Summary
Qui, presentiamo un protocollo che dimostra un modello di shock emorragico in maiali che utilizza Occlusione aortica come un ponte verso la cura definitiva nel trauma. Questo modello ha applicazione in fase di test una vasta gamma di strategie terapeutiche farmacologiche e chirurgiche.
Abstract
L'emorragia rimane la principale causa di morti evitabili nel trauma. Trattamento endovascolare dell'emorragia non comprimibile torso è stato all'avanguardia nella cura di traumi negli ultimi anni. Poiché l'occlusione aortica completa presenta gravi preoccupazioni, il concetto di parziale occlusione aortica ha acquisito una crescente attenzione. Qui, presentiamo un grande modello animale di shock emorragico per studiare gli effetti di un catetere per occlusione parziale romanzo aortica dell'aerostato e confrontarlo con un catetere che funziona sui principi di occlusione aortica completa. Suina è anestetizzati e strumentato per condurre controllata volume fisso emorragia sono monitorati parametri emodinamici e fisiologici. A seguito di emorragia, i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato sono inseriti e gonfiati nell'aorta del supraceliac per 60 min, durante la quale gli animali ricevono sangue intero rianimazione come 20% del volume totale del sangue (TBV). Dopo lo sgonfiaggio del palloncino, gli animali sono monitorati in un ambiente di cura critica per 4 h, durante il quale ricevono la rianimazione fluida e vasopressori come necessario. L'occlusione parziale aortica dell'aerostato ha dimostrato le pressioni arteriose medie distale migliorate (mappe) durante il gonfiaggio del palloncino, è diminuito di marcatori di ischemia e diminuito la rianimazione fluida e uso di vasopressori. Come suina fisiologia e risposte omeostatiche dopo l'emorragia sono state ben documentate e sono simili a quelli di esseri umani, un porco emorragica modello shock può essere utilizzato per testare varie strategie di trattamento. Oltre a curare l'emorragia, i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato sono diventati popolari per il loro ruolo nell'arresto cardiaco, chirurgia cardiaca e vascolare e altre procedure chirurgiche elettive ad alto rischio.
Introduction
L'emorragia continua ad essere la causa dominante delle morti evitabili in pazienti sottoposti a eventi traumatici, pari al 90% dei decessi per trauma in ambito militare e il 40% delle morti post-traumatiche nella popolazione civile1, 2. anche se la pressione diretta può trattare l'emorragia comprimibile, l'emorragia non comprimibile torso rimane difficile da trattare e può essere letale senza prompt di controllo emostatico. L'approccio storico di thoracotomy resuscitativo o la laparotomia con traversa-pressione aortica ha dimostrato di essere estremamente dilagante3,4. Questo intervento richiede anche un algoritmo di selezione complessi per determinare la candidatura di pazienti che hanno subito insulti traumatici5.
Negli ultimi anni, c'è stata una rinascita di interesse per un approccio descritto in precedenza — resuscitative endovascular l'occlusione dell'aerostato dell'aorta (REBOA)6,7,8. Anche se REBOA ha conferito un vantaggi di sopravvivenza a breve termine in caso di emorragia, una prolungato l'occlusione completa dell'aorta durante il gonfiaggio del palloncino pone gravi preoccupazioni che includono l'ischemia irreversibile fine-organo9,10. Nel tentativo di superare questa morbosità potenziale, sono essendo messo a punto strategie endovascular alternativi per gestire l'emorragia. Una tale strategia che ha visto una crescente attenzione è una parziale occlusione dell'aorta11,12. L'idea dell'occlusione parziale aortica dell'aerostato offre la perfusione dei letti vascolari distale al luogo dell'occlusione, mappe aortiche prossimale fisiologiche migliorate e una riduzione graduale del afterload seguendo lo sgonfiaggio del palloncino. Questi cambiamenti nei parametri sono opportune modifiche alle caratteristiche fisiologiche di un animale di spurgo. Prima della traduzione di questo metodo per gli esseri umani, completare e cateteri per occlusione parziale aortica dell'aerostato sono stati pesantemente testati in modelli suina di shock emorragico11,12,13.
Suina è stati utilizzati negli studi che comportano shock emorragico per molti anni. La maggior parte della attuale comprensione della patofisiologia di shock emorragico è derivato dagli studi che hanno utilizzato modelli animali, compreso suina. Loro fisiologia e risposte omeostatiche nella cornice di deplezione di volume patologico segue emorragia, soprattutto quelli relativi a risposte cardiovascolari e della coagulazione del sangue, sono state ben documentate e sono simili a quelli di esseri umani14. Modelli di suina di shock emorragico forniscono anche l'opportunità di studiare strategie di trattamento per shock emorragico e altre lesioni traumatiche.
In questo studio, dimostriamo un modello clinicamente realistico di shock emorragico nei suini per valutare strategie di trattamento endovascular, compreso l'occlusione completa e parziale aortica dell'aerostato. Supponiamo che una parziale occlusione dell'aorta si traduce in una migliore fisiologica e profilo di laboratorio rispetto a un'occlusione completa dell'aorta in maiali che subiscono un'emorragia controllata di volume fisso.
Abbiamo mirato a paragonare gli effetti fisiologici dell'occlusione aortica parziale e completa come un trattamento per shock emorragico in un modello di suina. Parziale occlusione aortica è stata ottenuta utilizzando un'occlusione selettiva aortica dell'aerostato nel catetere di trauma (SABOT) (Figura 1). Il catetere SABOT è un sistema di due-palloncino che permette il flusso sanguigno intra-Luminale, fornendo in tal modo un flusso aortico parziale per i letti vascolari distali all'occlusione. L'occlusione aortica completa è stata ottenuta utilizzando un catetere per occlusione aortica singolo-palloncino (ad es.,CODA) (Figura 1). Gruppi di trattamento sono stati randomizzati per subire resuscitative Occlusione aortica con il completo o con i cateteri di occlusione parziale aortica dell'aerostato (n = 2/gruppo).
I passaggi principali del modello includono l'induzione dell'anestesia e l'intubazione, il mantenimento dell'anestesia, strumentazione, l'emorragia TBV 35% (Totale 20 min; metà sopra il primo min 7 e mezzo sopra il restante 13 min), l'occlusione aortica dell'aerostato e rianimazione di sangue intero (min 60 dell'occlusione; rianimazione di sangue intero di 20% durante gli ultimi 20 minuti dell'occlusione), monitoraggio (240 min) con osservazione emodinamica ed eutanasia con tessuto raccolta critica di cura. Nella figura 2 viene illustrato il modello utilizzato in questo esperimento.
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Protocol
Nel condurre la ricerca usando gli animali, i ricercatori hanno aderito per l'Animal Welfare Act regolamenti e altri statuti federali relative agli animali ed esperimenti che coinvolgono gli animali e i principi stabiliti nella versione corrente della Guida per l'uso e la manutenzione degli animali da laboratorio del Consiglio nazionale delle ricerche. Questo protocollo di studio è stato approvato dall'Università di Michigan istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC). Gli esperimenti sono stati condotti in conformità con tutte le normative e linee guida in materia di benessere degli animali nella ricerca.
1. acclimatazione e selezione animale
- Uso femminile Yorkshire-Landrace incrociate suina (n = 2/gruppo, fascia d'età: 5-6 mesi, range di peso: 40-60 kg) per l'esperimento.
- Dopo il loro arrivo presso la struttura, casa degli animali singolarmente in gabbie ma assicurarsi che vi sia un'ampia interazione tra gli animali in gabbie di vicini.
- Casa gli animali per almeno 5 d in modo che essi sono completamente acclimatati prima di eseguire l'esperimento. Durante questo periodo, nutrire gli animali con una dieta standard e osservarli per accertare che sono in buono stato di salute.
- Tenere gli animali da mangiare e bere dopo la mezzanotte prima dell'intervento per prevenire il rischio di aspirazione durante l'intubazione.
2. l'anestesia e l'intubazione
- Sedare l'animale con 5 mg/kg tiletamina/zolazepam dato per via intramuscolare (IM) nel muscolo gluteo mentre l'animale si trova nella zona di alloggiamento. Contemporaneamente, dare atropina 0,05 mg/kg IM come un agente anticolinergico per ridurre al minimo le secrezioni durante l'intubazione.
- Trasportare l'animale dalla zona di alloggiamento per la sala operatoria e collocarlo in posizione supina su un tavolo operatorio.
- Uso per inalazione isoflurane (2% - 5%) per indurre l'anestesia. Utilizzare 21% di ossigeno (0,4 L/min) mescolato con aria (4 L/min) come i gas vettore per trasportare il gas anestetico per inalazione.
- Mentre la profondità desiderata di anestesia si sta realizzando, posizionare un catetere endovenoso periferico di (IV) 20 G nella vena orecchio per la somministrazione IV di liquidi, farmaci o l'anestesia, come necessario.
- Come l'animale acquisisce la profondità desiderata dell'anestesia, lavare delicatamente eventuali detriti e delle macerie dai siti operativi, tra cui le regioni inguinale di destra e sinistra, lati sinistro e destro del collo e l'addome. Utilizzare un tagliacapelli elettrico per rimuovere tutti i capelli da siti operativi. Valutare la profondità dell'anestesia che intrappola l'arto posteriore dell'animale e osservando la sua risposta (mancanza di).
- Proteggere l'animale al tavolo operatorio utilizzando corde di cotone chirurgico intorno a ogni estremità, prima l'intubazione.
- Utilizzare un breve pezzo di corda di cotone chirurgico per sollevare la mandibola con la linguetta per aprire l'orifizio orale. Utilizzare un altro pezzo di corda di cotone per tirare la mascella superiore verso il basso. Nel caso in cui il rilassamento della mascella è insufficiente o le corde vocali vengono compressi, aumentare il livello di isoflurane brevemente e ripetere questo passaggio.
- Utilizzare la mano non dominante per tenere il manico di un laringoscopio convenzionale con un 12 in illuminato lama di Miller. Far passare la punta della lama Miller attraverso l'orofaringe. Pratica attenzione per preservare i denti e la mucosa orale mentre manovri la lama nella cavità orale. Far avanzare lentamente la punta della lama fino a quando l'epiglottide può essere chiaramente visibili e avanzare oltre l'ingresso laringeo. Utilizzando il polso, sollevare la lama, elevando l'epiglottide, tale da ottenere una chiara visione della laringe.
- Luogo un 6.5 Fr o 7 Fr tubo endotracheale (ETT) con un mandrino tra le corde vocali nella trachea. In caso di laryngospasm dovuto irritazione delle mucose, applicare lidocaina 2% sulle corde vocali e il campo glosso-epiglottic mediano e rivalutare.
- Estrarre il mandrino prima di avanzare completamente il tubo verso il basso la trachea, mantenendo una salda presa sul tubo. Gonfiare il palloncino con 10-15 cm3 di aria per impedire qualsiasi perdita di aria intorno il bracciale e aspirazione del contenuto gastrico.
- Collegare il ventilatore meccanico ETT attraverso un filtro di respirazione (scambiatore di calore e umidità). Fissare i ETT legando il nastro di cotone intorno al muso (mascella superiore).
- In caso di un'intubazione fallita, lasciate che l'animale ossigenare e ventilare brevemente prima di eventuali ulteriori tentativi.
- Verificare le impostazioni del ventilatore meccanico appropriato: una miscela di 21% di ossigeno e aria; un volume corrente di 7-10 mL/kg di peso corporeo; una frequenza respiratoria di 10-15 respiri/min per mantenere un fine-di marea pCO2 di 40 mmHg ± 2 mmHg.
- Posizionare un pulsossimetro sul orecchio, lingua o della coda per misurare l'ossigenazione del sangue e la frequenza cardiaca. Avanzare una sonda rettale attraverso l'orifizio anale per il monitoraggio continuo della temperatura.
Nota: La temperatura dell'animale è che occorre mantenere tra 38 ° C a 40 ° C utilizzando un tavolo operatorio temperatura regolata riscaldata, calore mat o termocoperta. - Utilizzare isoflurano (1% - 3%) per il mantenimento dell'anestesia durante tutta la procedura. Durante questo periodo, è necessario valutare la profondità dell'anestesia di test per i riflessi di dolore utilizzando un pizzico dell'arto. Inoltre, monitorare la frequenza respiratoria sul ventilatore per vedere se corrisponde il tasso di ventilazione programmata.
Nota: Eccessiva respirazione indica un'inadeguata profondità dell'anestesia.
3. chirurgico sito sterilizzazione (preparazione e festoni)
- Preparare i siti di incisione, così come una vasta zona che li circonda per le procedure sperimentali. I siti di incisione per l'esperimento sono regioni inguinali bilaterali, collo bilaterale e il basso addome. Disinfettare i siti operativi mediante sfregamento con una copiosa quantità di povidone-iodio per 5 min.
- Utilizzare garza sterile asciutto per rimuovere il sapone di povidone-iodio dalla pelle.
- Posto gli asciugamani chirurgici sterili intorno i siti operativi di preservare i campi chirurgici sterili. Utilizzare pinze asciugamano per proteggere gli asciugamani in luogo. Coprire l'animale con un telino sterile per evitare qualsiasi contaminazione dei siti chirurgici.
4. inserimento di una canula
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Arteria femorale e della vena
Nota: Viene eseguito un inserimento di una canula dell'arteria femorale di destra, sinistra arteria femorale e vena femorale di sinistra. L'arteria femorale di destra è cannulato utilizzando una cannula di inserimento Fr 14 per l'inserimento del catetere Occlusione aortica dell'aerostato. L'arteria femorale di sinistra è cannulato utilizzando un catetere 5 Fr per il monitoraggio di mappa distale. Un catetere di Fr 8 viene inserito nella vena femorale di sinistra per il ritiro di amministrazione e il sangue fluido. La tecnica di Seldinger aperta è impiegata per ottenere l'accesso vascolare per tutti gli inserimenti di una canula15.- Prima di effettuare l'incisione, valutare la profondità dell'anestesia pizzicando l'arto posteriore dell'animale.
- Usando un bisturi dotato di una lama chirurgica sterile numero 10, fare un'incisione verticale di 8 cm nella parte destra dell'inguine 4 sopra e 4 cm sotto la piega inguinale destra.
- Sezionare attraverso il tessuto sottocutaneo e muscolare e utilizzare due Weitlaner Divaricatori per ottenere l'esposizione corretta. Se necessario, utilizzare un riavvolgitore Army-Navy per ulteriore ritrazione.
- Utilizzare forcipe Mixter ad angolo retto ed elettrocauterizzazione per dissecare attraverso i tessuti connettivi, fino a quando il fascio neurovascolare è chiaramente esposto.
- Con cautela la dissezione dell'arteria. Conservare il nervo, che è la struttura più laterale.
- Accuratamente sezionare la vena, che si trova più medialmente, lontano dell'arteria.
- Ottenere un controllo prossimale e distale dell'arteria usando i legami di seta 2-0.
- Utilizzare un ago introduttore angolata 20g per puntura dell'arteria. Garantire una posizione appropriata nel lume del vaso osservando il pulsatile flusso di sangue attraverso l'altra estremità dell'ago.
- Anticipo un 0.35 con punta arrotondata in filo guida attraverso il lume dell'ago angolato.
- Ritirare l'ago sopra il filo guida. Non garantire alcuna migrazione del filo guida tenendolo in luogo.
- Passare un dilatatore Fr 10 sopra il filo guida per dilatare l'apertura nell'arteria. Rimuovere il dilatatore Fr 10. Inserire una cannula di inserimento Fr 14 sopra il filo guida.
- Rimuovere con cautela il dilatatore dalla guaina di inserimento insieme con il filo guida, mantenendo la cannula all'interno dell'arteria.
- Lavare la guaina di inserimento per garantire la sua posizione all'interno del lume del vaso.
- Fissare l'estremità del catetere in luogo con una sutura in polyglactin 3-0.
- Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.
- Ripetere i passaggi di cui sopra per l'inserimento di una canula arteria femorale di sinistra usando un catetere 5 Fr (nessuna dilatazione iniziale). Isolare la vena femorale di sinistra in modo simile e incannulare utilizzando un catetere Fr 8. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.
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Dell'arteria carotica e l'incannulamento della vena giugulare esterna
Nota: Viene eseguito un inserimento di una canula delle vene giugulari esterne bilaterali e l'arteria carotide comune sinistra. Un catetere di Fr 5 viene inserito nell'arteria carotide comune sinistra per monitoraggio mappa prossimale e un catetere di Fr 8 nella vena giugulare di sinistra esterna per accesso venoso centrale aggiuntiva per la somministrazione di fluidi e vasopressori infusione. Un catetere di Fr 9 viene inserito nella vena giugulare esterna destra per cateterizzazione dell'arteria polmonare con un'arteria polmonare (ad es., Swan-Ganz) catetere, mentre una sonda di flusso carotico è collocata intorno l'arteria carotica comune di destra per portata carotica monitoraggio. L'approccio di Seldinger viene utilizzato per ottenere l'accesso vascolare per tutti gli inserimenti di una canula.- 10 lame bisturi, praticare un'incisione verticale di 6 cm circa 2 cm laterale alla linea mediana sul lato sinistro del collo.
- Utilizzare l'elettrocauterio per dissecare attraverso il tessuto sottocutaneo fino a quando il muscolo sternocleidomastoideo (SCM) è esposto.
- Posto Weitlaner divaricatori presso gli aspetti prossimali e distali dell'incisione per un ritiro completo.
- La dissezione lungo il bordo laterale del muscolo SCM per esporre la vena giugulare esterna sinistra.
- Inserimento di una canula nave può essere ottenuta eseguendo i passaggi 4.1.8 - 4.1.14. Inserire, a filo e fissare un 8 Fr catetere nella vena.
- Per esposizione dell'arteria carotide comune sinistra, sezionare il bordo mediale del muscolo SCM. Posto un divaricatore Weitlaner per aumentare l'esposizione.
- Sezionare attraverso il tessuto connettivo longitudinalmente lungo il bordo laterale della trachea. Preservare le ghiandole del timo se essi vengono rilevati.
- Esporre il triangolo carotico, che contiene la carotide, la vena giugulare interna e nervo vago. Palpare l'arteria carotica comune per determinare la sua traiettoria.
- Accuratamente sezionare l'arteria carotica comune lontano la vena ed il nervo.
- Eseguire l'inserimento di una canula carotica eseguendo i passaggi 4.1.8 - 4.1.14. Inserire, a filo e fissare un 5 Fr catetere nell'arteria come descritto in precedenza.
- Ripetere i passaggi da 4.1. per la dissezione e l'isolamento della vena giugulare esterna destra e dell'arteria carotica comune di destra.
- Posizionare una sonda di flusso dell'arteria carotica di 4 mm intorno all'arteria carotica comune di destra. Applicare il gel trasduttore tra la sonda di flusso e la nave per un flusso ottimale di segnalazione e catturare.
- In seguito i passi 4.1.8-4.1.14, incannulare la vena giugulare esterna destra utilizzando un introduttore Fr 9. A filo e fissare il catetere in posizione. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.
5. inserimento del catetere di PA
- Sciacquare il foro di iniezione, la porta prossimale e la porta distale del catetere con soluzione salina normale (NS) e collegarli alla tubazione di trasduttore. La porta distale è designata come la porta dell'arteria polmonare (PA), mentre la porta prossimale è designata come la porta di pressione venosa centrale (CVP).
- Verifica per l'analisi di artefatto sul monitor spostando il catetere. Questo è fatto per assicurarsi che il catetere è in funzione.
- Far avanzare il catetere di PA attraverso la manica sterile.
- Usando una siringa da3 cm 3, gonfiare il palloncino del catetere di PA con non più di 1,5 cm3 di aria per testare per l'inflazione. Sgonfiare il palloncino per inserire il catetere nella guaina di inserimento.
- Inserire il catetere di PA attraverso la guaina di inserimento 9 Fr. Una volta inserito il catetere di PA per almeno 18 cm, gonfiare il palloncino con non più di 1,5 cm3 di aria.
- Lentamente, far avanzare il catetere di PA e controllare il monitor per le aritmia durante l'inserimento. In caso di ectopy ventricolare, gonfiare e sgonfiare il palloncino al fine di prevenire la progressione. Se l'inserimento diventa difficile in qualche modo, il palloncino deve essere sgonfiato e il catetere deve essere retratto e reinserito.
- Osservare il monitor per valutare la transizione dall'atrio di destra (RA) al ventricolo di destra (RV) per il PA per la pressione di incuneamento dell'arteria polmonare (PWP).
- Sgonfiare il palloncino e confermare che una traccia di PA restituisce al monitor.
Nota: La lunghezza appropriata del catetere dal sito per l'inserzione nella vena giugulare esterna destra è circa 45-55 cm. - Collegare l'estremità del manicotto sterile alla guaina di inserimento al fine di garantire la posizione del catetere all'interno del PA.
- Collegare le porte di inserimento del catetere di PA all'unità di acquisizione per ottenere la gittata cardiaca (CO) e la saturazione di ossigeno venosa (SVO2).
- Calibrare il catetere di PA sistema di monitoraggio. Utilizzando la lunghezza del corpo e il peso dell'animale, condurre una calibrazione in vivo del catetere di PA sistema di monitoraggio per l'animale. Utilizzare un gas di sangue venoso per un'ulteriore calibrazione utilizzando livelli di saturazione ed emoglobina ossigeno.
6. posizionamento del tubo cystostomy
- Fare un'incisione addominale inferiore di 5 cm nel midline usando un bisturi di 10 lame.
- Usando l'elettrocauterio, dissecare attraverso il tessuto sottocutaneo e la linea alba. Visualizzare ogni strato durante la dissezione.
- Extracorporealize vescica urinaria.
- Con due pinze di DeBakey, afferrare la vescica urinaria sulla superficie ventrale lontano le aperture dell'uretere.
- Usando l'elettrocauterio, fare una piccola apertura nella vescica, esponendo il lume interno.
- Usare l'aspirazione per rimuovere qualsiasi urina all'interno del lumen della vescica. Spugne chirurgiche possono essere utilizzati per qualsiasi versamento accidentale di urina di fuori della vescica.
- Utilizzare una sutura in polipropilene 4-0 per eseguire una chiusura temporanea della borsa-stringa della vescica.
- Posizionare un catetere di Fr Foley 18 all'interno del lume della vescica e utilizzare una siringa da 10 cm3 per gonfiare il palloncino. Collegare un sacchetto di drenaggio urinario al catetere di Foley e fissarlo al lato del tavolo operatorio.
- Legare la sutura in polipropilene 4-0 per fissare il catetere di Foley nel lume della vescica.
- Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante della parete addominale.
7. inserimento del catetere aortico complete e parziali
- Randomizzare animali per ricevere entrambi i cateteri di occlusione completa o parziale aortica dell'aerostato.
- Inserire un 0,035, 260 cm Amplatz rigida filo guida attraverso l'inserimento di Fr 14 guaina nell'arteria femorale destra e guidarla in aorta supraceliac (zona 1) usando l'ecografia dell'aorta addominale e toracica.
- Inserire il catetere per occlusione sopra il filo guida in zona 1 dell'aorta per eseguire l'occlusione dopo l'emorragia.
- Confermare il posizionamento finale del catetere Occlusione aortica dell'aerostato in zona 1 dell'aorta con l'ecografia.
8. intraoperative emodinamici e monitoraggio di laboratorio
- Verificare la connessione dei cateteri invasivi per il sistema di monitoraggio utilizzando tubi, trasduttori e tubi ai monitor emodinamico. Sistemi di monitoraggio invasivi dovrebbero essere azzerati al livello del cuore dell'animale per garantire un monitoraggio accurato.
- Registrare dati fisiologici in tutto l'esperimento, compresi prossimale e distale mappa, frequenza cardiaca (HR), CVP, il CO, la pressione PA, il SVO2, fine-di marea CO2e la temperatura corporea.
- Registrare queste variabili ogni 5 minuti durante l'emorragia e la fase di inflazione dell'aerostato, e come ogni 15 minuti durante il resto dell'esperimento.
- Raccogliere campioni di sangue a intervalli di tempo 4: basale (BL), post-shock (PS), post-rianimazione (PR) e alla fine (E) dell'esperimento. 10 mL di sangue sono raccolti per l'analisi del siero e del plasma in ogni momento.
- Eseguire il campionamento di gas (ABG) di sangue arterioso raccogliendo fino a 1 mL di sangue nella siringa ABG. Eseguire il campionamento ABG in ogni punto il tempo di cui sopra e anche quando necessario durante l'esperimento. Utilizzare un analizzatore di gas del sangue per l'analisi.
Nota: Ogni campione deve essere analizzato entro 10 min di disegno il sangue perché ritardi superiori a 10 min possono diminuire l'efficacia dei risultati16.
9. emorragia
- Calcolare il TBV.
TBV in mL = peso in g × 0.06 + 0,77 - Emorragia di 35% di TBV utilizzando una pompa automatica per un periodo di 20 min. Remove metà sopra il primo min 7 e l'altra metà sopra il prossimo 13 min.
- Raccogliere il sangue in sacchi di raccolta del sangue standard. Conservarli a 4 ° C in previsione di una futura trasfusione.
- Se la mappa scende di sotto 30 mmHg, fermare l'emorragia, spegnere l'isoflurano e somministrare boli di 50-100 mL di NS.
- Quando la mappa restituisce a 30 mmHg, riavviare l'emorragia.
10. aortica dell'aerostato occlusione del catetere inflazione e rianimazione di sangue intero
- Gonfiare il catetere per occlusione aortica dell'aerostato con 9-12 cm3 di aria o fino a quando nessun ulteriore diminuzione nella seguente mappa distale che è notato un gonfiaggio del palloncino aggiuntive.
- Rimuovere il filo dal catetere occlusione parziale aortica dell'aerostato per facilitare il flusso aortico distale, lasciandolo per il catetere per occlusione completa aortica dell'aerostato. Confermare il posizionamento del catetere Occlusione aortica dell'aerostato in zona 1 usando l'ecografia per escludere espansione del catetere.
- Fissare il catetere alla cute tramite una sutura in nylon 3-0 interrotto.
- Dopo 40 min dell'occlusione aortica, resuscitare l'animale con sangue intero nel volume pari al 20% della TBV tramite il catetere di vena femorale di sinistra su un periodo di 20 minuti utilizzando la pompa automatica. Utilizzare un sangue più caldo per trasfusione, targeting per una temperatura di 40 ° C.
- Dopo la rianimazione, sgonfiare il palloncino in modo incrementale oltre 5 min.
- Rimuovere il catetere per occlusione aortica dell'aerostato dalla cannula di inserimento 14 Fr.
- Monitorare l'emodinamica attentamente durante questo periodo, dato il noto rischio di ischemia-riperfusione con l'ipotensione associata.
11. critica di cura, osservazione e recupero
- Osservare gli animali per 4 h con un monitoraggio continuo dei loro parametri fisiologici e laboratorio.
- Fornire manutenzione fluidi per via endovenosa (infusione di NS a 50 ml/h).
- Destinazione un CVP di 6 mmHg con la somministrazione di boli di 30 ml/kg di NS seguito da boli di 20 ml/kg quando il CVP scende di sotto del target. Valutare la reattività del oraria.
- Destinazione sulla mappa di 60 mmHg utilizzando un'infusione di noradrenalina (0,024 mg/ml).
- Mantenere una temperatura fisiologica di 38-40 ° C utilizzando una coperta di riscaldamento.
- Alla fine del periodo di 4h, eutanasia degli animali con un'iniezione di sodio pentobarbital (100 mg/kg).
12. l'autopsia
- Rimuovere tutte le linee essenziali e tubi dall'animale.
- Preparare un contenitore con ghiaccio regolare e posizionarlo accanto al tavolo operatorio per congelare il tessuto dell'organo immediatamente dopo la rimozione dal corpo.
- Utilizzare un bisturi per fare un'incisione verticale lungo 6 cm lungo il bordo sternale sinistro, dissezione attraverso la pelle, tessuti sottocutanei, muscoli pettorali e cartilagini costiere. Entrare nella cavità toracica per esporre il cuore ed il polmone.
- Rimuovere la membrana pericardica dal cuore facendo un'incisione con il bisturi e afferrare l'apice del cuore usando il forcipe. Utilizzare un bisturi per tagliare una sezione di 5 x 5 cm del cuore all'apice.
- Usare le forbici per tagliare una sezione di 5 x 5 cm del polmone dal bordo anteriore della base del polmone.
- Estendere l'incisione di toracotomia nel midline anteriore dell'addome, esponendo i visceri addominali.
- Utilizzare pinze per tenere il lobo sinistro del fegato e tagliare una sezione di 5 x 5 cm.
- Ripetere lo stesso processo per ottenere campioni dalla milza.
- Utilizzare la mano destra per creare una finestra per inserire il retroperitoneum sinistro per afferrare il rene. Dopo il parenchima renale è mobilitato, transetto dell'arteria renale e la vena dell'uretere. Rimuovere la capsula renale.
- Premere sgabello lontano da una sezione di lunghezza di 5 cm di piccole viscere delicatamente e usare le forbici per tagliare una sezione di lunghezza di 5 cm di intestino dal mesentery.
- Usare il bisturi per tagliare una sezione 5 x 2 cm di lunghezza del muscolo quadricipite dalla coscia.
- Trattare questi campioni ulteriormente tagliate in piccole sezioni ad essere messi in microcentrifuga. Flash-congelare questi campioni di tessuto inserendo le provette in ghiaccio secco o azoto liquido.
- Utilizzare provette coniche da 50 ml contenente una soluzione di formalina per difficoltà 3 cm di lunghezza, tagliare finemente sezioni del tessuto per una valutazione istologica.
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Representative Results
Parametri emodinamici e fisiologici:
La mappa è diminuito subito dopo l'emorragia (figure 3A - 3D). Durante la fase di gonfiaggio del palloncino, gli animali nel gruppo l'occlusione completa hanno avvertito una mappa prossimale maggiore rispetto agli animali del gruppo di occlusione parziale (figure 3A e 3B). La mappa media distale durante il gonfiaggio del palloncino è stata superiore nel gruppo l'occlusione parziale rispetto al gruppo di occlusione completa (media mappa distale, la fase di gonfiaggio del palloncino; parziale: 31 ± 2,9 mmHg, completa: 16,5 mm Hg ± 1,14; p > 0,05), riflettendo il flusso aortico distale parziale (figure 3 e 3D). Rianimazione seguente, le mappe prossimale e distale aumentato in entrambi i gruppi e restituiti alla linea di base seguendo lo sgonfiaggio del palloncino per il resto della fase intensiva (figure 3A - 3D).
Tutti gli animali hanno avvertito tachicardia riflessa immediatamente dopo l'emorragia, che ha subito un aumento incrementale durante la fase di gonfiaggio del palloncino in entrambi i gruppi (Figura 4A). In seguito lo sgonfiaggio del palloncino, il HRs erano significativamente più alti per il resto della fase intensiva nel gruppo l'occlusione completa rispetto al gruppo di occlusione parziale, anche se questa differenza di HR non era statisticamente significativa.
A seguito dell'emorragia, il CVP è diminuito in entrambi i gruppi (Figura 4B). Ha subito una tendenza al rialzo dopo il gonfiaggio del palloncino. In seguito lo sgonfiaggio del palloncino, il gruppo di occlusione completa ha dimostrato una maggior diminuzione nella CVP rispetto al gruppo di occlusione parziale, anche se non statisticamente diverso. Dopo la rianimazione aggiuntiva nella fase critica di cura, il CVP ha recuperato verso la linea di base in entrambi i gruppi. Allo stesso modo, il CO è diminuito dopo l'emorragia, è aumentato durante il gonfiaggio del palloncino e restituiti alla linea di base seguendo le sgonfiaggio del palloncino e la rianimazione per entrambi i gruppi (Figura 4).
Il flusso carotico è diminuito in entrambi i gruppi immediatamente dopo l'emorragia (Figura 4). Dopo il gonfiaggio del palloncino, l'occlusione completa gruppo dimostrata carotica portate superiori rispetto al gruppo di occlusione parziale. Dopo la rianimazione e lo sgonfiaggio del palloncino, il tasso di flusso carotico recuperato verso la linea di base in entrambi i gruppi. Tuttavia, questo flusso carotico era più basso nel gruppo rispetto al gruppo di occlusione parziale occlusione completa.
Parametri di laboratorio:
Nessuna differenza apprezzabile del livello di pH e lattato basale è stata notata fra i gruppi. Dopo il gonfiaggio del palloncino, gli animali in entrambi i gruppi hanno avvertito una diminuzione del pH (Figura 5A). Il nadir di pH nel gruppo l'occlusione completa era notevolmente inferiore a quella nel gruppo di occlusione parziale (completa: 7,14 ± 0.01, parziale: 7,32 ± 0.02, p = 0,1). Il livello del lattato era significativamente più alto durante il gonfiaggio del palloncino e il resto della fase critica di cura nel gruppo di occlusione completa (completa: 17,5 ± 0,71 mmol, parziale: 6,1 mmol ± 0,28, p = 0,03) (figura 5B). Questa differenza di lattato livelli diminuiti lentamente fino a quando i livelli erano simili alla fine della fase intensiva.
Requisiti di rianimazione:
Il totale fabbisogno di liquidi per animali nel gruppo di occlusione completa era significativamente superiore per gli animali del gruppo di occlusione parziale (Totale ulteriore rianimazione fluida per gli animali nel gruppo l'occlusione completa: 47.5 ± 3,4 cm3/kg, totale ulteriore rianimazione fluida per gli animali del gruppo di occlusione parziale: 3,7 ± 0,4 cm3/kg, p = 0,003) (Figura 6A). Allo stesso modo, il requisito di noradrenalina nel gruppo l'occlusione completa era significativamente superiore nel gruppo di occlusione parziale (completa: 289,7 ± 25.4 µ g/kg, parziale: 32 ± 13,8 µ g/kg, p = 0,006) (Figura 6B).
Figura 1: i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato. (A) parziale occlusione aortica viene raggiunto utilizzando un'occlusione selettiva aortica dell'aerostato nel catetere di trauma (SABOT), mentre l'occlusione aortica completa si ottiene utilizzando il catetere per occlusione completa aortica dell'aerostato. Catetere per occlusione (B), il parziale aortica dell'aerostato è un sistema di due-palloncino che permette un flusso di sangue intra-luminale fornendo un flusso aortico distale. L'occlusione aortica completa è fornita mediante un sistema single-palloncino. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: protocollo lesioni. Un infortunio che consiste di un'emorragia di volume di sangue totale 35% è seguito da un periodo di 1 h di occlusione aortica dell'aerostato. Una rianimazione viene eseguita con sangue intero 20% oltre 20 min, dopo 40 min di occlusione dell'aerostato. Gli animali sono monitorati nella fase intensiva per 4 h dopo la deflazione dell'aerostato. BL = la linea di base; PS = post-shock; PR = periodo post-rianimazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: la risposta emodinamica all'inflazione ferita e palloncino. Questi pannelli mostrano le misurazioni intraoperative di (A), la pressione arteriosa prossimale pean (mappa), (B) la mappa prossimale durante il gonfiaggio del palloncino, (C) la mappa distale e (D) la mappa distale durante il palloncino inflazione. I dati sono presentati come il gruppo media ± errore standard (SE). S = il periodo di shock (20 min); Balloon = il gonfiaggio del palloncino (60 min); R = la rianimazione (20 min); PR = la post-rianimazione periodo/palloncino deflazione; E = alla fine della fase di lesioni (5 h dopo il completamento del periodo di shock); Completo = il catetere per occlusione aortica completa dell'aerostato; Parziale = il catetere per occlusione parziale aortica dell'aerostato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: risposta sistemica e fisiologica nella distribuzione di lesioni e palloncino. Questi pannelli mostrano le misurazioni intraoperative di (A) la frequenza cardiaca (HR), (B), la pressione venosa centrale (CVP), uscita (C), cardiaco (CO) e (D) il flusso carotico (CF). I dati sono presentati come gruppo media ± SE. S = il periodo di shock (20 min); Balloon = il gonfiaggio del palloncino (60 min); R = la rianimazione (20 min); PR = la post-rianimazione periodo/palloncino deflazione; E = alla fine della fase di lesioni (5 h dopo il completamento del periodo di shock); Completo = il catetere per occlusione aortica completa dell'aerostato; Parziale = il catetere per occlusione parziale aortica dell'aerostato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: parametri di laboratorio in risposta all'inflazione ferita e palloncino. Questi pannelli mostrano la intraoperative misurazioni di pH (A) e (B) lattato. I dati sono presentati come gruppo media ± SE. Gli asterischi indicano i punti di tempo che erano significativamente differenti (p < 0,05). S = il periodo di shock (20 min); Balloon = il gonfiaggio del palloncino (60 min); R = la rianimazione (20 min); PR = la post-rianimazione periodo/palloncino deflazione; E = alla fine della fase di lesioni (5 h dopo il completamento del periodo di shock). Completo = il catetere per occlusione aortica completa dell'aerostato; Parziale = il catetere per occlusione parziale aortica dell'aerostato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: requisiti di rianimazione in risposta all'inflazione ferita e palloncino. Questi pannelli mostrano le misurazioni intraoperatorie dei fluidi di rianimazione ulteriori totale (A) e (B) l'uso di noradrenalina. I dati sono presentati come gruppo media ± SE. Gli asterischi indicano differenze significative (p < 0,05). Completo = il catetere per occlusione aortica completa dell'aerostato; Parziale = il catetere per occlusione parziale aortica dell'aerostato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
In questo protocollo, abbiamo evidenziato un modello di shock emorragico in maiali. Questo modello ha dimostrato di essere affidabile e riproducibile16,17,18,19. Modelli simili a questo sono stati impiegati in diversi studi scientifici che studiano gli effetti di shock emorragico su fisiologia animale16,20. Inoltre, questo modello è stato anche utilizzato per il test di entrambi gli interventi di trattamento farmacologico e chirurgico in shock emorragico con notevole successo12,13,16,19, 21.
Questo modello comprende diversi passaggi che richiedono grande attenzione ai dettagli. L'intubazione di un porco è una procedura complessa, dal momento che l'animale ha un muso lungo, becco e una cavità stretta, lungo orofaringea. Inoltre, suina hanno generalmente un'elevata tendenza a subire laringospasmo, rendendo ancora più impegnativo22l'intubazione orotracheal. Un'appropriata induzione dell'anestesia, favorendo il rilassamento muscolare buono, dovrebbe essere realizzata prima di tentare l'intubazione. Nella nostra esperienza, avendo un assistente per usare corde di cotone chirurgico per sollevare la mandibola e la lingua e premere la mascella superiore aiuta a facilita una più ampia apertura della cavità orale per intubazione più facile. Se l'intubazione diventa difficile dovuto laryngospasm, spray di lidocaina topica deve essere utilizzato. Anche se non utilizzato in questo protocollo, un bloccante neuromuscolare possa essere amministrato per favorire il rilassamento laringeo. Utilizzando un bloccante neuromuscolare, tuttavia, richiede la stretta supervisione di un professionista qualificato. Abbiamo anche trovato utile applicare gel lubrificante all'estremità del tubo endotracheale, come pure il tubo girante mentre si fa avanzare attraverso l'apertura della laringe. Dopo l'intubazione, dovrebbe essere confermato il posizionamento del tubo endotracheale con fine-di marea CO2. Tuttavia, anche se suini possono essere intubati in varie posizioni, troviamo l'intubazione in posizione supina per essere il più semplice, soprattutto se l'individuo eseguire l'intubazione ha esperienza con intubazione umano.
Arteria femorale e della vena può essere tecnicamente impegnativo. L'uso di buona retrazione è importante e può essere ottenuta utilizzando divaricatori diconservazione. Un retrattore aggiuntive, ad esempio un Army-Navy, può essere utilizzato se necessario. Cura dovrebbe essere presa mentre dissezione il fascio neurovascolare, dal momento che il nervo femorale, che è la struttura laterale-la maggior parte nel bundle, deve essere conservato. Ciò è particolarmente importante se l'animale ha bisogno per sopravvivere l'esperimento. Inoltre, l'inserimento di una canula dell'arteria femorale destra è un passaggio fondamentale per l'esperimento. A seguito di inserimento di una canula filo guida nel recipiente, viene inserita una cannula di inserimento Fr 14. Una corretta esecuzione di questo passaggio richiede una dilatazione iniziale con un dilatatore Fr 10 per eseguire l'upsize la nave. Anche di primaria importanza è la compressione dell'arteria femorale al luogo dell'arteriotomia, dopo la rimozione del dilatatore Fr 10, per minimizzare la perdita di sangue. Anche se non ordinariamente effettuato negli studi sugli animali, ottenendo il controllo prossimale e distale prima di eseguire l'arteriotomia e venotomia, come dimostrato in questo studio, può aiutare a ridurre al minimo il sanguinamento e consentire per la risoluzione dei problemi, qualora sorgano problemi durante la inserimento di una canula.
Un adeguato posizionamento e distribuzione dei cateteri Occlusione aortica dell'aerostato sono fondamentali. Attenzione dovrebbe essere praticata mentre si fa avanzare il catetere all'interno dell'aorta, come manipolazione aggressiva può provocare una lesione iatrogenica dell'arteria femorale o l'aorta. Anche se parecchie posizioni possono essere mirati per la distribuzione del catetere, abbiamo scelto di posizionare i palloncini di occlusione aortica zona 1, che è l'aorta del supraceliac. Il posizionamento del palloncino può essere confermato dalla palpazione manuale o fluoroscopia; Tuttavia, l'ecografia può anche facilmente confermare il posizionamento del palloncino, che è stato utilizzato per questo studio. In seguito il posizionamento appropriato, il gonfiaggio del palloncino dovrebbe essere condotta con cura. In generale, i palloncini devono essere gonfiati lentamente fino a quando nessun ulteriore diminuzione nella mappa distale è notata. Overinflation del palloncino può potenzialmente causare la rottura del palloncino, che può precipitare una lesione aortica. Molta attenzione alla mappa prossimale e distale aiuta a raggiungere il grado desiderato di occlusione aortica dell'aerostato, parziale o completa.
Guaine di inserimento e i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato sono diventati più piccoli nel profilo negli ultimi anni. In questo studio, abbiamo usato una guaina di inserimento Fr 14 prima di far avanzare il catetere per occlusione parziale aortica dell'aerostato (cioè, SABOT) nell'arteria femorale. Attualmente, questo catetere è in fase I del suo sviluppo, con i piani per una futura revisione coinvolgendo palloncini regolabile e il flusso aortico distale, come pure un sistema più piccolo, basso profilo. Più piccolo 7 cateteri di Fr, tuttavia, hanno guadagnato popolarità negli ultimi anni, come essi sono associati con un minor numero di complicanze ischemiche. Guaine più piccole, basso profilo e i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato possono essere utilizzati anche per la distribuzione in questo modello di shock emorragico, con ottimi risultati.
Diversi modelli di emorragia sono utilizzati per testare shock emorragico in grandi animali23,24,25. Ci avvaliamo di un modello di volume fisso dell'emorragia. In questo modello, un volume predeterminato di emorragia, che si basa su un TBV calcolato, viene ritirato dal corpo in un determinato periodo di tempo. Abbiamo usato un 35% TBV emorragia in 20 minuti, che è comunemente usato in shock emorragico volume fisso modelli26,27,28,29. Questo modello è ampiamente usato per studiare i cambiamenti fisiologici indotti da scossa e meccanismi di compensazione, nonché risposte patofisiologiche, in stato di shock emorragico. Anche se questo metodo è molto popolare, il grado di scossa che è indotto a seguito dell'emorragia di volume fisso varia da animale ad animale. Inoltre, come varia il rapporto sangue-volume-corpo-peso, è importante controllare per peso in questo modello al fine di ottenere risultati riproducibili. Altri tipi di modello in pratica includono un modello fisso-pressione emorragia, un modello l'emorragia incontrollata e un modello di emorragia con marcatori ischemici come endpoint. Ciascuno di questi modelli, tuttavia, ha una propria serie di limitazioni.
Modelli di emorragia controllata sono stati utilizzati per testare i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato con successo12. In questo studio, abbiamo usato un sistema chiuso l'emorragia perché questo tipo di modello di emorragia può essere impiegato in un'ampia varietà di esperimenti. Il nostro obiettivo era quello di fornire ai lettori con la Fondazione per replicare un modello di shock emorragico e distribuire i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato. Tuttavia, per creare il più clinicamente rilevante e significativo confronto di parziale contro completa occlusione aortica, questi cateteri devono essere testati in definitiva nella cornice di un'emorragia in corso distale. In combinazione con altri insulti traumatici, questo modello di shock emorragico possa essere estrapolato per un modello clinicamente più realistico di lesioni traumatiche16,18.
Strategie di rianimazione dopo le lesioni traumatiche nei modelli animali variano ampiamente. Mentre alcuni sono fautori del 'la risposta ai fluido'-Guida requisiti per rianimazione in corso28, altri propongono soglie oggettive per l'amministrazione fluida boli e vasopressori21,26. In questo studio, abbiamo impiegato le soglie per determinare la somministrazione in bolo fluido e vasopressori utilizzano per la loro facilità di riproducibilità. Anche se 'la risposta ai fluido' replica pratica clinica, soglie oggettive per la somministrazione di fluidi e vasopressori possono limitare un'ampia variabilità e la soggettività dei requisiti di rianimazione in modelli di shock emorragico.
Per anni, suina è stati utilizzati in vari modelli di shock emorragico che hanno fornito l'opportunità di testare una vasta gamma di trattamento strategie11,12,13,16,17, 19,20,21,30. Tuttavia, è importante rendersi conto che suina non è il perfetto modello animale e cambiamenti fisiologici non esattamente traduzione in esseri umani. Ad esempio, alcuni ricercatori possono raccomandare lo splenectomy prima lo shock emorragico per meglio imitare la fisiologia umana, anche se questo è argomento controverso31.
In conclusione, questo protocollo dimostra il fondamento di base per la replica di un modello di shock emorragico nei suini e per la distribuzione di cateteri per occlusione aortica dell'aerostato. I risultati di uno studio che ha utilizzato un modello simile di shock emorragico sono attualmente in uso negli studi clinici di fase II indagando il ruolo dell'acido valproico (VPA) in lesioni traumatiche16,19,32, 33 , 34. Inoltre, da sottolineare è l'importanza del ruolo dei cateteri per occlusione aortica dell'aerostato nell'epoca attuale. I cateteri per occlusione aortica dell'aerostato non hanno solo trovato un'applicazione in shock emorragico, essi vengono anche utilizzati in chirurgia cardiaca e vascolare, così come nelle procedure chirurgiche elettive ad alto rischio dove un controllo del flusso aortico è utile in un altro circostanza devastante. Nel complesso, riteniamo che il modello di suina di shock emorragico descritto e l'occlusione aortica dell'aerostato sono altamente rilevanti e può essere impiegati in un gran numero di studi sperimentali.
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Disclosures
Questo lavoro è supportato dallo US Army Medical Research di Materiel Command sotto contratto n. W81XWH-16-C-0102. Le viste, opinioni e/o conclusioni contenute nella presente relazione sono quelle degli autori e non dovrebbero essere interpretate come un reparto di ufficiale dell'esercito posizione, politica o della decisione a meno che così designato da altra documentazione.
Acknowledgments
Vorremmo riconoscere Rachel O'Connell e Jessica Lee per la loro assistenza con gli studi sugli animali. Vorremmo anche riconoscere il maggiore generale Harold Timboe, MD, MPH, esercito degli Stati Uniti (RET.), che è stato consigliere e mentore per questo progetto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Yorkshire-Landrace Swine | Michigan State University Veterinary Farm | ||
| Anesthesia: Telazol | Pfizer | Dose: 2-8 mg/kg; IM | |
| Anti-cholinergic: Atropine | Pfizer | Dose: 1mg, IM | |
| Anesthesia: Isoflurane | Baxter | Dose: 1-5%, INH | |
| Betadine | Humco | ||
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | |
| Datex-Aespire Anesthesia Machine | GE Healthcare | 7900 | |
| Endotracheal tube | DEE Veterinary | 20170518 | Appropriate size for animal (6.5 or 7.0F) |
| Laryngoscope | Miller | 85-0045 | |
| Stylet | Hudson RCI | 5-151--1 | |
| Jelco 20G IV Catheter | Smiths Medical | 4054 | |
| Operating Room Monitor (Vital Signs Monitor) | SurgiVet Advisor | V9201 | May require at least 2 |
| Surgical Gowns | Kimberly Clark | 90142 | Use appropriate size for surgeon. |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Use appropriate size for surgeon. |
| Cautery Pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Sunction tip: Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Bovie Aaron 1250 Electrocautery Unit | Bovie Medical Co. FL | BOV-A1250U | |
| Salpel Blade - Size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Scalpel Handle | Martin | 10-295-11 | |
| Debakey Forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Weitlander Retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Mayo Scissors | Roboz | RS-76870SC | |
| Army-navy Retractor | Teleflex | 164715 | |
| Mixter Right-angle Forceps | Teleflex | 175073 | |
| 5F (1.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35" Guidewire | Boston Scientific | 16035-05B | |
| 8F (2.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35'' Guidewire | Boston Scientific | 16035-08B | |
| 20G angled Introducer Needle | Arrow | AK-09903-S | |
| 14F (4.78 mm) 13 cm Insertion Sheath with 10F dilator | Cook Medical | G08024 | |
| 2-0 Silk 18'' 45 cm | Ethicon | A185H | |
| 3-0 Vicryl 36'' 90 cm | Ethicon | J344H | |
| 3-0 Nylon 18'' 45 cm | Ethicon | 663G | |
| 4-0 Prolene 30'' 75 cm | Ethicon | 8831H | |
| 20 ml syringe | Metronic/Covidien | 8881512878 | |
| 3 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180300555 | |
| 6 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180600777 | |
| 1000ml 0.9% Saline | Baxter | 2B1324X | |
| Foley Catheter (18F 30 cc) | Bard | 0166V18S | |
| Urinary Drainage Bag | Bard | 154002 | |
| 9F 10 cm Insertion Sheath | Arrow | AK-09903-S | |
| Swan-Ganz pulmonary artery catheter (8F) | Edwards Lifesciences co. CA | 746F8 | |
| Carotid Flow Probe System | Transonic, Ithaca, NY | 3, 4, or 6 mm probes | |
| SABOT catheter | Hayes Inc. | ||
| CODA balloon catheter | Cook Medical | 8379144 | |
| Ultrasound, M-Turbo | SonoSite | ||
| Amplatz Stiff Guidewire (0.035 inch, 260 cm) | Cook Medical | G03460 | |
| Arterial Blood Gas Syringes | Smiths Medical | 4041-2 | |
| Arterial Blood Gas Analyzer | Nova Biochemical | ABL800 | |
| Masterflex Pump | Cole Palmer | HV-77921-75 | |
| Blood Collection Bags | Terumo | 1BBD606A | |
| Macro IV drip set | Hospira | 12672-28 | |
| Pentobarbital | Pfizer | Dose: 100 mg/kg; IV | |
| Eppendorf Tubes | Sorenson | 11590 | |
| 50 cc conical tubes | Falcon | 352097 | |
| Formalin | Fisherbrand | 431121 | |
| Bair Hugger Normothermia System | Arizant Healthcare, Inc. |
References
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