0,06 + 0,77 - Hémorragie de 35 % de la TBV utilisant une pompe automatisée sur une période de 20 min. enlever la moitié au cours des 7 première min et l’autre moitié au cours des 13 prochaine min.
- Recueillir le sang dans des sacs de collecte de sang standard. Stocker à 4 ° C, en prévision d’une transfusion ultérieure.
- Si la carte descend au-dessous de 30 mmHg, arrêter l’hémorragie, éteignez l’isoflurane et administrer des bolus de 50-100 mL de NS.
- Redémarrez l’hémorragie lorsque la carte est retournée à 30 mmHg.
10. aortique Occlusion cathéter à ballonnet et sang réanimation
- Gonfler le ballonnet d’occlusion aortique avec 9-12 cm3 d’air, ou jusqu'à ce qu’aucune autre diminution dans la suite de carte distale qu'est remarqué un gonflement du ballon supplémentaire.
- Retirer le fil du cathéter d’occlusion partielle ballon pour faciliter l’écoulement aortique distale, tout en laissant pour le cathéter occlusion aortique complète. Confirmer le placement du cathéter occlusion aortique dans la Zone 1, à l’aide de l’échographie pour écarter la possibilité de migration du cathéter.
- Fixer le cathéter à la peau à l’aide d’une suture de nylon de 3-0 interrompu.
- Après 40 min d’occlusion aortique, ressusciter l’animal avec sang total égal en volume à 20 % de la TBV via la veine fémorale gauche cathéter pendant une période de 20 min à l’aide de la pompe automatisée. Utiliser un sang plus chaud à la transfusion, ciblant une température de 40 ° C.
- Après la réanimation, dégonfler le ballonnet progressivement pendant 5 min.
- Retirer le cathéter occlusion aortique de la gaine d’introduction Fr 14.
- Surveiller l’hémodynamique étroitement pendant ce temps, compte tenu du risque connu de lésion d’ischémie-reperfusion avec l’hypotension associée.
11. récupération, l’Observation et soins critiques
- Observer les animaux pendant 4 h avec un suivi continu de leurs paramètres physiologiques et de laboratoire.
- Assurer l’entretien des liquides par voie intraveineuse (perfusion NS à 50 ml/h).
- Cible un CVP de 6 mmHg en administrant des bolus de 30 ml/kg de NS suivie par bolus de 20 ml/kg si le CVP est inférieur à la cible. Évaluer la réactivité fluide toutes les heures.
- Cibler une carte de 60 mmHg en utilisant une perfusion de norépinéphrine (0,024 mg/ml).
- Maintenir une température physiologique de 38-40 ° C à l’aide d’une couverture chauffante.
- À la fin de la période de 4 h, euthanasier les animaux avec une injection de sodium pentobarbital (100 mg/kg).
12. autopsie
- Supprimer toutes les lignes essentielles et les tubes de l’animal.
- Préparer un récipient avec de la glace ordinaire et placez-le à côté de la table d’opération pour geler les tissus de l’organe immédiatement après l’enlèvement du corps.
- Utiliser un scalpel pour pratiquer une incision de 6 cm verticales le long de la bordure gauche sternale, disséquant à travers la peau, les tissus sous-cutanés, les muscles pectoraux et cartilages costaux. Entrer dans la cavité thoracique pour exposer le cœur et les poumons.
- Retirer la membrane péricardique de cœur en faisant une incision avec le scalpel et de saisir l’apex du cœur à l’aide de pinces. Utiliser un scalpel pour couper une section de 5 x 5 cm du cœur à l’apex.
- Utiliser des ciseaux pour couper une section de 5 x 5 cm du poumon depuis le bord antérieur de la base du poumon.
- Prolonger l’incision de la thoracotomie dans la ligne médiane antérieure de l’abdomen, exposant ainsi les viscères abdominaux.
- Utilisez pince pour tenir le lobe gauche du foie et coupez une section de 5 x 5 cm.
- Répétez le même processus pour obtenir des échantillons de la rate.
- Utiliser la main droite pour créer une fenêtre pour entrer dans le rétropéritoine gauche pour saisir le rein. Après que le parenchyme rénal est mobilisé, transect de l’artère rénale, veine et l’uretère. Retirer la capsule rénale.
- Doucement appuyer sur tabouret loin une section longue de 5 cm de l’intestin grêle et utiliser des ciseaux pour couper une section longue de 5 cm de l’intestin du mésentère.
- Utiliser le scalpel pour couper une section longue de 5 x 2 cm du muscle quadriceps de la cuisse.
- Traiter ces échantillons supplémentaires en les coupant en petites sections pour être placé dans des microtubes à centrifuger. Flash-gel ces échantillons de tissu en plaçant les tubes dans la neige carbonique ou l’azote liquide.
- Utilisez les tubes coniques de 50 ml contenant une solution de formol pour fixer 3 cm de long, finement couper des sections de tissu pour une évaluation histologique.
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Representative Results
Paramètres hémodynamiques et physiologiques :
Le plan a diminué immédiatement après l’hémorragie (Figures 3 a - 3D). Au cours de la phase de gonflage ballon, animaux dans le groupe de l’occlusion complète a connu une carte proximale plus élevée comparée aux animaux dans le groupe d’occlusion partielle (Figures 3 a et 3 b). La carte distale moyenne pendant le gonflement du ballon était plus élevée dans le groupe d’occlusion partielle par rapport au groupe de l’occlusion complète (carte distal moyen, de la phase de gonflage ballon ; partielle : 31 ± 2,9 mm Hg, complet : 16,5 ± 1,14 mm Hg ; p > 0,05), reflétant le flux aortique distal partiel (Figures 3 et 3D). Suivant la réanimation, les cartes proximales et distales a augmenté dans les deux groupes et renvoyé à la ligne de base après le dégonflement de ballon pour le reste de la phase de soins intensifs (Figures 3 a - 3D).
Tous les animaux ont connu une tachycardie réflexe qui suit immédiatement l’hémorragie, qui a subi une augmentation graduelle au cours de la phase de gonflage de ballon chez les deux groupes (Figure 4 a). Après le dégonflement de ballon, les heures étaient significativement plus élevés jusqu'à la fin de la phase de soins intensifs dans le groupe de l’occlusion complète par rapport au groupe une occlusion partielle, bien que cette différence dans les ressources humaines n’était pas statistiquement significative.
Suite à l’hémorragie, le CVP a baissé dans les deux groupes (Figure 4 b). Il a connu une tendance à la hausse après le gonflement du ballon. Après le dégonflement du ballon, le groupe de l’occlusion complète a démontré une diminution plus forte PVC comparée au groupe une occlusion partielle, bien que non statistiquement différentes. Après la réanimation supplémentaire dans la phase de soins intensifs, le CVP a récupéré vers la ligne de base dans les deux groupes. De même, le CO a diminué après l’hémorragie, a augmenté pendant le gonflement du ballon et renvoyé à la ligne de base après le dégonflement de la bulle et de réanimation pour les deux groupes (Figure 4).
La circulation carotidienne a diminué dans les deux groupes qui suit immédiatement l’hémorragie (Figure 4). Après le gonflement du ballon, l’occlusion complète groupe démontrée carotide flux plus élevés comparés au groupe une occlusion partielle. Suite à la réanimation et le dégonflement de la bulle, le débit carotide récupérés vers la ligne de base dans les deux groupes. Cependant, ce flux carotidien était plus faible dans le groupe de l’occlusion complète par rapport au groupe d’occlusion partielle.
Paramètres de laboratoire :
Aucune différence appréciable dans le niveau de pH et de lactate de base ont été notée entre les groupes. Suite au gonflement du ballon, les animaux dans les deux groupes a connu une diminution du pH (Figure 5 a). Le nadir de pH dans le groupe de l’occlusion complète était notamment inférieur à celle du groupe occlusion partielle (complet : 7,14 ± 0,01, partielle : 7,32 ± 0,02, p = 0,1). Le niveau de lactate était significativement plus élevé tout au long du gonflement du ballon et le reste de la phase de soins intensifs dans le groupe de l’occlusion complète (complet : 17,5 mmol ± 0,71, partielle : 6,1 mmol ± 0,28, p = 0,03) (Figure 5 b). Cette différence de lactate niveaux ont diminué lentement jusqu'à ce que les niveaux étaient similaires à la fin de la phase de soins intensifs.
Exigences de réanimation :
Le montant total de fluide pour les animaux dans le groupe de l’occlusion complète était significativement plus élevé pour les animaux dans le groupe d’occlusion partielle (total de réanimation liquidienne supplémentaire pour les animaux dans le groupe de l’occlusion complète : 47,5 ± 3,4 cm3/kg, total de réanimation liquidienne supplémentaire pour les animaux dans le groupe d’occlusion partielle : 3,7 ± 0,4 cm3/kg, p = 0,003) (Figure 6 a). De même, l’exigence de norépinéphrine dans le groupe de l’occlusion complète était significativement plus élevé dans le groupe d’occlusion partielle (complet : 289,7 ± 25,4 µg/kg, résolution partielle : 32 ± 13,8 µg/kg, p = 0,006) (Figure 6 b).
Figure 1 : cathéters à ballonnet aortique pour occlusion. Occlusion aortique partielle (A) est réalisée en utilisant une occlusion sélective ballonnet de cathéter de traumatisme (SABOT), tandis que l’occlusion aortique complète s’effectue en utilisant le cathéter occlusion aortique complète. Cathéter d’occlusion (B) le ballon partiel est un système de deux-ballon qui permet un écoulement sanguin intra-luminale fournissant un débit aortique distal. Occlusion aortique complète est fournie à l’aide d’un système single-ballon. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : protocole blessure. Une blessure consistant en une hémorragie 35 % de volume sanguin total est suivie d’une période de 1 h de l’occlusion aortique ballon. Une réanimation est effectuée avec 20 % de sang pendant 20 min, après 40 min d’occlusion du ballon. Les animaux sont surveillés dans la phase de soins intensifs pendant 4 h après le dégonflement de la bulle. BL = la ligne de base ; PS = après choc ; PR = période après la réanimation. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : réponse hémodynamique à l’inflation des blessures et ballon. Ces panneaux montrent les mesures peropératoires de (A), la pression artérielle proximale pean (carte), (B) le plan proximal pendant le gonflement du ballon, (C) la carte distale et (D) la carte distale au cours de la bulle inflation. Les données sont présentées comme le groupe moyenne ± l’écart-type (SE). S = la période de choc (20 min) ; Ballon = le gonflement du ballon (60 min) ; R = la réanimation (20 min) ; PR = la déflation de période/ballon après la réanimation ; E = la fin de la phase de la lésion (5 h après la fin de période de choc) ; Complete = le cathéter d’occlusion complète ballon ; Partiel = le cathéter occlusion aortique partielle. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : réponse systémique et physiologique pour le déploiement des blessures et ballon. Ces panneaux montrent les mesures peropératoires de (A) la fréquence cardiaque (HR), (B), la pression veineuse centrale (CVP), (C), le cardiaque, débit (CO) et (D) la circulation carotidienne (CF). Les données sont présentées sous forme de groupe moyenne ± SE. S = la période de choc (20 min) ; Ballon = le gonflement du ballon (60 min) ; R = la réanimation (20 min) ; PR = la déflation de période/ballon après la réanimation ; E = la fin de la phase de la lésion (5 h après la fin de période de choc) ; Complete = le cathéter d’occlusion complète ballon ; Partiel = le cathéter occlusion aortique partielle. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : paramètres de laboratoire en réponse à l’inflation des blessures et ballon. Ces panneaux montrent les mesures peropératoires du pH (A) et (B) lactate. Les données sont présentées sous forme de groupe moyenne ± écart type. Les astérisques indiquent les points dans le temps qui étaient significativement différentes (p < 0,05). S = la période de choc (20 min) ; Ballon = le gonflement du ballon (60 min) ; R = la réanimation (20 min) ; PR = la déflation de période/ballon après la réanimation ; E = la fin de la phase de la lésion (5 h après la fin de période de choc). Complete = le cathéter d’occlusion complète ballon ; Partiel = le cathéter occlusion aortique partielle. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : exigences en matière de réanimation en réponse à l’inflation des blessures et ballon. Ces panneaux montrent les mesures peropératoires des fluides de réanimation supplémentaire total (A) et (B) l’utilisation de norépinéphrine. Les données sont présentées sous forme de groupe moyenne ± écart type. Les astérisques indiquent des différences significatives (p < 0,05). Complete = le cathéter d’occlusion complète ballon ; Partiel = le cathéter occlusion aortique partielle. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Dans ce protocole, nous avons mis en évidence un modèle de choc hémorragique chez le porc. Ce modèle s’est avéré être fiable et reproductible16,17,18,19. Modèles similaires à cela ont été employés dans plusieurs études scientifiques sur les effets du choc hémorragique sur physiologie animale16,20. En outre, ce modèle a également été utilisé pour tester les deux interventions pharmacologiques et chirurgicales traitement choc hémorragique avec succès marqué12,13,16,19, 21.
Ce modèle comprend plusieurs étapes nécessitant une grande attention aux détails. L’intubation d’un porc est une procédure complexe, étant donné que l’animal a un museau long, en forme de bec et une cavité étroite, longue oropharyngée. En outre, porcine ont généralement une forte tendance à subir le laryngospasme, rendant l’intubation orotrachéale encore plus difficile de22. Une induction appropriée de l’anesthésie, favorisant la relaxation musculaire bonne, doit être réalisée avant l’intubation. Dans notre expérience, avoir un assistant, d’utiliser des cordes de coton chirurgical pour soulever la mâchoire inférieure et la langue et appuyez sur le maxillaire contribue à faciliter une plus grande ouverture de la cavité buccale pour l’intubation plus facile. Si l’intubation devient difficile en raison de laryngospasme, topique xylocaine spray doit être utilisé. Bien que non utilisés dans le présent protocole, un bloqueur neuromusculaire peut être administré pour favoriser la relaxation laryngée. À l’aide d’un bloqueur neuromusculaire, cependant, nécessite une surveillance étroite par un professionnel qualifié. Nous avons également trouvé utile d’appliquer le gel lubrifiant à l’extrémité de la sonde endotrachéale, comme tourner le tube tout en avançant à travers l’ouverture du larynx. Suite à l’intubation, le placement de la sonde endotrachéale doit être confirmé en fin d’expiration CO2. Néanmoins, même si les porcs peuvent être intubés dans diverses positions, nous trouvons l’intubation en décubitus dorsal pour être le plus facile, surtout si la personne effectuant l’intubation a une expérience avec intubation humaine.
Artère fémorale et une canulation veineuse peuvent être techniquement difficiles. L’utilisation de la bonne rétraction est importante et peut être obtenue en utilisant des rétracteurs autoblocants. Un rétracteur supplémentaire, comme une armée-marine, peut-être être utilisé si nécessaire. Il faut tout en disséquant le paquet vasculo-nerveux, étant donné que le nerf fémoral, qui est la structure latérale plus dans le bundle, doit être préservé. Cela est particulièrement important si l’animal a besoin pour survivre à l’expérience. En outre, la canulation de l’artère fémorale droite est une étape essentielle à l’expérience. Suite à la canulation du guide dans le vaisseau, une gaine d’introduction Fr 14 est inséré. Une exécution réussie de cette étape nécessite une dilatation initiale avec un dilatateur Fr 10 faire migrer le navire. Également d’une importance primordiale se comprime l’artère fémorale sur le site de l’artériotomie, après la suppression du dilatateur Fr 10, afin de minimiser la perte de sang. Bien que pas systématiquement effectuées chez l’animal, prendre le contrôle proximal et distal avant d’effectuer l’artériotomie et veinotomie, comme l’a démontré dans cette étude, peut aider à réduire le saignement et permettre pour un dépannage, si des problèmes surgissent au cours de la canulation.
Un positionnement approprié et le déploiement des cathéters occlusion aortique ballon sont essentiels. Mise en garde doit être pratiqué tout en faisant progresser le cathéter à l’intérieur de l’aorte, comme manipulation agressive peut entraîner une lésion iatrogène de l’artère fémorale ou l’aorte. Bien que plusieurs emplacements peuvent être ciblés pour le déploiement du cathéter, nous avons choisi de positionner les ballons occlusion aortique Zone 1, ce qui est de l’aorte supraceliac. Le positionnement du ballon peut être confirmé par la palpation manuelle ou fluoroscopie ; Cependant, l’échographie permet également de facilement confirmer le placement du ballon, qui a été utilisé pour cette étude. Après le positionnement approprié, le gonflement du ballon devrait être menée avec soin. En général, les ballons devraient être gonflés lentement jusqu'à ce qu’aucune diminution dans le plan distale est remarquée. Un gonflage excessif du ballon peut potentiellement causer la rupture de ballon, ce qui peut précipiter une lésion aortique. Une attention particulière à la carte proximale et distale qui permet d’obtenir le degré souhaité d’occlusion aortique ballon, qu’elle soit partielle ou complète.
Gaines d’insertion et à ballonnets occlusion aortique sont devenus plus petits en profil ces dernières années. Dans cette étude, nous avons utilisé une gaine d’introduction Fr 14 avant d’avancer le cathéter d’occlusion partielle ballon (c.-à-d., SABOT) dans l’artère fémorale. Ce cathéter est actuellement en phase I de son développement, avec des plans pour une future révision ballons ajustables et le débit aortique distal, mais aussi un système plus petit, peu encombrant. Cathéters de Fr 7 petits, cependant, ont gagné en popularité ces dernières années, comme ils sont associés à moins de complications ischémiques. Gaines plus petits, peu encombrant et à ballonnets occlusion aortique peuvent également être utilisés pour le déploiement dans ce modèle de choc hémorragique, avec d’excellents résultats.
Plusieurs modèles d’hémorragie sont utilisés pour tester le choc hémorragique en grands animaux23,24,25. Nous utilisons un modèle de volume fixe d’hémorragie. Dans ce modèle, un volume prédéterminé de l’hémorragie, qui repose sur un calcul TBV, est retiré de l’organisme sur une période de temps. Nous avons utilisé un 35 % TBV hémorragie pendant 20 min, qui est couramment utilisé dans les modèles de choc hémorragique volume fixe26,27,28,29. Ce modèle est employé couramment pour enquêter sur les changements physiologiques induits par le choc et des mécanismes de compensation, ainsi que des réponses physiopathologiques, en état de choc hémorragique. Bien que cette méthode est très populaire, le degré de choc qui est induite à la suite de l’hémorragie de volume fixe varie d’un animal à l’autre. En outre, étant donné que le ratio de sang-volume-à-corps-poids varie, il est important de contrôle de poids dans ce modèle afin d’obtenir des résultats reproductibles. Autres types de modèles dans la pratique comprennent un modèle fixe-pression hémorragie, un modèle d’une hémorragie non contrôlée et un modèle d’hémorragie avec marqueurs ischémiques comme points de terminaison. Chacun de ces modèles, cependant, a son propre ensemble de limites.
L’hémorragie contrôlée modèles ont été utilisés pour tester les cathéters occlusion aortique ballon avec succès12. Dans cette étude, nous avons utilisé un système fermé de l’hémorragie car ce type de modèle de l’hémorragie peut être employé dans une grande variété d’expériences. Notre objectif était de fournir aux lecteurs avec la Fondation pour reproduire un modèle de choc hémorragique et déployer à ballonnets occlusion aortique. Toutefois, pour créer le plus cliniquement pertinente et significative comparaison partielle contre complet occlusion aortique, ces cathéters en fin de compte doivent être testés dans le cadre d’une hémorragie distale en cours. En combinaison avec d’autres insultes traumatiques, ce modèle de choc hémorragique peut être extrapolé à un modèle plus cliniquement réaliste de lésions traumatiques16,18.
Stratégies de réanimation suite à des lésions traumatiques chez les modèles animaux varient considérablement. Alors que certains sont partisans de la « réactivité fluide »-guidant les exigences en matière de réanimation en cours28, d’autres proposent des seuils objectives pour administrer des fluides bolus et vasopresseurs21,26. Dans cette étude, nous avons utilisé les seuils pour déterminer l’administration en bolus fluide et vasopresseurs utilisent pour leur facilité de reproductibilité. Bien que « réactivité fluide » réplique pratique clinique, seuils objectives pour l’administration fluide et vasopresseurs peuvent limiter une grande variabilité et la subjectivité des exigences en matière de réanimation dans les modèles de choc hémorragique.
Pendant des années, les porcs ont été utilisés dans divers modèles de choc hémorragique qui ont fourni des occasions de tester un large éventail de traitement stratégies11,12,13,16,17, 19,20,21,30. Cependant, il est important de réaliser que les porcs ne sont pas le modèle animal parfait et changements physiologiques se traduisent pas exactement aux humains. Par exemple, certains chercheurs peuvent recommander une splénectomie avant le choc hémorragique au meilleur imitateur la physiologie humaine, bien qu’il s’agit de sujet controversé,31.
En conclusion, le présent protocole démontre les bases pour reproduire un modèle de choc hémorragique chez le porc et le déploiement de ballonnets d’occlusion aortique. Les conclusions d’une étude qui utilise un modèle similaire de choc hémorragique sont actuellement utilisées dans les essais cliniques de Phase II sur le rôle de l’acide valproïque (VPA) dans les lésions traumatiques16,19,32, 33 , 34. en outre, à noter est l’importance du rôle des ballonnets d’occlusion aortique à l’époque actuelle. Cathéters d’occlusion aortique ballon ont non seulement vu une application en état de choc hémorragique, elles sont également utilisées en chirurgie cardiaque et vasculaire, ainsi que lors d’interventions chirurgicales électives à haut risque où un contrôle de l’écoulement aortique est utile dans un dévastateur de circonstance. Dans l’ensemble, nous pensons que le modèle de porcs de choc hémorragique décrite et l’occlusion aortique ballon sont très pertinents et peuvent être utilisés dans une multitude d’études expérimentales.
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Disclosures
Ce travail est soutenu par l’US Army Medical Research et Materiel Command sous le contrat no. W81XWH-16-C-0102. Les vues, les opinions et/ou les conclusions contenues dans le présent rapport sont celles des auteurs et ne doivent pas être interprétées comme un service officiel de la position armée, politique ou décision sauf ainsi désignés par d’autres documents.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Rachel O'Connell et Jessica Lee pour l’assistance dans les études chez l’animal. Nous tenons également à remercier le major général Harold Timboe, MD, MPH, l’armée américaine (RET.), qui a été un conseiller et mentor pour ce projet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Yorkshire-Landrace Swine | Michigan State University Veterinary Farm | ||
| Anesthesia: Telazol | Pfizer | Dose: 2-8 mg/kg; IM | |
| Anti-cholinergic: Atropine | Pfizer | Dose: 1mg, IM | |
| Anesthesia: Isoflurane | Baxter | Dose: 1-5%, INH | |
| Betadine | Humco | ||
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | |
| Datex-Aespire Anesthesia Machine | GE Healthcare | 7900 | |
| Endotracheal tube | DEE Veterinary | 20170518 | Appropriate size for animal (6.5 or 7.0F) |
| Laryngoscope | Miller | 85-0045 | |
| Stylet | Hudson RCI | 5-151--1 | |
| Jelco 20G IV Catheter | Smiths Medical | 4054 | |
| Operating Room Monitor (Vital Signs Monitor) | SurgiVet Advisor | V9201 | May require at least 2 |
| Surgical Gowns | Kimberly Clark | 90142 | Use appropriate size for surgeon. |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Use appropriate size for surgeon. |
| Cautery Pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Sunction tip: Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Bovie Aaron 1250 Electrocautery Unit | Bovie Medical Co. FL | BOV-A1250U | |
| Salpel Blade - Size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Scalpel Handle | Martin | 10-295-11 | |
| Debakey Forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Weitlander Retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Mayo Scissors | Roboz | RS-76870SC | |
| Army-navy Retractor | Teleflex | 164715 | |
| Mixter Right-angle Forceps | Teleflex | 175073 | |
| 5F (1.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35" Guidewire | Boston Scientific | 16035-05B | |
| 8F (2.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35'' Guidewire | Boston Scientific | 16035-08B | |
| 20G angled Introducer Needle | Arrow | AK-09903-S | |
| 14F (4.78 mm) 13 cm Insertion Sheath with 10F dilator | Cook Medical | G08024 | |
| 2-0 Silk 18'' 45 cm | Ethicon | A185H | |
| 3-0 Vicryl 36'' 90 cm | Ethicon | J344H | |
| 3-0 Nylon 18'' 45 cm | Ethicon | 663G | |
| 4-0 Prolene 30'' 75 cm | Ethicon | 8831H | |
| 20 ml syringe | Metronic/Covidien | 8881512878 | |
| 3 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180300555 | |
| 6 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180600777 | |
| 1000ml 0.9% Saline | Baxter | 2B1324X | |
| Foley Catheter (18F 30 cc) | Bard | 0166V18S | |
| Urinary Drainage Bag | Bard | 154002 | |
| 9F 10 cm Insertion Sheath | Arrow | AK-09903-S | |
| Swan-Ganz pulmonary artery catheter (8F) | Edwards Lifesciences co. CA | 746F8 | |
| Carotid Flow Probe System | Transonic, Ithaca, NY | 3, 4, or 6 mm probes | |
| SABOT catheter | Hayes Inc. | ||
| CODA balloon catheter | Cook Medical | 8379144 | |
| Ultrasound, M-Turbo | SonoSite | ||
| Amplatz Stiff Guidewire (0.035 inch, 260 cm) | Cook Medical | G03460 | |
| Arterial Blood Gas Syringes | Smiths Medical | 4041-2 | |
| Arterial Blood Gas Analyzer | Nova Biochemical | ABL800 | |
| Masterflex Pump | Cole Palmer | HV-77921-75 | |
| Blood Collection Bags | Terumo | 1BBD606A | |
| Macro IV drip set | Hospira | 12672-28 | |
| Pentobarbital | Pfizer | Dose: 100 mg/kg; IV | |
| Eppendorf Tubes | Sorenson | 11590 | |
| 50 cc conical tubes | Falcon | 352097 | |
| Formalin | Fisherbrand | 431121 | |
| Bair Hugger Normothermia System | Arizant Healthcare, Inc. |
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