Summary
Aquí, presentamos un protocolo de demostración de un modelo de shock hemorrágico en el cerdo que utiliza Oclusión aórtica como puente a la atención definitiva en trauma. Este modelo tiene aplicación en las pruebas de una amplia gama de estrategias terapéuticas quirúrgicas y farmacológicas.
Abstract
La hemorragia sigue siendo la principal causa de muerte evitable en trauma. Administración endovascular de la hemorragia del torso no compresible ha estado a la vanguardia de la atención de trauma en los últimos años. Desde completa Oclusión aórtica presenta serias preocupaciones, el concepto de Oclusión aórtica parcial ha adquirido una atención creciente. Aquí, presentamos un modelo animal grande del choque hemorrágico para investigar los efectos de un catéter de globo novela parcial oclusión y compararlo con un catéter que trabaja en los principios de Oclusión aórtica completa. Porcina es anestesiado y equipado para llevar a cabo el control de volumen fijo de hemorragia, y se monitorean los parámetros hemodinámicos y fisiológicos. Tras hemorragia, catéteres de oclusión con balón de contrapulsación se inserta e inflados en la aorta del supraceliac de 60 minutos, durante el cual los animales reciben resucitación de la sangre entera como 20% del volumen total de sangre (TBV). Después de desinflado del balón, los animales son supervisados en un entorno de cuidados críticos durante 4 h, durante la cual reciben reanimación con líquidos y vasopresores si es necesario. La oclusión parcial de balón de contrapulsación demostró mejor presiones arteriales media distales (mapas) durante el inflado del balón, disminuyó los marcadores de isquemia y disminución de la reanimación con líquidos y uso de vasopresor. Fisiología de cerdos las respuestas homeostáticas después de la hemorragia han sido bien documentadas y son como los de los seres humanos, una hemorrágica PORCINA choque modelo puede utilizarse para probar diversas estrategias de tratamiento. Además de tratar la hemorragia, catéteres de oclusión con balón de contrapulsación se han convertido en populares por su papel en paro cardiaco, cirugía cardiaca y vascular y otros procedimientos quirúrgicos electivos alto riesgo.
Introduction
La hemorragia sigue siendo la dominante causa de muertes evitables en pacientes sometidos a eventos traumáticos, representando el 90% de las muertes relacionadas con trauma en el ambiente militar y 40% de muertes postraumáticos en la población civil1, 2. aunque presión directa puede tratar hemorragia compresible, hemorragia no compresible torso sigue siendo difícil de tratar y puede ser letal sin control hemostático pronto. El enfoque histórico de resucitación toracotomía o laparotomía con pinzamiento aórtico ha demostrado para ser extremadamente invasor3,4. Esta intervención también requiere un algoritmo de selección complejas para determinar la candidatura de los pacientes que han sufrido insultos traumático5.
En los últimos años ha habido un resurgimiento del interés en un enfoque descrito anteriormente — obstrucción de balón de resucitación endovascular de la aorta (REBOA)6,7,8. Aunque REBOA ha conferido una ventajas de supervivencia a corto plazo en la hemorragia, una prolongada obstrucción completa de la aorta durante el inflado del balón plantea serias preocupaciones que incluyen isquemia de órganos irreversible9,10. En un intento por superar el esta morbosidad potencial, se están preparando estrategias alternativas endovasculares para manejar la hemorragia. Una estrategia de este tipo que ha visto una creciente atención es una oclusión parcial de la aorta11,12. La idea de la obstrucción parcial de balón de contrapulsación permite la perfusión vascular camas distal al sitio de oclusión, mapas aórticas proximal fisiológicas mejoradas y una reducción del afterload gradual después de la deflación del globo. Estos cambios en los parámetros son deseados modificaciones a las características fisiológicas de un animal sangrante. Antes de la traducción de este método a los seres humanos, completar y catéteres de oclusión con balón de contrapulsación parciales han sido muy probados en modelos porcinos de choque hemorrágico11,12,13.
Cerdos se han utilizado en estudios que implican shock hemorrágico durante muchos años. La mayor parte de la comprensión actual de la fisiopatología del choque hemorrágico se deriva de estudios que han utilizado modelos animales, como cerdos. Su fisiología y respuestas homeostáticas en el ajuste de depleción de volumen patológico siguiente especialmente los relativos a las respuestas cardiovascular y coagulación de la sangre hemorragia, ha sido bien documentadas y es como los de los seres humanos14. Porcina modelos de choque hemorrágico también proporcionan oportunidades para investigar estrategias de tratamiento para el shock hemorrágico y otras lesiones traumáticas.
En este estudio, demostramos un modelo clínico realista del choque hemorrágico en cerdos para evaluar estrategias de tratamiento endovascular, incluyendo obstrucción aórtica del globo completa y parcial. Presumimos que una obstrucción parcial de la aorta provoca un mejor fisiológica y Perfil de laboratorio en comparación con una obstrucción completa de la aorta en cerdos sometidos a una control hemorragia de volumen fijo.
El objetivo fue comparar los efectos fisiológicos de la Oclusión aórtica parcial y completo como un tratamiento para el shock hemorrágico en un modelo porcino. Oclusión aórtica parcial fue alcanzada usando una oclusión selectiva de balón de contrapulsación en catéter de trauma (SABOT) (figura 1). El catéter SABOT es un sistema de dos globos que permite el flujo de sangre intra-luminal, proporcionando así un flujo aórtico parcial a los lechos vasculares distales a la obstrucción. Obstrucción aórtica completa fue alcanzada usando un catéter de globo solo obstrucción aórtica (p. ej.,CODA) (figura 1). Grupos de tratamiento fueron asignados al azar para someterse a resucitación obstrucción aórtica con los completos o con los catéteres de oclusión con balón de contrapulsación parcial (n = 2/Grupo).
Los pasos principales del modelo incluyen la inducción de la anestesia y la intubación, el mantenimiento de la anestesia, instrumentación, 35% TBV hemorragia (20 min total; la mitad durante los primeros 7 minutos y medio sobre los 13 minutos restantes), obstrucción aórtica del globo y reanimación con sangre entera (60 minutos de oclusión, reanimación con sangre entera 20% durante los últimos 20 minutos de la oclusión), supervisión (240 min) con observación hemodinámica y la eutanasia con tejidos en cuidados críticos. Figura 2 muestra el modelo utilizado en este experimento.
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Protocol
En investigaciones con animales, los investigadores se adhirieron a los reglamentos de la ley de Bienestar Animal y otras leyes federales relacionadas con animales y experimentos con animales y los principios establecen en la actual versión de la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio del Consejo de investigación nacional. Este protocolo de estudio fue aprobado por la Universidad de Michigan institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC). Los experimentos se realizaron en cumplimiento de todas las normas y directrices en materia de bienestar animal en la investigación.
1. animal selección y aclimatación
- Mestizas de uso femenino Yorkshire-Landrace cerdos (n = 2/Grupo, rango de edad: 5-6 meses, gama del peso: 40-60 kg) para el experimento.
- Después de su llegada en las instalaciones, los animales individualmente en jaulas de la casa pero asegúrese de que existe una amplia interacción entre los animales en jaulas de vecinos.
- Casa de los animales durante al menos 5 d por lo que ellos están totalmente aclimatados antes de realizar el experimento. Durante este período, alimentar los animales con una dieta estándar y observar para comprobar que están en buen estado de salud.
- Mantener los animales de comer y beber después de la medianoche antes de la cirugía para evitar el riesgo de aspiración durante la intubación.
2. anestesia e intubación
- SEDAR el animal con 5 mg/kg tiletamina/zolazepam dado intramuscular (IM) en el músculo glúteo mientras el animal está en el área de la cubierta. Al mismo tiempo, dar atropina de 0,05 mg/kg IM como un agente anticolinérgico para reducir al mínimo las secreciones durante la intubación.
- El animal de la zona de vivienda a la sala de operaciones de transporte y coloque en la posición supina en una mesa de operaciones.
- Uso de isoflurano inhalado (2% - 5%) para inducir la anestesia. Utilizar oxígeno 21% (0,4 L/min) mezclado con aire (4 L/min) como los gases de la compañía para entregar el gas anestésico inhalado.
- Mientras que se está logrando la profundidad deseada de la anestesia, colocar 20 G periférica intravenosa (IV) catéter en la vena de la oreja para la administración IV de fluidos, medicamentos o anestesia, según sea necesario.
- Como el animal adquiere la profundidad deseada de la anestesia, suavemente Limpie toda la basura y desechos de los sitios operativos, incluyendo las regiones inguinales derecha e izquierdas, lados izquierdo y derecho del cuello y el abdomen. Utilice un cortapelos eléctrico para quitar todo el pelo de los sitios operativos. Evaluar la profundidad de la anestesia por las extremidades del animal se atore y observar su respuesta (falta de).
- Asegure el animal a la mesa de operaciones mediante el uso de cuerdas de algodón quirúrgico alrededor de cada extremidad, antes de la intubación.
- Use un trozo pequeño de cuerda de algodón quirúrgico para levantar la mandíbula y la lengua para abrir el orificio oral. Utilizar otro pedazo de cuerda de algodón para el maxilar superior hacia abajo. En el caso de la relajación de la mandíbula es insuficiente o las cuerdas vocales se contraen, aumenta el nivel de isoflurano brevemente y repita este paso.
- Use la mano no dominante para sostener el mango del laringoscopio convencional equipado con un 12 en hoja iluminada de Miller. Pase la punta de la hoja Miller a través de la orofaringe. Práctica de precaución para preservar los dientes y mucosa oral mientras que maniobrar la cuchilla en la cavidad bucal. Haga avanzar lentamente la punta de la cuchilla hasta la epiglotis puede ser claramente visualizada y avance más allá de la entrada laríngea. Usando la muñeca, levante la cuchilla, elevación de la epiglotis, que se obtiene una visión clara de la laringe.
- Lugar a 6.5 Fr o 7 Fr el tubo endotraqueal (ETT) con un estilete entre las cuerdas vocales en la tráquea. En caso de Laringoespasmo debido a irritación de la mucosa, aplicar lidocaína al 2% en las cuerdas vocales y el campo gloso epiglottic mediana y reevaluar.
- Retire el estilete antes de avanzar completamente el tubo en la tráquea mientras se mantiene un agarre firme en el tubo. Inflar el manguito del balón con 10-15 cm3 de aire para evitar cualquier fuga de aire alrededor de la bocamanga y la aspiración de contenido gástrico.
- Conecte la ETT al ventilador mecánico a través de un filtro de respiración (intercambiador de calor y humedad). Asegure la ETT por atar la cinta de algodón alrededor del hocico (maxilar).
- En el caso de una intubación fallida, deje el oxigeno animal y ventile brevemente antes de cualquier intento adicional.
- Asegurar la configuración de ventilador mecánico apropiado: una mezcla de 21% de oxígeno y de aire; un volumen corriente de 7 a 10 mL/kg de peso corporal; una frecuencia respiratoria de 10-15 respiraciones/min para mantener un fin-de marea pCO2 de 40 mmHg ± 2 mmHg.
- Colocar un oxímetro de pulso en la oreja, lengua o cola para medir la oxigenación de la sangre y ritmo cardíaco. Avanzar una sonda rectal a través del orificio anal para el monitoreo continuo de la temperatura.
Nota: La temperatura del animal debe ser mantenido entre 38 ° C a 40 ° C usando una tabla de funcionamiento regulado de temperatura climatizada, estera de calor o manta. - Uso de isoflurano (1-3%) para el mantenimiento de la anestesia durante el procedimiento. Durante este tiempo, evaluar la profundidad de la anestesia por la prueba de reflejos de dolor con una pizca de extremidades. Además, vigilar la frecuencia respiratoria en el ventilador para ver si coincide con la velocidad del ventilador programada.
Nota: Respiración excesiva indica una inadecuada profundidad de la anestesia.
3. quirúrgico esterilización (preparación y drapeado)
- Preparar los sitios de incisión, así como una extensa área circundante para los procedimientos experimentales. Los sitios de incisión para el experimento son el abdomen, regiones inguinales bilaterales y cuello bilateral. Desinfectar los sitios operativos por modo de fregar con abundante povidona yodada durante 5 minutos.
- Use gasa seca y estéril para eliminar el jabón de povidona yodada de la piel.
- Coloque toallas quirúrgicas estériles alrededor de los sitios operativos para preservar los campos quirúrgicos estériles. Utilice fórceps de la toalla para sujetar las toallas en su lugar. Cubrir el animal con un paño estéril para evitar cualquier contaminación de los sitios quirúrgicos.
4. canulación
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Canulación de vena y arteria femoral
Nota: Se realiza la canulación de la arteria femoral, arteria femoral izquierda y vena femoral izquierda. La arteria femoral derecha es canulada con una vaina de inserción de 14 Fr para la inserción de catéter balón oclusión. La arteria femoral izquierda es canulada usando un catéter de 5 Fr para el control de mapa distal. Un catéter Fr 8 se coloca en la vena femoral izquierda para la retirada de sangre y administración de fluidos. La técnica de Seldinger abierta se emplea para obtener acceso vascular para las cánulas15.- Antes de hacer la incisión, evaluar la profundidad de la anestesia por pellizcar las extremidades del animal.
- Con un bisturí equipados con una cuchilla quirúrgica estéril número 10, hacer una incisión de 8 cm vertical en la derecha de la ingle 4 cm y 4 cm por debajo del pliegue inguinal derecha.
- Disecar a través del tejido subcutáneo y músculo y utilizar dos retractores de Carlos para obtener una exposición adecuada. Usar un retractor de ejército marina de guerra para retracción adicional si es necesario.
- Utilice pinzas de ángulo recto de Mixter y electrocauterización para disecar a través de los tejidos conectivos hasta que claramente se expone el paquete neurovascular.
- Disecar cuidadosamente la arteria. Preservar el nervio, que es la estructura más lateral.
- Disecar cuidadosamente la vena, que se encuentra más medial de la arteria.
- Hacerse con el control proximal y distal de la arteria con lazos de seda 2-0.
- Utilice una aguja angulada introductor de 20 G para pinchar la arteria. Asegurar una posición adecuada en el lumen del vaso mediante la observación de la pulsátil flujo de sangre por el otro extremo de la aguja.
- Avanzar un 0,35 de punta redondeada en guía a través del lumen de la aguja inclinada.
- Retire la aguja sobre la guía. Asegúrese de que no hay migración de la guía manteniendo en su lugar.
- Pasar el dilatador 10 Fr sobre la guía para dilatar la abertura de la arteria. Retire el dilatador Fr 10. Introduzca una vaina de inserción de 14 Fr por la guía.
- Cuidadosamente retire el dilatador de la vaina de inserción junto con la guía, manteniendo la cánula dentro de la arteria.
- Descarga la vaina de inserción para asegurar su posición dentro del lumen del vaso.
- Asegure el extremo del catéter en su lugar con una sutura de Poliglactina 3-0.
- Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.
- Repita los pasos antes mencionados para la canulación de la arteria femoral izquierda con un catéter de 5 Fr (no dilatación inicial). Aislar la vena femoral izquierda de forma similar y usando un catéter Fr 8 canule. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.
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De la arteria carótida y la canulación de la vena yugular externa
Nota: Se realiza la canulación de las venas yugulares externas bilaterales y arteria carótida común izquierda. Un catéter 5 Fr se coloca en la arteria carótida común izquierda para el próximo mapa monitoreo y un catéter Fr 8 en la vena yugular externa izquierda para acceso venoso central adicional para administración de líquidos y vasopresor infusión. Un catéter Fr 9 se coloca en la vena yugular externa correcta para el cateterismo de arteria pulmonar con una arteria pulmonar (p. ej., Swan-Ganz) catéter, mientras que una punta de prueba de flujo carotídeo se coloca alrededor de la arteria carótida común derecha para el flujo carotídeo monitoreo. El método de Seldinger se utiliza para obtener acceso vascular para cánulas de todos.- Usando un bisturí de hoja de 10, haga una incisión vertical de 6 cm de 2 cm lateral a la línea media en el lado izquierdo del cuello.
- Uso de electrocauterio para disecar a través del tejido subcutáneo hasta que quede expuesto el músculo esternocleidomastoideo (SCM).
- Coloque retractores de Carlos en los aspectos proximales y distales de la incisión para una retracción completa.
- Diseca a lo largo del borde lateral del músculo del SCM para exponer la vena yugular externa izquierda.
- Canulación de vasos puede lograrse siguiendo los pasos 4.1.8 - 4.1.14. Insertar, eliminar y asegurar un catéter Fr 8 en la vena.
- Para la exposición de la arteria carótida común izquierda, disecar el borde medial del músculo del SCM. Colocar un retractor de Carlos para mejorar la exposición.
- Diseca a través del tejido conectivo longitudinalmente a lo largo de la frontera lateral de la tráquea. Preservar las glándulas timo si se encuentran.
- Exponer el triángulo carótido, que contiene la arteria carótida, la vena yugular interna y nervio vago. Palpar la arteria carótida común para determinar su trayectoria.
- Cuidadosamente se diseca la arteria carótida común de la vena y el nervio.
- Realizar la canulación carótida siguiendo los pasos 4.1.8 - 4.1.14. Insertar, eliminar y asegurar un catéter 5 Fr en la arteria como se describió anteriormente.
- Repita los pasos 4.1. para la disección y aislamiento de la vena yugular externa derecha y arteria carótida común derecha.
- Colocar una sonda de flujo de la arteria carótida de 4 mm alrededor de la arteria carótida común derecha. Aplique el gel transductor entre la punta de prueba de flujo y el buque para un flujo óptimo de señalización y capturar.
- Siguiendo los pasos 4.1.8-4.1.14, canule la vena yugular externa correcta usando un introductor de Fr 9. Ras y fije el catéter en su lugar. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.
5. PA insertar el catéter
- Limpie el puerto de inyección, el puerto proximal y el puerto distal del catéter con solución salina normal (NS) y conectar a la tubería del transductor. El puerto distal es señalado como el puerto de la arteria pulmonar (PA), mientras que el puerto proximal es señalado como el puerto de presión venosa central (PVC).
- Verifique rastreo del artefacto en el monitor al mover el catéter. Esto se hace para asegurarse de que el catéter está en funcionamiento.
- Haga avanzar el catéter del PA a través de la funda estéril.
- Utilizando una jeringa de3 cm 3, infle el globo del catéter de PA con no más de 1,5 cm3 de aire a prueba de inflación. Desinflar el balón para insertar el catéter en la vaina de inserción.
- Inserte el catéter del PA la vaina de inserción p 9. Una vez que se inserta el catéter del PA para por lo menos 18 cm, infle el globo con no más de 1,5 cm3 de aire.
- Lentamente haga avanzar el catéter del PA y Compruebe al monitor de arritmias durante la inserción. En caso de Ectopia ventricular, infle y desinfle el globo con el fin de prevenir la progresión. Si la inserción se convierte en difícil de cualquier manera, el balón debe ser desinflado y el catéter debe ser retirado y reinsertado.
- Observar el monitor para evaluar la transición desde la aurícula derecha (RA) para el ventrículo derecho (RV) el PA para la presión de enclavamiento de arteria pulmonar (PWP).
- Desinflar el balón y confirmar que un rastro PA regresa al monitor.
Nota: La longitud adecuada del catéter desde el sitio de inserción en la vena yugular externa derecha es aproximadamente de 45-55 cm. - Conecte el extremo de la manga estéril a la vaina de inserción para asegurar la posición del catéter dentro de el PA
- Conectar los puertos de inserción del catéter de PA a la unidad de captura para obtener el gasto cardíaco (CO) y la saturación de oxígeno venoso (SVO2).
- Calibre del catéter del PA sistema de monitoreo. Usando la longitud del cuerpo y el peso del animal, realizar una calibración en vivo del catéter PA sistema de monitoreo para el animal. Utilice un gas de sangre venosa para una calibración más con niveles de hemoglobina y saturación de oxígeno.
6. cystostomy la colocación del tubo
- Hacer una incisión abdominal menor de 5 cm en la línea media con un bisturí de hoja de 10.
- Uso de electrocauterización, disecar a través del tejido subcutáneo y la linea alba. Visualizar cada capa durante la disección.
- Extracorporealize la vejiga urinaria.
- Con dos pinzas de DeBakey, agarre la vejiga urinaria en la superficie ventral de los orificios ureterales.
- Usando el electrocauterio, hacer una pequeña abertura en la vejiga, exponiendo la luz interna.
- Use succión para quitar cualquier orina dentro del lumen de la vejiga. Esponjas quirúrgicas pueden ser utilizados para cualquier derrame accidental de orina fuera de la vejiga.
- Utilizar una sutura de polipropileno 4-0 para realizar un cierre temporal de la jareta de la vejiga.
- Coloque un catéter de Fr Foley 18 dentro del lumen de la vejiga y utilizar una jeringa de 10 cm3 para inflar el balón. Conecte una bolsa de drenaje urinario a la sonda de Foley y segura al lado de la mesa de operaciones.
- Anudar la sutura de polipropileno 4-0 para fijar el catéter de Foley en el lumen de la vejiga.
- Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel de la pared abdominal.
7. inserción de catéter de balón de contrapulsación completos y parciales
- Aleatorizar los animales para recibir ya sea el catéteres de oclusión con balón de contrapulsación completa o parcial.
- Inserte un 0,035, 260 cm guía rígida Amplatz a través de la inserción de Fr 14 vaina en la arteria femoral derecha y guiarla en la aorta del supraceliac (zona 1) con ecografía de aorta abdominal y torácica.
- Inserte el catéter balón de oclusión sobre la guía 1 de la zona de la aorta para llevar a cabo la oclusión después de la hemorragia.
- Confirmar la ubicación final del catéter balón oclusión en zona 1 de la aorta con la sonografía.
8. intraoperatoria hemodinámica y monitorización de laboratorio
- Asegurar la conexión de los catéteres invasivos en el sistema de monitoreo utilizando tubería, transductores y tubo de los monitores hemodinámicos. Sistemas de monitoreo invasivos deben ser 'cero' a nivel del corazón del animal para garantizar un control preciso.
- Registrar datos fisiológicos durante todo el experimento, incluyendo el proximal y el mapa distal, frecuencia cardiaca (FC), la CVP, el CO, la presión PA, la SVO2, fin-de marea CO2y la temperatura central del cuerpo.
- Registrar estas variables cada 5 min durante la hemorragia y la fase de inflado de globo, así como cada 15 minutos durante el resto del experimento.
- Obtener muestras de sangre en 4 momentos: basal (BL), choque posterior (PS), post-resucitación (PR) y al final (E) del experimento. 10 mL de sangre se recoge para el análisis de suero y plasma en cada momento.
- Realizar toma de muestras de sangre arterial (ABG) de gas por recoger a 1 mL de sangre en la jeringa de la ABG. Realizar el muestreo de ABG en cada uno de los puntos de tiempo ya mencionado y también cuando sea necesario durante el experimento. Utilice un analizador de gas de sangre para el análisis.
Nota: Cada muestra debe analizarse dentro de 10 minutos de dibujo de la sangre debido a retrasos de más de 10 minutos pueden disminuir la eficacia de los resultados16.
9. hemorragia
- Calcular el TBV.
TBV en mL = peso en g × 0.06 + 0.77 - Hemorragia el 35% del TBV mediante una bomba automática durante un periodo de 20 minutos Retire la mitad durante los primeros 7 minutos y la otra mitad sobre el minuto 13 siguiente.
- Recoger la sangre en bolsas recolectoras de sangre estándar. Almacenarlas a 4 º C en previsión de una futura transfusión.
- Si el mapa disminuye por debajo de 30 mmHg, detener la hemorragia, apague el isoflurano y administrar bolos de 50-100 mL de NS.
- Reiniciar la hemorragia cuando el mapa vuelve a 30 mmHg.
10. balón obstrucción catéter inflación y resucitación de la sangre entera
- Infla el catéter de balón de contrapulsación oclusión con 9-12 cm3 de aire o hasta ninguna disminución en el siguiente mapa distal que se observa una inflación del globo adicional.
- Quite el cable del catéter de balón de contrapulsación parcial oclusión para facilitar el flujo aórtico distal, dejando para el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión. Confirmar la colocación del catéter balón oclusión en la zona 1 con ecografía para descartar la migración del catéter.
- Asegure el catéter a la piel mediante una sutura de nylon 3-0 interrumpido.
- Tras 40 min de obstrucción aórtica, resucitar al animal con sangre igual en volumen a 20% de la TBV mediante el catéter de la vena femoral izquierda en un periodo de 20 minutos usando la bomba automatizada. Usar un calentador de la sangre para transfusiones, a una temperatura de 40 ° C.
- Después de la resucitación, desinflar el balón gradualmente sobre 5 minutos.
- Retire el catéter de balón de contrapulsación la obstrucción de la vaina de inserción de 14 Fr.
- Monitorizar la hemodinámica estrechamente durante este tiempo, dado el conocido riesgo de isquemia-reperfusión con la hipotensión asociada.
11. critical Care, recuperación y observación
- Observar los animales durante 4 h con un monitoreo continuo de sus parámetros fisiológicos y de laboratorio.
- Ofrecer líquidos por vía intravenosa (infusión de NS a 50 ml/h).
- Objetivo un CVP de 6 mmHg mediante la administración de bolos de 30 ml/kg de NS seguido por bolos de 20 ml/kg cuando la CVP desciende por debajo de la meta. Evaluar la capacidad de respuesta de líquido por hora.
- Destino mapa de 60 mmHg utilizando una infusión de norepinefrina (0,024 mg/ml).
- Mantener una temperatura fisiológica de 38-40 ° C con una manta.
- Al final del período de 4 h, eutanasia a los animales con una inyección de sodio pentobarbital (100 mg/kg).
12. la necropsia
- Retire todos los tubos y líneas esenciales del animal.
- Preparar un recipiente con hielo regular y colocarlo al lado de la mesa de operaciones para congelar el tejido órgano inmediatamente después del retiro del cuerpo.
- Utilice un bisturí para hacer una incisión de 6 cm de largo vertical a lo largo del borde esternal izquierdo, disección a través de la piel, tejidos subcutáneos, músculo pectoral músculos y cartílagos costales. Entrar en la cavidad torácica para exponer el corazón y el pulmón.
- Quitar la membrana pericárdica del corazón haciendo una incisión con el bisturí y agarrar el ápice del corazón con unas pinzas. Utilice un bisturí para cortar una sección de 5 x 5 cm del corazón en el ápice.
- Utilice tijeras para cortar una sección de 5 x 5 cm del pulmón desde el borde anterior de la base de la pulmonar.
- Extender la incisión de la toracotomía en la línea media anterior del abdomen, exponiendo las visceras abdominales.
- Use pinzas para mantener el lóbulo izquierdo del hígado y corte una sección de 5 x 5 cm.
- Repetir el mismo proceso para conseguir muestras del bazo.
- Utilizar la mano derecha para crear una ventana para entrar en el retroperitoneo izquierdo para agarrar el riñón. Después de que el parénquima renal se moviliza, transecto la arteria renal, vena y el uréter. Retire la cápsula renal.
- Suavemente apriete el taburete de una sección larga de 5 cm de intestino y utilice tijeras para cortar una sección larga de 5 cm de intestino del mesentery.
- Utilice el bisturí para cortar una sección larga de 5 x 2 cm del músculo cuadriceps del muslo.
- Procesar estas muestras más por cortándolos en pequeñas secciones para ser colocados en tubos de microcentrífuga. Flash-congela estas muestras de tejido mediante la colocación de los tubos en hielo seco o nitrógeno líquido.
- Utilizar tubos cónicos de 50 ml que contiene una solución de formol para fijar 3 cm de largo, finamente, cortar secciones de tejido para una evaluación histológica.
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Representative Results
Parámetros hemodinámicos y fisiológicos:
El mapa disminuyó inmediatamente después de la hemorragia (figuras 3A - 3D). Durante la fase de inflado del globo, los animales del grupo de oclusión completa experimentaron mapa proximal superior en comparación con los animales en el grupo de oclusión parcial (figuras 3A y 3B). El mapa media distal durante el inflado del balón fue mayor en el grupo de oclusión parcial en comparación con el grupo de obstrucción completa (media distal mapa, globo inflado fase; parcial: 31 ± 2,9 mmHg, completa: 16,5 ± 1.14 mmHg; p > 0.05), lo que refleja el flujo aórtico distal parcial (figuras 3 y 3D). Siguiente resucitación, los mapas proximales y distales aumentó en ambos grupos y regresó a la línea de base después de la deflación del globo para el resto de la fase de cuidados críticos (figuras 3A - 3D).
Todos los animales experimentaron taquicardia refleja inmediatamente después de la hemorragia, que experimentó un aumento incremental durante la fase de inflado del balón en ambos grupos (Figura 4A). A raíz de la deflación del globo, las horas fueron significativamente mayores para el resto de la fase de cuidados críticos en el grupo de oclusión completa en comparación con el grupo de oclusión parcial, aunque esta diferencia de horas no fue estadísticamente significativa.
Después de la hemorragia, la CVP disminuyó en ambos grupos (Figura 4B). Experimentó una tendencia al alza tras la inflación del globo. Después de la deflación del globo, el grupo de oclusión completa demostró una mayor disminución de CVP en comparación con el grupo de oclusión parcial, aunque no estadísticamente diferentes. Después de la reanimación adicional en la fase de cuidados críticos, la CVP se recuperó hacia la línea de base en ambos grupos. Asimismo, la CO disminuyó después de la hemorragia, aumentó durante el inflado del globo y volvió a la línea de fondo tras el globo desinflado y resucitación para ambos grupos (figura 4).
El flujo carotídeo disminuyó en ambos grupos inmediatamente después de la hemorragia (figura 4). La inflación del globo, la obstrucción completa grupo demostró tasas de flujo carotídeo en comparación con el grupo de oclusión parcial. Tras la reanimación y desinflado del balón, la velocidad de flujo carotídeo recuperado hacia la línea de base en ambos grupos. Sin embargo, este flujo carotídeo fue menor en el grupo de oclusión completa en comparación con el grupo de oclusión parcial.
Parámetros de laboratorio:
No apreciables en el nivel inicial de pH y lactato se observaron diferencias entre los grupos. A raíz de la inflación del globo, los animales de ambos grupos experimentaron una disminución en el pH (figura 5A). El nadir de pH en el grupo de oclusión completa era notablemente más bajo que en el grupo de oclusión parcial (completa: 7,14 ± 0.01, el parcial: 7,32 ± 0.02, p = 0.1). El nivel de lactato fue significativamente mayor en la inflación del globo y el resto de la fase de cuidados críticos en el grupo de obstrucción completa (total: 17,5 ± 0,71 mmol, parcial: 6,1 mmol ± 0,28, p = 0,03) (figura 5B). Esta diferencia de lactato niveles disminuidos lentamente hasta que los niveles eran similares al final de la fase de cuidados críticos.
Requisitos de la reanimación:
El requisito total de fluidos de animales en el grupo de oclusión completa fue significativamente mayor que el de los animales en el grupo de oclusión parcial (total de reanimación con líquidos adicional para los animales en el grupo de obstrucción completa: 3,4 cm 47,5 ±3/kg, total de reanimación con líquidos adicional para los animales en el grupo de oclusión parcial: 3,7 ± 0,4 cm3/kg, p = 0,003) (figura 6A). De manera similar, el requisito de norepinefrina en el grupo de oclusión completa fue significativamente superior en el grupo de oclusión parcial (completa: 289,7 ± 25,4 μg/kg, parciales: 32 ± 13,8 μg/kg, p = 0,006) (Figura 6B).
Figura 1: catéteres de oclusión con balón de contrapulsación. Parcial obstrucción aórtica (A) se consigue con una oclusión selectiva de balón de contrapulsación en catéter de trauma (SABOT), mientras que la obstrucción aórtica completa se consigue utilizando el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión. (B) el balón de contrapulsación parcial obstrucción catéter es un sistema dos-balón que permite un flujo de sangre intra-luminal proporcionando un flujo aórtico distal. Obstrucción aórtica completa se proporciona mediante un sistema de globo solo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Protocolo de lesiones. Una lesión que consiste en una hemorragia de volumen total de sangre de 35% es seguida por un período de 1 h de obstrucción aórtica del globo. Una reanimación se realiza con sangre entera de 20% sobre 20 minutos, después de 40 min de la obstrucción del globo. Los animales son monitoreados en la fase de cuidados críticos de 4 h después de la deflación del globo. BL = la línea de base; PS = post choque; PR = período de post-resucitación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: respuesta hemodinámica a la lesión y el globo inflación. Estos paneles muestran las mediciones intraoperatorias de (A) la presión arterial proximal pean (mapa), (B) el mapa proximal durante el inflado del balón, (C) el mapa distal y (D) el mapa distal durante el globo inflación. Los datos se presentan como el grupo promedio ± el error estándar (SE). S = el período de choque (20 min); Balón = la inflación del globo (60 min); R = la reanimación (20 min); PR = la deflación del globo periodo post resucitación; E = el final de la fase de la lesión (5 h después de la finalización del período de choque); Completo = el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión; Parcial = el catéter de balón de contrapulsación parcial obstrucción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: respuesta fisiológica y sistémica para el desarrollo de lesiones y el globo. Estos paneles muestran las mediciones intraoperatorias de (A) la frecuencia cardíaca (HR), (B) la presión venosa central (CVP), (C) el cardiaco salida (CO) y (D) el flujo carotídeo (CF). Los datos se presentan como media ± de grupo SE. S = el período de choque (20 min); Balón = la inflación del globo (60 min); R = la reanimación (20 min); PR = la deflación del globo periodo post resucitación; E = el final de la fase de la lesión (5 h después de la finalización del período de choque); Completo = el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión; Parcial = el catéter de balón de contrapulsación parcial obstrucción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: parámetros del laboratorio en respuesta a la lesión y el globo inflación. Estos paneles muestran las mediciones intraoperatorias de pH (A) y (B) lactato. Los datos se presentan como media ± de grupo SE. Los asteriscos indican los puntos de tiempo fueron significativamente diferentes (p < 0.05). S = el período de choque (20 min); Balón = la inflación del globo (60 min); R = la reanimación (20 min); PR = la deflación del globo periodo post resucitación; E = el final de la fase de la lesión (5 h después de la finalización del período de choque). Completo = el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión; Parcial = el catéter de balón de contrapulsación parcial obstrucción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: requisitos de reanimación en respuesta a la lesión y el globo inflación. Estos paneles muestran la medición intraoperatoria de líquidos de reanimación adicional total (A) y (B) el uso de norepinefrina. Los datos se presentan como media ± de grupo SE. Los asteriscos indican diferencias significativas (p < 0.05). Completo = el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión; Parcial = el catéter de balón de contrapulsación parcial obstrucción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En este protocolo, destacamos un modelo de shock hemorrágico en los cerdos. Este modelo ha demostrado ser fiable y reproducible16,17,18,19. Modelos similares a este han sido empleados en diversos estudios científicos investigaron los efectos del choque hemorrágico en fisiología animal16,20. Además, este modelo también se ha utilizado para las pruebas de ambas intervenciones de tratamiento farmacológico y quirúrgico en shock hemorrágico con marcado éxito12,13,16,19, 21.
Este modelo consta de varios pasos que requieren gran atención al detalle. La intubación de un cerdo es un procedimiento complejo, puesto que el animal tiene un hocico largo, pico-como y una cavidad estrecha y larga orofaríngea. Además, porcina generalmente tiene una alta tendencia a Laringoespasmo, realizar intubación orotraqueal más desafiante22. Una adecuada inducción de la anestesia, favorecer la buena relajación muscular, se debe alcanzar antes de intentar la intubación. En nuestra experiencia, tener Asistente de usar cuerdas de algodón quirúrgico para levantar la mandíbula y la lengua y apretar el maxilar contribuye a facilitar una mayor apertura de la cavidad bucal para facilitar intubación. Si la intubación difícil debido a Laringoespasmo, xilocaína tópica aerosol debe usarse. Aunque no utilizado en este protocolo, puede administrarse un bloqueador neuromuscular para promover la relajación laríngea. Usando un bloqueador neuromuscular, sin embargo, requiere estrecha supervisión de un profesional capacitado. También hemos encontrado le útil para aplicar gel lubricante al extremo del tubo endotraqueal, como girando el tubo mientras avanza a través de la apertura laríngea. Después de la intubación, la colocación del tubo endotraqueal debe ser confirmada con fin-de marea del CO2. Sin embargo, aunque cerdos pueden ser intubados en varias posiciones, nos encontramos con intubación en la posición supina a ser más fácil, especialmente si el individuo realiza la intubación tiene experiencia con intubación humana.
Canulación de vena y arteria femoral pueden ser técnicamente difíciles. El uso de buena retracción es importante y puede lograrse mediante el uso de retractores uno mismo-retención. Puede utilizarse un separador adicional, como una ejército de la Marina, si es necesario. Debe tenerse cuidado durante la disección del paquete neurovascular, ya que el nervio femoral, que es la estructura más lateral en el mismo paquete, tiene que ser preservado. Esto es particularmente importante si el animal necesita para sobrevivir la experiencia. Además, la canulación de la arteria femoral derecha es un paso crítico para el experimento. Tras la canulación de la guía en el vaso, se inserta una vaina de inserción p 14. Una ejecución exitosa de este paso requiere una dilatación inicial con dilatador 10 Fr para convertir el buque. También de vital importancia es comprimir la arteria femoral en el sitio de la arteriotomía, después de la extirpación del dilatador Fr 10, para minimizar la pérdida de sangre. Aunque no rutinariamente realizado en estudios en animales, logrando el control proximal y distal antes de realizar la arteriotomía y la flebotomía, como se demuestra en este estudio, se puede ayudar a minimizar el sangrado y permiten la resolución de problemas, si surgen problemas durante la canulación.
Un posicionamiento adecuado y la implementación de los catéteres de oclusión con balón de contrapulsación son críticos. PRECAUCIÓN debe ser practicada mientras avanza el catéter dentro de la aorta, como manipulación agresiva puede resultar en una lesión yatrogénica de la arteria femoral o la aorta. Aunque varios lugares pueden orientarse para la implantación del catéter, optamos por colocar los balones de Oclusión aórtica zona 1, que es la aorta del supraceliac. La colocación del balón se puede confirmar por palpación manual o fluoroscopia; sin embargo, también puede utilizarse la sonografía para confirmar fácilmente la colocación del balón, que fue utilizada para este estudio. Después de la colocación apropiada, la inflación del globo debe realizarse con cuidado. En general, globos deben inflarse lentamente hasta que no se observó disminución en el mapa distal. Inflado del balón puede causar la rotura del globo, que puede precipitar una lesión aórtica. Atención al mapa proximal y distal ayuda a alcanzar el grado deseado de la oclusión del globo, ya sea parcial o completa.
Vainas de inserción y catéteres de oclusión con balón de contrapulsación se han convertido en más pequeños en el perfil en los últimos años. En este estudio, hemos utilizado una vaina de inserción de 14 Fr antes de avanzar el catéter de la obstrucción del globo parcial (es decir, SABOT) en la arteria femoral. Actualmente, este catéter es en la fase de su desarrollo, con planes para una futura revisión con globos ajustables y el flujo aórtico distal, así como un sistema más pequeño, de bajo perfil. Pequeños catéteres Fr 7, sin embargo, han ganado popularidad en los últimos años, como se asocian con menos complicaciones isquémicas. Vainas más pequeñas, de bajo perfil y catéteres de oclusión con balón de contrapulsación pueden utilizarse también para la implementación de este modelo de shock hemorrágico, con excelentes resultados.
Varios modelos de la hemorragia se utilizan para probar el shock hemorrágico en animales grandes23,24,25. Contamos con un modelo de volumen fijo de la hemorragia. En este modelo, un volumen predeterminado de la hemorragia, que se basa en un calculado TBV, se retira del cuerpo durante un período determinado de tiempo. Se utilizó un 35% TBV hemorragia durante 20 min, que es muy frecuente en el shock hemorrágico de volumen fijo modelos26,27,28,29. Este modelo es ampliamente utilizado para investigar los cambios fisiológicos inducidos por el choque y mecanismos de compensación, así como las respuestas fisiopatológicas, en choque hemorrágico. Aunque este método es muy popular, el grado de shock que se induce como consecuencia de la hemorragia de volumen fijo varía de animal a animal. Además, como el cociente del peso en sangre volumen varía, es importante para el control de peso en este modelo para lograr resultados reproducibles. Otros tipos de modelo en la práctica son un modelo de hemorragia presión fija, un modelo de hemorragia no controlada y un modelo de hemorragia con marcadores isquémicos como puntos finales. Cada uno de estos modelos, sin embargo, tiene sus propias limitaciones.
Hemorragia controlada modelos se han utilizado para probar los catéteres de oclusión con balón de contrapulsación con éxito12. En este estudio, se utilizó un sistema cerrado la hemorragia porque este tipo de modelo de hemorragia puede emplearse en una amplia variedad de experimentos. Nuestro objetivo era ofrecer a los lectores con la Fundación para replicar un modelo de shock hemorrágico e implementar catéteres de oclusión con balón de contrapulsación. Sin embargo, para crear más clínicamente relevante y significativa comparación de parcial versus completa obstrucción aórtica, estos catéteres en última instancia, analizarse en el marco de una continua hemorragia distal. En combinación con otras injurias traumáticas, este modelo de shock hemorrágico puede ser extrapolado a un modelo más clínico realista de lesiones traumáticas16,18.
Estrategias de resucitación después de lesiones traumáticas en modelos animales varían ampliamente. Mientras que algunos son partidarios de la 'sensibilidad líquido'-guía requisitos para curso reanimación28, proponen otros umbrales objetivo para la administración de fluidos bolos y vasopresores21,26. En este estudio, empleamos los umbrales para determinar la administración de bolo de líquidos y vasopresores utilizan por su facilidad de reproducibilidad. Aunque 'fluida capacidad de respuesta' Replica clínica, umbrales objetivo para la administración de líquidos y vasopresores pueden limitar una amplia variabilidad y la subjetividad de los requisitos de la resucitación en modelos de choque hemorrágico.
Durante años, se ha utilizado en varios modelos de shock hemorrágico que han proporcionado oportunidades para probar una amplia gama de tratamiento estrategias11,12,13,16,17, porcina 19,20,21,30. Sin embargo, es importante darse cuenta que los cerdos no son el modelo animal perfecto y cambios fisiológicos no exactamente traducir a los seres humanos. Por ejemplo, algunos investigadores pueden recomendar esplenectomía antes del choque hemorrágico al mejor imitador la fisiología humana, aunque esto es polémico tema31.
En conclusión, este protocolo demuestra el fundamento básico para replicar un modelo de shock hemorrágico en los cerdos y para la implantación de catéteres de oclusión con balón de contrapulsación. Los resultados de un estudio que utilizó un modelo similar del shock hemorrágico se utilizan actualmente en ensayos clínicos de fase II investigan el papel del ácido valproico (VPA) en lesiones traumáticas16,19,32, 33 , 34. Asimismo, cabe señalar es la importancia del papel de los catéteres de oclusión con balón de contrapulsación en la época actual. Catéteres de oclusión con balón de contrapulsación no sólo han encontrado una aplicación en choque hemorrágico, también se utilizan en cirugías cardíacas y vasculares, así como en procedimientos quirúrgicos electivos alto riesgo donde un control del flujo aórtico es útil en un circunstancia devastadora. En general, consideramos que el modelo porcino de choque hemorrágico descrito y la oclusión del globo son altamente relevantes y pueden emplearse en multitud de estudios experimentales.
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Disclosures
Este trabajo es apoyado por el nosotros médicos investigación del ejército y comando de material bajo contrato no. W81XWH-16-C-0102. Los puntos de vista, opiniones y/o conclusiones que figuran en este informe son los del autor y no deben considerarse como un departamento oficial de la posición de ejército, política o decisión a menos que lo señalado por otra documentación.
Acknowledgments
Nos gustaría reconocer Rachel O'Connell y Jessica Lee por su ayuda con los estudios en animales. También quisiéramos reconocer el mayor General Harold Timboe, MD, MPH, los E.E.U.U. ejército (Ret.), quien ha sido asesor y mentor de este proyecto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Yorkshire-Landrace Swine | Michigan State University Veterinary Farm | ||
| Anesthesia: Telazol | Pfizer | Dose: 2-8 mg/kg; IM | |
| Anti-cholinergic: Atropine | Pfizer | Dose: 1mg, IM | |
| Anesthesia: Isoflurane | Baxter | Dose: 1-5%, INH | |
| Betadine | Humco | ||
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | |
| Datex-Aespire Anesthesia Machine | GE Healthcare | 7900 | |
| Endotracheal tube | DEE Veterinary | 20170518 | Appropriate size for animal (6.5 or 7.0F) |
| Laryngoscope | Miller | 85-0045 | |
| Stylet | Hudson RCI | 5-151--1 | |
| Jelco 20G IV Catheter | Smiths Medical | 4054 | |
| Operating Room Monitor (Vital Signs Monitor) | SurgiVet Advisor | V9201 | May require at least 2 |
| Surgical Gowns | Kimberly Clark | 90142 | Use appropriate size for surgeon. |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Use appropriate size for surgeon. |
| Cautery Pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Sunction tip: Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Bovie Aaron 1250 Electrocautery Unit | Bovie Medical Co. FL | BOV-A1250U | |
| Salpel Blade - Size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Scalpel Handle | Martin | 10-295-11 | |
| Debakey Forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Weitlander Retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Mayo Scissors | Roboz | RS-76870SC | |
| Army-navy Retractor | Teleflex | 164715 | |
| Mixter Right-angle Forceps | Teleflex | 175073 | |
| 5F (1.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35" Guidewire | Boston Scientific | 16035-05B | |
| 8F (2.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35'' Guidewire | Boston Scientific | 16035-08B | |
| 20G angled Introducer Needle | Arrow | AK-09903-S | |
| 14F (4.78 mm) 13 cm Insertion Sheath with 10F dilator | Cook Medical | G08024 | |
| 2-0 Silk 18'' 45 cm | Ethicon | A185H | |
| 3-0 Vicryl 36'' 90 cm | Ethicon | J344H | |
| 3-0 Nylon 18'' 45 cm | Ethicon | 663G | |
| 4-0 Prolene 30'' 75 cm | Ethicon | 8831H | |
| 20 ml syringe | Metronic/Covidien | 8881512878 | |
| 3 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180300555 | |
| 6 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180600777 | |
| 1000ml 0.9% Saline | Baxter | 2B1324X | |
| Foley Catheter (18F 30 cc) | Bard | 0166V18S | |
| Urinary Drainage Bag | Bard | 154002 | |
| 9F 10 cm Insertion Sheath | Arrow | AK-09903-S | |
| Swan-Ganz pulmonary artery catheter (8F) | Edwards Lifesciences co. CA | 746F8 | |
| Carotid Flow Probe System | Transonic, Ithaca, NY | 3, 4, or 6 mm probes | |
| SABOT catheter | Hayes Inc. | ||
| CODA balloon catheter | Cook Medical | 8379144 | |
| Ultrasound, M-Turbo | SonoSite | ||
| Amplatz Stiff Guidewire (0.035 inch, 260 cm) | Cook Medical | G03460 | |
| Arterial Blood Gas Syringes | Smiths Medical | 4041-2 | |
| Arterial Blood Gas Analyzer | Nova Biochemical | ABL800 | |
| Masterflex Pump | Cole Palmer | HV-77921-75 | |
| Blood Collection Bags | Terumo | 1BBD606A | |
| Macro IV drip set | Hospira | 12672-28 | |
| Pentobarbital | Pfizer | Dose: 100 mg/kg; IV | |
| Eppendorf Tubes | Sorenson | 11590 | |
| 50 cc conical tubes | Falcon | 352097 | |
| Formalin | Fisherbrand | 431121 | |
| Bair Hugger Normothermia System | Arizant Healthcare, Inc. |
References
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